يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

نموذج إصابة حرارية باستخدام التردد الراديوي أحادي القطب على العصب الوركي في الفئران

201 مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/69998

⸱

أبريل 3, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pain Management, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, 2National Medical Center for Neurological Diseases, 3National Clinical Research Center for Geriatric Diseases

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

طبقت هذه الدراسة أنظمة الترددات الراديوية على الأعصاب النسابية للفئران، مما أسس نموذج استئصال الترددات الراديوية لإصابة الأعصاب الحرارية. يحل هذا النهج قضايا القابلية للتحكم في نماذج إصابات الأعصاب الطرفية الحرارية لدى الفئران، ويوفر طريقة نمذجة عملية للبحث حول إصلاح إصابات الأعصاب والألم العصبي.

الملخص

غالبا ما تؤدي إصابة العصب الطرفي إلى ألم عصبي وتحفز عمليات إصلاح الأعصاب. بينما أصبحت نماذج الإصابات الجسدية القابلة للتحكم راسخة الآن، لا تزال نماذج الإصابات الحرارية الحالية استكشافية وتظهر ضعف في السيطرة. في الممارسة السريرية، تستخدم أنظمة الاستئصال بالترددات الراديوية (RFA) بشكل متكرر لإحداث إصابة حرارية للأنسجة والأعصاب. RFA هو وسيلة علاجية ثبت أنها تمنع انتقال الألم بفعالية عن طريق إحداث ضرر حراري للأعصاب. يمكن تعديل مدى الاستئصال عن طريق تعديل معايير محددة، بالإضافة إلى درجة التنميل والخلل الحركي في منطقة توزيع العصب المتأثرة. استخدمت هذه الدراسة نظام تردد راديوي أحادي القطب لإنشاء نموذج ثابت وقابل للتحكم في إصابة الأعصاب في العصب الوركي للفئران عن طريق تطبيق 75°C لمدة 30 ثانية. لوحظ ارتفاع كبير في عتبة الانسحاب الميكانيكي (MWT) من اليوم 7 إلى 14 بعد الجراحة، مع حدوث التعافي بحلول اليوم 28. يعالج هذا البحث الفجوة الحالية في نماذج إصابات الأعصاب الناتجة عن RFA، ويكرر الضرر العصبي الذي لوحظ سريريا بعد إجراءات RFA، ويوفر إطارا منهجيا للدراسات اللاحقة حول إصابات الأعصاب الناتجة عن RFA.

المقدمة

يمثل الألم العصبي تحديات مستمرة في الإدارة السريرية، حيث لا تزال آليات الألم قيد الدراسة. لدراسة الآليات الجزيئية والخلوية للألم العصبي، تم استخدام ربط العصب الشوكي (SNL)1، الإصابة التضيقية المزمنة (CCI)2، الربط الجزئي للعصب الوركي (pSNL)3، وقطع العصب الوركي (SNT)4، وإصابة العصب الخالي من العصب (SNI)5 بنجاح في القوارض لمحاكاة إصابات الأعصاب الطرفية. لتعزيز قابلية التحكم واستقرار النموذج، اقترحت دراسات سابقة تحسينات مثل مقاييس الضغط والضرر الانتقائي، وقد تم تنفيذها.

على الرغم من أن تقنية الترددات الراديوية حققت نتائج سريرية إيجابية، إلا أنها ترتبط أيضا بعدة آثار جانبية. على سبيل المثال، يمكن أن يسبب الاستئصال بالترددات الراديوية (RFA)، الذي يستخدم لعلاج الارتسام الدموي أثناء الجراحة6، ضررا حراريا للأنسجة المحيطة ويشكل خطرا لإصابة حرارية للأعصاب الطرفية بسبب ارتفاع درجة حرارة طرف الجهاز7. بالإضافة إلى ذلك، يقلل RFA لعلاج ألم الأعصاب الثلاثي التوائم8، والألم العصبي بعد الهربس9، وغيرها من حالات الألم العصبي العصبي الألم الأولي بعد الجراحة، لكنه يصاحبها تنميل طويل الأمد بعد العملية في المنطقة المعصبة، فرط ألم سطحي، وأزعاج أخرى10,11. وبالتالي، بدأت الأبحاث حول الإصابات الحرارية للأعصاب الطرفية تحظى باهتمام تدريجي. ومع ذلك، تفتقر النماذج الحيوانية الحالية إلى القدرة على التحكم بدقة في درجة حرارة ومدة وموقع الإصابة الحرارية، مما يحد من التجانس في شدة الإصابة.

