مقالة منهجية

التصور ثلاثي الأبعاد للأوعية اللمفاوية في جلد الإنسان وتغيراتها الهيكلية أثناء الوذمة اللمفية

DOI:

10.3791/69972

⸱

فبراير 13, 2026

 ,  ,  ,  , 
1MIRAI Technology Institute, Shiseido Co., Ltd., 2Department of Plastic, Reconstructive, and Aesthetic Surgery, Chiba University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هنا، تم تحقيق تصور ثلاثي الأبعاد لبنية الأوعية اللمفاوية في جلد الإنسان باستخدام المجهر الكونفوكالي أو اللوحي الضوئي بعد تطبيق ثلاث تقنيات مميزة لتنظيف الأنسجة. توفر الجمع بين هذه الطرق مع التلوين الكيميائي المناعي النسجي رؤية حول التغيرات الوظيفية في الأوعية اللمفاوية أثناء تطور الوذمة اللمفية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الأوعية اللمفاوية للجلد، التي تتكون من الشعيرات الدموية وأوعية التجمع، لها أدوار رئيسية في إزالة النفايات والاستجابات المناعية، وهي ضرورية للحفاظ على توازن الأنسجة. ومع ذلك، فإن جلد الإنسان، بطبقاته الثلاث — البشرة، الأدمة، والدهون تحت الجلد — يحتوي على مصفوفة خارج الخلية كثيفة غنية بالكولاجين، مما يجعل تصور الشبكات اللمفاوية في ثلاثة أبعاد أمرا صعبا. لمعالجة هذا القيد، تقدم هذه الورقة ثلاث طرق مميزة، كل منها مصممة لتناسب جزيئات محددة ذات اهتمام وأهداف تجريبية، لتصوير اللمفاويات الجلدية البشرية ثلاثية الأبعاد باستخدام كواشف تنظيف الأنسجة مع المجهر الكونفوكالي أو المجهر الضوئي. من خلال استهداف جزيئات الوصلات اللاصقة في خلايا البطانة اللمفاوية عبر الكيمياء المناعية، تم تقييم التغيرات الهيكلية ذات الدلالات الوظيفية الواضحة، خاصة إعادة تشكيل الوصلات الدموية الشبيهة بالزر إلى السحاب، في أنسجة الجلد المستمدة من مرضى المصابين بالوذمة اللمفية الثانوية. تكشف هذه التقنية البصرية ثلاثية الأبعاد عن هياكل وعائية لا يمكن تمييزها من خلال تحليل مقطع الأنسجة التقليدي، مما يعزز فهم بنية الأوعية اللمفاوية ووظيفتها.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هناك اهتمام متزايد بوظيفة الأوعية اللمفاوية منذ الاعتراف بدورها في الحفاظ على توازن الجلد، إلى جانب تورطها المعروف في انتشار السرطان 1,2. تنقسم الأوعية اللمفاوية هيكليا إلى شعيرات دموية وأوعية تجمع، ولكل منها خصائص مميزة. تتكون الشعيرات الدموية اللمفاوية من بنية ذات طبقة واحدة تتكون من خلايا بطانة الغلاف اللمفاوي، وتعمل كمواقع أولية لجمع السوائل البينية، ومنتجات الفضلات، والخلايا المناعية. على النقيض من ذلك، تتمتع الأوعية اللمفاوية المجمعة ببنية ذات طبقتين مع خلايا عضلية ملساء تحيط بطبقة البطانة اللمفاوية، مما يمكن من نقل السائل اللمفاوي النشط الذي تجمعه شبكة الشعيرات الدموية نحو الدورة الدموية المركزية3. تم استخدام نماذج الفئران لتوضيح الخصائص الهيكلية، خصوصا الأوعية اللمفاوية القصبية، وكشفت كيف أن الظروف الالتهابية تحفز إعادة تشكيل هيكلية4. أظهرت أبحاث سابقة أن الالتهاب الناتج عن الأشعة فوق البنفسجية يسبب توسعا غير طبيعي للشعيرات الدموية اللمفاوية، مما يؤثر على وظيفة جمع السوائل فيها. تم تحديد الآليات الجزيئية وراء هذا الخلل، مما أظهر بشكل خاص أن زيادة تعبير VEGF-A مع انخفاض تعبير VEGF-C هي التي تدفع هذه التغيرات الهيكلية 5,6,7.