استخدمت دراسات سابقة قضبان موصلة للحرارة متصلة بحمام ماءبدرجة حرارة ثابتة 12 أو مضخة ماء ساخن لحقن الماء الساخن في أنبوب مطاطي متصل مباشرة بالعصب13، بهدف محاكاة التأثيرات الحرارية لل RFA على إصابة الأعصاب. ومع ذلك، فإن نماذج الإصابات الحرارية السابقة تسببت فقط في تلف حراري، مما ألغى تأثير تيار الترددات الراديوية ومعاييره على الأعصاب. ما إذا كان الضرر الناتج عن RFA ناتجا فقط عن التأثيرات الحرارية، أو ما إذا كانت عوامل مثل تغيرات معلمات الترددات الراديوية تؤثر أيضا بشكل واضح على الأعصاب، يبقى أمرا قيد الاستكشاف. إن نقص النماذج الحيوانية الحالية التي تستخدم أنظمة التخثر الحراري بالترددات الراديوية لإصابة الأعصاب يعيق تقدم الأبحاث حول تلف الأعصاب المرتبط ب RFA. استخدمت هذه الدراسة مباشرة نظام RFA أحادي القطب لمحاكاة إصابة الأعصاب المرتبطة بإجراءات RFA في البيئات السريرية عن طريق تحفيز إصابة RFA على الأعصاب النسابية للفئران. يوفر مرجعا منهجيا للأبحاث الأساسية حول إصابة RFA للأعصاب الطرفية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على تجارب الحيوانات من قبل لجنة أخلاقيات الحيوان في مركز الحيوانات التجريبية، مستشفى شوانوو، جامعة كابيتال الطبية، وأجريت وفقا لدليل المعاهد الوطنية للصحة لرعاية واستخدام الحيوانات المخبرية14. تم وضع الفئران الذكور البالغة C57BL/6 (عمرها 8–10 أسابيع، وزنها 20–25 جرام) في مجموعات (4–5 فئران في كل قفص) تحت ظروف بيئية مضبوطة (22 ± 2 درجة مئوية، 50٪–60٪ رطوبة، دورة ضوء/ظلام لمدة 12 ساعة مع إضاءة عند الساعة 07:00) مع إمكانية الوصول إلى طعام القوارض والماء القياسي. تم إجراء جميع التقييمات السلوكية خلال مرحلة الضوء بين الساعة 08:00 و12:00. تفاصيل الكواشف والبرمجيات والمعدات مدرجة في جدول المواد.