بينما طورت تقنيات التصور ثلاثي الأبعاد بشكل كبير فهم الشبكة اللمفاوية في نماذج الفئران 8,9، ظل التحليل البنيوي المماثل للأوعية اللمفاوية البشرية تحديا. تنشأ هذه الفجوة التحليلية من صعوبات العمل مع الأنسجة البشرية، بما في ذلك محدودية توفر العينات والقضايا التقنية المتعلقة بتحقيق تصوير ثلاثي الأبعاد شامل. على وجه الخصوص، يتميز الجلد ببنية ثلاثية الطبقات يتكون من البشرة والأدمة والدهون تحت الجلد، ويعمل كحاجز للمحيط الخارجي، مما يشكل تحديات أكبر من الأعضاء الرخوة الأخرى. علاوة على ذلك، يواجه جلد الإنسان تحديات تحليلية واضحة مقارنة بنماذج الفئران، بما في ذلك زيادة سمك الأنسجة، مما يعيق الاختراق العميق. بالإضافة إلى ذلك، فإن مكونات المصفوفة خارج الخلية الوفيرة، وخاصة الكولاجين، إلى جانب التغيرات الهيكلية المرتبطة بالعمر، تخلق حواجز بصرية تقلل من فعالية تقنيات تنظيف الأنسجة الناشئة التي أحدثت ثورة في التصوير اللمفاوي في الفئران.

تم اختبار عوامل تنظيف الأنسجة المختلفة سابقا لرؤية الشعيرات الدموية الجلدية البشرية، مما أثبت توافقها مع الأنسجة11. بعد هذا العمل، تم استخدام كواشف تنظيف الأنسجة بنجاح لرؤية الأوعية اللمفاوية الجلدية البشرية في ثلاثة أبعاد12. من خلال التركيز على وصلات الالتصاقات لخلايا البطانة اللمفاوية، تم تحديد التغيرات الهيكلية في الأوعية اللمفاوية المرتبطة بتطور الوذمة اللمفاوية13. الغرض من هذا المقال هو وصف إجراءات التصوير ثلاثي الأبعاد للأوعية اللمفاوية الجلدية البشرية باستخدام مزيج من ثلاث تقنيات لتنظيف الجلد، إلى جانب المجهر الكونفوكلي والمجهر الخفيف الصفائح، والتلوين المناعي الكيميائي النسجي المصمم لأهداف بحثية محددة. في هذه الدراسة، على الرغم من أننا نركز فقط على أنسجة الجلد البشري الطازجة التي تم تثبيتها في يوم الاستئصال ولم تمر بدورات تجميد ذوبان، إلا أن هذه التقنيات توفر رؤى ليس فقط حول التغيرات الهيكلية للأوعية اللمفاوية أثناء المرض والشيخوخة، بل أيضا التغيرات الوظيفية المرتبطة بها.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم الحصول على عينات جلدية من أشخاص من مستشفى جامعة تشيبا (تشيبا، اليابان). تمت الموافقة على جميع الإجراءات التي تشمل البشر من قبل مجلس المراجعة المؤسسية لمستشفى جامعة تشيبا ومركز شيسيدو العالمي للابتكار، وتم تقديم موافقة مكتوبة مستنيرة لجميع المشاركين. المواد المستخدمة والمواد المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. المعالجة المبدئية لعينات الجلد البشري

  1. إزالة الأنسجة تحت الجلد من العينات المستبعدة عند الحصول عليها.
    ملاحظة: الفترة بين استئصال الجلد والاكتساب كانت تقريبا ه. أثناء النقل، يغمر النسيج في DMEM ويحفظ على أكياس الثلج.
  2. ضع العينات بحيث يكون الجانب الجلدي للأسفل على صفيحة ساخنة بدرجة حرارة 60 درجة مئوية لمدة 45 ثانية لفصل البشرة عن الأدمة.
  3. اغمر العينات فورا في PBS البارد جدا.
  4. افصل بين البشرة والأدمة باستخدام الملقط.
  5. ثبت الأجزاء الجلدية في بارافورمالديهايد بنسبة 4٪ عند 4°C لمدة 16 ساعة، ثم اغسله ب PBS قبل الاستخدام.
    ملاحظة: بعد التثبيت، تم تخزين العينات في PBS عند 4 درجات مئوية، وبدأت خطوات التلوين المناعي خلال أشهر.
    تحذير: محلول PFA سام. يجب أن يتم جميع التحضيرات والتعامل مع الغطاء البخاري مع ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة.