1. التخدير وتحضير الفئران

  1. تخدير الفئران عن طريق الحقن داخل الصفاق بمحلول تريبروموإيثانول بسعة 20 ملغ/مل بجرعة 0.2 مل لكل 10 جرام من وزن الجسم.
  2. غط كلتا العينين بمرهم عيون باستخدام أداة تطبيق من القطن.
  3. ضع الفئران في الوضع الجانبي الأيسر. قم بإزالة الشعر على الجانب الأيمن من الجسم (مساحة 1 سم × 1 سم) باستخدام شفرة حلاقة كهربائية (الشكل 1).
    ملاحظة: تزيد هذه الخطوة من مساحة التلامس بين الجذع واللوحة السالبة للدائرة لتسهيل تقليل مقاومة الدائرة.
  4. ضع جزءا من جذع الفأر ملامسا مع لوحة القطب السالب المعدنية في الاتجاه الأفقي الأيمن. ضع عدة قطرات من السائل الأيوني (0.9٪ NaCl أو محلول رينجر المعدل؛ انظر جدول المواد للتركيب) على منطقة التلامس بين الجذع واللوح لتعزيز التوصيلية الكهربائية.
    ملاحظة: تأكد من بقاء الرأس والوجه بعيدا عن الصفيحة السالبة لمنع التعرض غير المقصود للتيار للعينين أو الأعضاء الأخرى.
  5. ثبت الطرف الخلفي الأيسر في وضع مواجهة للأعلى مع ثني الركبة باستخدام شريط لاصق على لوحة القطب السالب. قم بإزالة الشعر من منطقة الفخذ الأيسر وتعقيم موقع الجراحة ثلاث مرات بنسبة 75٪ إيثانول.
  6. تأكد من عمق التخدير المناسب قبل المضي قدما من خلال التأكد من عدم وجود استجابة انسحابية لمنبه القرصة المطبق على الطرف الخلفي أو الذيل.
    ملاحظة: تجنب إعطاء المخدرات الموضعية (مثل الليدوكائين) أو الأدوية المضادة للالتهابات غير الستيرويدية (مثل الأسيتامينوفين) خلال فترة ما قبل العملية، حيث قد تؤثر هذه العوامل على التقييمات السلوكية العصبية بعد العملية.

2. جراحة الاستئصال بالترددات الراديوية

  1. استخدم عظم الفخذ كمرجع. استخدم المقص الدقيق لقطع شق جلدي بطول 1 سم في اتجاه المحور الطويل لعظم الفخذ، مع انتقال جانبي بمقدار 0.5 سم إلى الجانب الذيلي (الشكل 2).
  2. قم بتقشير عضلة العضلة ذات الرأسين الفخذية (BFM) على طول شق الجلد وابحث عن الجذع الرئيسي للعصب الوركي باستخدام الملقط الدقيق. ينقسم العصب الوركي بالقرب من مفصل الركبة (الشكل 3).
  3. استخدم الملقط الدقيق لتشريح جذع العصب الوركي من الأنسجة المحيطة على بعد حوالي 2 مم فوق انقسام العصب الوركي، إلى طول يقارب 5 ملم. تجنب إصابة الأوعية الدموية أثناء الانفصال السطحي.
    ملاحظة: في حالة إصابة وعائية عرضية، استخدم مسحة قطنية معقمة لامتصاص الدم واضغط الضغط المناسب لوقف النزيف. استمر في العملية بعد عدم حدوث تسرب دم لاحق.
  4. قم بتوصيل إبرة تخثر RFA بجهاز معالجة الترددات الراديوية. ضع طرف الإبرة بشكل مسطح على نسيج العضلات لاختبار المقاومة. إذا كانت المقاومة أعلى من 1 كيلو أوم، أضف سائلا أيونيا بين جسم الفأر والصفيحة السالبة باستخدام قطارة حتى تنخفض المقاومة إلى أقل من 1 كيلو أوم.
  5. ارفع العصب الوركي المنفصل بلطف بقبضة دقيقة زجاجية. ضع إبرة RFA أسفل العصب الوركي، مع وضع طرف المعدن المكشوف على بعد 3 مم من انقسام العصب الوركي (الشكل 4).
  6. اضبط معلمات الجهاز العلاجي للترددات الراديوية كما يلي: وضع التخثر الحراري، 75 درجة مئوية، 30 ثانية، تردد 2 هرتز، وعرض نبضة 1 مللي ثانية. فعل توصيل طاقة RFA.
  7. اسحب إبرة RFA بلطف. إعادة وضع العصب الوركي باستخدام الملقط لرفع نسيج العضلة. أغلق العضلة بخياطة حمض بولي غليكوليك (PGA) القابلة للامتصاص 6-0. أغلق شق الجلد بخياطة PGA ممتصة 4-0.
  8. بعد الجراحة، ضع الفئران على بطانية ماء دافئة متداولة (38 درجة مئوية) أو وسادة تسخين متحكم بها حراريا (37–38 درجة مئوية) مغطاة بورق تواليت أو منشفة للسماح للشعر بالجفاف ومنع الضرر المباشر الناتج عن الحرارة.
  9. أعد الفئران إلى القفص وانتظر التعافي من التخدير. قم بوضع البيت وفحص الجرح يوميا للتأكد من سلامته، ومراقبة كمية الطعام واستهلاك الماء والحالة العامة للجسم.

3. المجموعة التجريبية

  1. مجموعة RFA: تنفيذ بروتوكول جراحة RFA الكامل كما هو موضح في الخطوات 2.1–2.9.
  2. مجموعة الشام: تنفذ نفس الإجراءات مثل مجموعة RFA (الخطوات 2.1–2.5 و2.7–2.9)، ولكن لا تفعل تسليم نظام RFA في الخطوة 2.6. حافظ على إبرة RFA في مكانها تحت العصب الوركي لمدة 30 ثانية دون تنشيط تيار مستمر، ثم تابع الخطوة 2.7.
    ملاحظة: مجموعة شام تتحكم في الجراحة، والتخدير، والتلاعب بالأعصاب، ووضع الإبر بشكل مستقل عن الإصابة الحرارية.

4. تقييم فون فري لاختبار MWT

  1. قبل كل اختبار، ضع الفأرات عشوائيا في منصة اختبار فون فري. اترك التكيف لمدة 15 دقيقة حتى يتوقف السلوك الاستكشافي.
    ملاحظة: تتكون المنصة من شبكة معدنية بثقوب بعمق 0.6 سم × 0.6 سم في الأسفل وعدة حاويات حمراء شفافة للفئران، موضوعة في حاويات مختلفة دون أن تتداخل مع بعضها البعض.
  2. قم بإجراء تقييم فون فري باستخدام الطريقة الأعلى-للأسفل15. قم بتطبيق سلك ألياف فون فراي لتحفيز وسط نعل الكف الخلفي الأيسر بقوة كافية لإحداث انحناء طفيف. انتظر لمدة 3 ثوان أو حتى يحدث رد فعل انسحاب16 ثوان.
    ملاحظة: ابدأ الاختبار باستخدام الخيط بوزن 0.4 جرام. طبق الخيط الأعلى التالي بعد استجابة سلبية، أو الخيط الأدنى التالي بعد استجابة إيجابية. تابع لأربعة طلبات إضافية بعد التغيير الأول. في الواقع، تم تحديد خيط 2 جرام كحد أعلى في هذه الدراسة لأن ألياف فون فري رفعت الكف الأمامي عن الأرض دون إظهار استجابات هروب أو سحب.
  3. سجل الردود وحساب نسبة 50٪ MWT باستخدام حاسبة طريقة الأعلى-الأسفل (طريقة الأعلى-الأسفل لتجارب فون فري، https://bioapps.shinyapps.io/von_frey_app/).
  4. أجر اختبار فون فري في البداية (قبل العملية) وفي الأيام بعد العملية 7، 14، 21، 28، و35.

5. جمع أنسجة DRG وتلوين الفلورة المناعية

  1. في اليوم السابع بعد العملية، اجمع L4–L6 DRG من مجموعتي RFA وشام.
  2. ثبت الأنسجة في 10٪ من السكروز-بارافورمالديهايد عند 4 درجات مئوية لمدة 6–12 ساعة.
  3. قم بحماية الأنسجة ب 30٪ من السكروز-PBS عند 4 درجات مئوية طوال الليل.
  4. دمج الأنسجة في مركب درجة حرارة القطع الأمثل17.
  5. اقطع مقاطع التبريد بمقدار 13 ميكرومتر ونفخ الأقسام باستخدام مادة خافضة للتوتر السطحي غير أيوني.
  6. قم بالتصدي باستخدام كاشف حاجب وحضانه طوال الليل باستخدام الجسم المضاد متعدد النسيلات عند 4 درجات مئوية.
  7. بعد الغسيل، حضن الجسم المضاد الثانوي لمدة ساعتين في درجة حرارة الغرفة.
  8. التركيب بوسط مضاد للتلاشي.