2. صبغ المناعة على التركيب الكامل مع مواد تطهير

  1. تقنية iDISCO
    1. قم بقص العينات إلى حوالي 5 مم × 5 مم × 5 مم.
    2. انقل العينات إلى 5٪ ترايتون X-100 و2.5٪ توين 20 في PBS على جهاز هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 24 درجة مئوية لمدة 16 ساعة للنفاذية.
    3. اغسل العينات ب PBS على حرارة 24 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة، مع تكرار العملية ثلاث مرات.
    4. اغمر العينات في مخزن حجب جديد جاهز A (1٪ BSA، 0.1٪ Tween 20، 0.03٪ أزيد الصوديوم في PBS) على هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 24 °م لمدة 72 ساعة.
    5. حضن العينات مع الأجسام المضادة الأولية ضد بودوبلانين (1:100) في مخزن حاجز A على هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 37 درجة مئوية لمدة 72 ساعة.
    6. اغسل العينات باستخدام محلول الغسيل A (0.1٪ Tween-20 في PBS) عند 24 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة، مع تكرار العملية ثلاث مرات. ثم حافظ على العينات في مخزن الغسيل A على هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 4 درجات مئوية لمدة 72 ساعة.
    7. حضن العينات بجسم مضاد ثانوي ضد IgG للفأر مرتبط ب Alexa Fluor 647 (1:1000) في مخزن حاجز A على هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 37 درجة مئوية لمدة 72 ساعة.
    8. كرر الخطوة 1.6.
    9. حضن العينات ب 50٪ MeOH عند 24 درجة مئوية لمدة 3 ساعات.
    10. حضن العينات بنسبة 70٪ MeOH عند 24 درجة مئوية لمدة 3 ساعات.
    11. حضن العينات بنسبة 100٪ MeOH عند 24 درجة مئوية لمدة 16 ساعة.
    12. حضن العينات بثناء الكلور الميثان عند حرارة 24 درجة مئوية لمدة 15 دقيقة، مع تكرار العملية مرتين.
    13. نظف العينات بإيثر الديبنزيل عند 24 درجة مئوية لمدة 16 ساعة.
      ملاحظة: إذا لم تصبح الأنسجة شفافة في هذه المرحلة، فإن الانتظار الإضافي لن يؤدي إلى تحسن ملحوظ.
    14. التقط صورا للعينات باستخدام مجهر من صفائح الضوء.
      ملاحظة: استخدم ورقة ضوء مع هدف EC Plan-Neofluar 5×/0.16؛ ضبط الإضاءة (الإثارة) على 63 نانومتر والكشف على 648 نانومتر؛ الحصول على مكدس Z بحجم خطوة 5.8 ميكرومتر.
      تحذير: الميثانول، ثنائي كلوروميثان، وإيثر الديبنزيل خطرات. يجب أن يتم جميع التحضيرات والتعامل مع الغطاء البخاري مع ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة.
  2. كاشف Rapiclear 1.52
    1. قم بقص العينات إلى حوالي 5 مم × 5 مم × 2 مم.
    2. انقل العينات إلى 2٪ Triton-X 100 في PBS على جهاز هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 24 °م لمدة 16 ساعة للنفاذ.
    3. اغمر العينات في محلول حاجز جديد جاهز ب (5٪ مصل حمار و1٪ تريتون-X 100 في PBS) على جهاز هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 4 درجات مئوية لمدة 16 ساعة.
    4. حضن العينات مع الأجسام المضادة الأولية ضد بودوبلانين وVE-كاديرين (كلاهما عند 1:100) في حاجز حاجز B على هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 4 درجات مئوية لمدة 72 ساعة.
    5. غسل العينات باستخدام مخزن الغسيل B (3٪ NaCl و0.2٪ Triton-X 100 في PBS) عند 24 درجة مئوية لمدة ساعة، مع تكرار العملية ثلاث مرات. ثم، حافظ على العينات في مخزن الغسيل B على هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 4 °م لمدة 16 ساعة.
    6. اغسل العينات بزيت PBS على حرارة 24 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة.