6. التحليل الإحصائي

  1. تقديم البيانات المستمرة الموزعة بشكل طبيعي كمتوسط ± الخطأ المعياري للمتوسط (SEM).
  2. قم بإجراء مقارنات بين المجموعات باستخدام اختبار t العينات المستقلة.
  3. تحليل المقارنات داخل المجموعات عبر نقاط زمنية مختلفة باستخدام تحليل التباين بمقاييس متكررة (ANOVA).
  4. تطبيق تصحيح بونفيروني للمقارنات الزوجية بعد الوقوع بعد النتائج.
  5. معالجة جميع البيانات باستخدام برنامج إحصائي وضبط الدلالة الإحصائية عند P < 0.05.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تم تأكيد نجاح تأسيس النموذج من خلال مؤشرات أثناء العملية وبعدها. عند انتهاء المقاومة السريعة (75 درجة مئوية، 30 ثانية)، لوحظ التصاق خفيف بين طرف إبرة RFA والعصب الوركي عند الانسحاب. ينتج هذا الالتصاق عن إزالة الطبيعة والتخثر الموضعي للبروتينات في موقع التلامس، مما يشير إلى توفير طاقة حرارية مناسبة إلى جانب الاتصال المباشر بالأعصاب. قد يشير غياب الالتصاق إلى إزاحة الإبر أثناء الإجراء، مما يؤدي إلى إصابة عصبية غير متناسقة أو غير مثالية.

بعد العملية، أظهرت الفئرا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

مع التطور السريع للجراحة طفيفة التوغل، أصبحت تقنية الترددات الراديوية أكثر انتشارا 6,7,18. مع توسع تقنية الترددات الراديوية في الممارسة السريرية، ساهمت الأبحاث ذات الصلة في تسهيل اعتمادها بشكل أوسع. ومع ذلك، فإن تأثيرات تيار الترددات الراديوية على الأنسجة تتطلب المزيد من البحث، خاصة بعد تطبيق تقنية الترددات الراديوية في علاج الألم العصبي، وتتأثر جودة حياة العديد من المرضى بمضاعفات مثل التنميل بع...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

شكر وتقدير

تحظى هذه الدراسة بدعم من برنامج تقارب المواهب في مستشفى شوانوو (HZ2025PYDTR009) وصناديق كابيتال لتحسين الصحة والبحث (CFH2024-2-20111).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
غرزة 4-0جينهوان الطبيC412أغلق الجلد
غرزة 6-0جينهوان الطبيKCR631أغلق الطبقة العضلية
الجسم المضاد الثانوي أليكسا فلور 488إنفيتروجينA-11008الأجسام المضادة الثانوية
الأجسام المضادة متعددة النسيلات ATF3نوفوس بيولوجيالزNBP1-85816الأجسام المضادة متعددة النسيرات
الملقط المنحني الدقيق.بيوتايم بيوتكنولوجيFS031قطع العضلات واللفافة
وسيط تثبيت مضاد التلاشي DAPIبيوتايم بيوتكنولوجيP0131وسيط مكافحة التلاشي
عقرب الدقائق الزجاجيةيويان إنسترومنتسBLFZ10ارفع العصب
منشور جراف بادجرافباد سوفتوير ذ.م.مالإصدار 9.0صور بيانات الإخراج
المقص الصغيربيوتايم بيوتكنولوجيFS217شق الجلد المقطوع
رنين معدل' حل sالتحضير الذاتيلا يوجدلاكتات الصوديوم 3.10 ج/لتر؛ NaCl 6.00 جم/لتر؛ KCl 0.30 جم/لتر؛ CaCl2· 2H2O 0.20 جم/لتر
حامل الإبريويان إنسترومنتسY32010إبر التثبيت
حل حجب QuickBlockبيوتايم بيوتكنولوجيP0260كاشف الحظر للتألق المناعي
جهاز علاجي بالترددات الراديويةكوزمان ميديكالRFG-1Aنظام الترددات الراديوية
تروكار قطب التخثر الحراري بالتردد الراديويكوزمان ميديكالTCD-10إبرة RF معزولة
حقن رنجر لاكتات الصوديومسيتشوان  كيلون  شركة فارماسيوتيكال ،   المحدودة86902180001566سائل أيوني لتقليل المقاومة
إحصائيات SPSSشركة آي بي إمالإصدار 27.0برنامج التحليل الإحصائي
ملقط دقيق مستقيمبيوتايم بيوتكنولوجيFS027قطع العضلات واللفافة
سلك فون فراي الليفيدانميك جلوبالالجمالية سيمز-وينشتايناختبار السلوك