    7. حضن العينات بأجسام مضادة ثانوية ضد IgG الفأر وIgG الأرنب، مرتبطين بأليكسا فلور 647 و568 على التوالي (كلاهما عند 1:1000)، في حجب المخزن B على هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 4 درجات مئوية لمدة 16 ساعة.
    8. كرر الخطوات 1.5. و1.6.
    9. نظف العينات بحجم عينة أكبر بخمسة أضعاف حجم العينة من Rapiclear 1.52 على الأقل عند 24 درجة مئوية لمدة 16 ساعة.
      ملاحظة: لوحظ تطهير المناطق الطرفية من النسيج خلال أقل من ساعة واحدة.
    10. قم بتضمين العينات التي تم إزالتها في غرفة جل بولي ديميثيل سيلوكسان موضوعة على غطاء مع كاشف Rapiclear 1.52 طازج.
    11. صور العينات باستخدام المجهر الكونفوكلي.
      ملاحظة: استخدم مجهر كونفوكال مع هدف Plan-Apochromat 10×/0.45 M27؛ ضبط الإثارة عند 633 نانومتر و561 نانومتر، ونطاق الكشف بين 641-754 نانومتر و566-628 نانومتر، مع كاشف GaAsP؛ الحصول على مكدس Z بحجم خطوة 3.15 ميكرومتر.
  3. تقنية CUBIC
    1. قم بقص العينات إلى حوالي 5 مم × 5 مم × 3 مم في الحجم.
    2. اغمر العينات في 50٪ CUBIC-L عند 24 درجة مئوية لمدة 24 ساعة كعلاج مسبق لإزالة الدهون.
    3. نقل العينات إلى 100٪ CUBIC-L على جهاز هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 37 درجة مئوية لمدة 7 أيام لإزالة الدهون.
    4. اغسل العينات ب PBS على درجة حرارة الغرفة لمدة 24 ساعة.
    5. اغمر العينات في حاجز حاجز A الجاهز حديثا على هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 24 درجة مئوية لمدة 72 ساعة.
    6. حضن العينات بالأجسام المضادة الأولية ضد VE-كاديرين، بودوبلانين، وCD31 (1:100، 1:100، و1:200 على التوالي) في حاجز A على هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 37 درجة مئوية لمدة 72 ساعة.
    7. اغسل العينات باستخدام مخزن الغسيل A على حرارة 24 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة. كرر العملية ثلاث مرات، ثم حافظ على العينات في مخزن الغسيل A على هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 4 درجات مئوية لمدة 72 ساعة.
    8. حضن العينات بالأجسام المضادة الثانوية ضد IgG الفأر، وIgG الأرنب، وIgG الأغنام، المتوافقة مع أليكسا فلور 647، 568، و488 على التوالي (جميعها عند 1:1000)، في مخزن حجب A على هزاز مداري مضبوط على 50 دورة في الدقيقة عند 37 درجة مئوية لمدة 72 ساعة.
    9. كرر الخطوة 3.7.
    10. قم بتنظيف العينات مسبقا ب 50٪ CUBIC-R+(M) عند 24 °م لمدة 16 ساعة.
    11. نظف العينات ب 100٪ CUBIC-R+(M) عند 24 °م لمدة 16 ساعة.
      ملاحظة: إذا لم تصبح الأنسجة شفافة في هذه المرحلة، فإن الانتظار الإضافي لن يؤدي إلى تحسن ملحوظ.
    12. صور العينات باستخدام المجهر الكونفوكلي.
      ملاحظة: استخدم مجهر كونفوكال مع هدف Plan-Apochromat 20×/0.8 M27؛ ضبط الإثارة عند 633 نانومتر، 561 نانومتر، و488 نانومتر، ونطاق الكشف بين 641-754 نانومتر، 566-628 نانومتر، و479-550 نانومتر، مع كاشف GaAsP؛ الحصول على مكدس Z بحجم خطوة 0.78 ميكرومتر.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الفرق في نفاذ الضوء للأنسجة الجلدية البشرية التي تم نقاؤها مع البشرة وبدون البشرة
يظهر الشكل 1 صورا ممثلة لعينات جلد بشري مع وبدون بشرة، بعد النفاذية والتنظيف باستخدام كاشف Rapiclear 1.52. إزالة الجلد تعزز شفافية الأنسجة عن طريق إزالة الميلانين، وهو ماص قوي للضوء، كما يؤكد ذلك زيادة وضوح الخط الأسود تحت العينات.

التصور الثلاثي الأبعاد على المستوى الكبير للأوعية اللمفاوية في جلد الإنسان
من خ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد التصور ثلاثي الأبعاد لشبكات اللمفاوم في الأنسجة البيولوجية أمرا بالغ الأهمية لفهم خصائصها الهيكلية ووظائفها الفسيولوجية، بالإضافة إلى التغيرات المرضية. يقدم هذا البروتوكول ثلاث طرق مميزة لتنظيف الأنسجة محسنة لأنسجة جلد الإنسان، كل منها مصمم لأهداف رصدية محددة.

يعتبر إزالة البشرة خطوة حاسمة لإزالة الميلانين، الذي يقلل من شفافية الأنسجة ويتداخل مع التقييم النسيجي19. تماشيا مع ذلك، أظهر تلطيخ المناعي لعينات الجلد البشرية مع بقاء البشرة...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ك.ت.، إي.جي.، إن.آي.، وك.ك. هم موظفون في شركة شيسيدو المحدودة.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الأجسام المضادة المضادة ل CD31R& دي سيستمزAF806التخفيف عند 1:200
الأجسام المضادة المضادة لبودوبلانينداكوM3619التخفيف عند 1:100
الجسم المضاد المضاد ل VE-كاديرينتقنية الإشارة الخلوية#2500التخفيف عند 1:100
CUBIC-Lطوكيو للصناعة الكيميائيةT3740
CUBIC-R+(M)طوكيو للصناعة الكيميائيةT3741
DMEM، انخفاض الجلوكوز، البيروفاتثيرمو فيشر ساينتيفيك11885084
الأجسام المضادة الثانوية المضادة للفئران IgG (H+L) من نوع Donkey Anti-Moate IgG (H+L) عالية الامتصاص، Alexa Fluor 647ثيرمو فيشر ساينتيفيكA-31571التخفيف عند 1:1000
الأجسام المضادة الثانوية المضادة للأرانب الحمار (H+L) ذات امتصاص متقاطع عالي، أليكسا فلور 568ثيرمو فيشر ساينتيفيكA10042التخفيف عند 1:1000
الجسم المضاد الثانوي الممتص عبر الغلاف المضاد للخراف الحمار، أليكسا فلور 488ثيرمو فيشر ساينتيفيكA-11015التخفيف عند 1:1000
Rapiclear 1.52مختبر سونجينRC152001
مجهر زايس لايتشيت Z.1كارل زايس
مجهر الليزر الكونفوكال ZEISS LSM 880كارل زايس

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Skobe, M., Detmar, M. Structure, function, and molecular control of the skin lymphatic system. J Investig Dermatol Symp Proc. 5 (1), 14-19 (2000).
  2. Yang, Y., Wang, X., Wang, P. Signaling mechanisms underlying lymphatic vessel dysfunction in skin aging and possible anti-aging strategies. Biogerontology. 24 (5), 727-740 (2023).
  3. Oliver, G., Kipnis, J., Randolph, G. J., Harvey, N. L. The Lymphatic Vasculature in the 21st Century: Novel Functional Roles in Homeostasis and Disease. Cell. 182 (2), 270-296 (2020).
  4. Baluk, P., McDonald, D. M. Imaging Lymphatics in Mouse Lungs. Methods Mol Biol. 1846, 161-180 (2018).
  5. Kajiya, K., Hirakawa, S., Detmar, M. Vascular endothelial growth factor-A mediates ultraviolet B-induced impairment of lymphatic vessel function. Am J Pathol. 169 (4), 1496-1503 (2006).
  6. Kajiya, K., Detmar, M. An important role of lymphatic vessels in the control of UVB-induced edema formation and inflammation. J Invest Dermatol. 126 (4), 919-921 (2006).
  7. Sawane, M., Kidoya, H., Muramatsu, F., Takakura, N., Kajiya, K. Apelin attenuates UVB-induced edema and inflammation by promoting vessel function. Am J Pathol. 179 (6), 2691-2697 (2011).
  8. Kirschnick, N., et al. Rapid methods for the evaluation of fluorescent reporters in tissue clearing and the segmentation of large vascular structures. iScience. 24 (6), 102650(2021).
  9. Orlich, M., Kiefer, F. A qualitative comparison of ten tissue clearing techniques. Histol Histopathol. 33 (2), 181-199 (2017).
  10. Tainaka, K., et al. Whole-body imaging with single-cell resolution by tissue decolorization. Cell. 159 (4), 911-924 (2014).
  11. Kajiya, K., Bise, R., Commerford, C., Sato, I., Yamashita, T., Detmar, M. Light-sheet microscopy reveals site-specific 3D patterns of the cutaneous vasculature and pronounced rarefication in aged skin. J Dermatol Sci. 92 (1), 3-5 (2018).
  12. Sawane, M., et al. Apelin provides an alternative function to estrogen in regulating lymphatic vascular integrity. J Dermatol Sci. 111 (3), 124-127 (2023).
  13. Itai, N., et al. Lymphangiogenesis and lymphatic zippering in skin associated with the progression of lymphedema. J Invest Dermatol. 144 (3), 659-668.e7 (2024).
  14. Breiteneder-Geleff, S., et al. Podoplanin-a specific marker for lymphatic endothelium expressed in angiosarcoma. Verh Dtsch Ges Pathol. 83, 270-275 (1999).
  15. Suami, H., Scaglioni, M. F. Anatomy of the lymphatic system and the lymphosome concept with reference to lymphedema. Semin Plast Surg. 32 (1), 5-11 (2018).
  16. Avraham, T., et al. Fibrosis is a key inhibitor of lymphatic regeneration. Plast Reconstr Surg. 124 (2), 438-450 (2009).
  17. Giannotta, M., Trani, M., Dejana, E. VE-cadherin and endothelial adherens junctions: active guardians of vascular integrity. Dev Cell. 26 (5), 441-454 (2013).
  18. Newman, P. J., et al. PECAM-1 (CD31): cloning and relation to adhesion molecules of the immunoglobulin gene superfamily. Science. 247 (4947), 1219-1222 (1990).
  19. Bhutto, I. A., et al. Visualization of choroidal vasculature in pigmented mouse eyes from experimental models of AMD. Exp Eye Res. 238, 109741(2024).
  20. Cichoń, M. A., Elbe-Bürger, A. Epidermal/Dermal separation techniques and analysis of cell populations in human skin sheets. J Invest Dermatol. 143 (1), 11-17.e8 (2023).
  21. Takahashi, K., et al. An analysis modality for vascular structures combining tissue-clearing technology and topological data analysis. Nat Commun. 13 (1), 5239(2022).
  22. Susaki, E. A., et al. Advanced CUBIC protocols for whole-brain and whole-body clearing and imaging. Nat Protoc. 10 (11), 1709-1727 (2015).
  23. Susaki, E. A., et al. Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis. Cell. 157 (3), 726-739 (2014).
  24. Tainaka, K., et al. Chemical landscape for tissue clearing based on hydrophilic reagents. Cell Rep. 24 (8), 2196-2210.e9 (2018).
  25. Banerji, S., et al. LYVE-1, a new homologue of the CD44 glycoprotein, is a lymph-specific receptor for hyaluronan. J Cell Biol. 144 (4), 789-801 (1999).
  26. Wigle, J. T., Oliver, G. Prox1 function is required for the development of the murine lymphatic system. Cell. 98 (6), 769-778 (1999).
  27. Johnson, L. A., et al. Inflammation-induced uptake and degradation of the lymphatic endothelial hyaluronan receptor LYVE-1. J Biol Chem. 282 (46), 33671-33680 (2007).
  28. Pechtimaldjian, L., et al. Skin-iDISCO+: An optimized tissue-clearing and labeling protocol for morphometric analysis of human cutaneous vasculature. STAR Protoc. 6 (1), 103524(2024).
  29. Hägerling, R., et al. VIPAR, a quantitative approach to 3D histopathology applied to lymphatic malformations. JCI Insight. 2 (16), e93424(2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Lymphatic VesselsHuman SkinThree Dimensional VisualizationLymphedemaTissue ClearingConfocal MicroscopyLight Sheet MicroscopyImmunohistochemistryCapillary JunctionsLymphatic Endothelial Cells

مقالات ذات صلة