المراجع

  1. Schäfers, M., Cain, D. Single-Fiber Recording: in vivo and in vitro preparations. Methods in molecular medicine. Luo, Z. D. , Humana Press. Totowa, NJ. 155-166 (2004).
  2. Vissers, K., Adriaensen, H., De Coster, R., De Deyne, C., Meert, T. F. A chronic-constriction injury of the sciatic nerve reduces bilaterally the responsiveness to formalin in rats: A behavioral and hormonal evaluation. Anesth Analg. 97 (3), 520-525 (2003).
  3. Malmberg, A. B., Basbaum, A. I. Partial sciatic nerve injury in the mouse as a model of neuropathic pain: Behavioral and neuroanatomical correlates. Pain. 76 (1-2), 215-222 (1998).
  4. Moore, K. A., et al. Partial peripheral nerve injury promotes a selective loss of GABAergic inhibition in the superficial dorsal horn of the spinal cord. J Neurosci. 22 (15), 6724-6731 (2002).
  5. Cichon, J., Sun, L., Yang, G. Spared nerve injury model of neuropathic pain in mice. Bio Protoc. 8 (6), e2777(2018).
  6. Smith, T. L., Smith, J. M. Electrosurgery in otolaryngology–head and neck surgery: Principles, advances, and complications. Laryngoscope. 111 (4 Pt 1), 769-780 (2001).
  7. Advincula, A. P., Wang, K. The evolutionary state of electrosurgery: Where are we now. Curr Opin Obstet Gynecol. 20 (4), 353-358 (2008).
  8. Habib, H. E. A. A., Ellakany, M. H., Elnoamany, H., Elnaggar, A. G. Microvascular decompression versus radiofrequency ablation in trigeminal neuralgia of the maxillary and mandibular divisions. Asian J Neurosurg. 19 (2), 221-227 (2024).
  9. Zhang, H., Ni, H., Liu, S., Xie, K. Supraorbital nerve radiofrequency for severe neuralgia caused by herpes zoster ophthalmicus. Pain Res Manag. 2020, 3191782(2020).
  10. Wu, C., Lv, Y., Wang, C., Zhong, C. Efficacy of semilunar ganglion radiofrequency thermal coagulation in moderate and severe trigeminal postherpetic neuralgia and its impact on serum IL-1β and IL-6 levels. Eur J Med Res. 30 (1), 1005(2025).
  11. Gazelka, H. M., et al. Incidence of neuropathic pain after radiofrequency denervation of the third occipital nerve. J Pain Res. 7, 195-198 (2014).
  12. Dong, Y., et al. Neuropathologic damage induced by radiofrequency ablation at different temperatures. Clinics. 77, 100005(2022).
  13. Konno, S., et al. Acute thermal nerve root injury. Eur Spine J. 3 (5), 299-302 (1994).
  14. National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th ed, Natl. Acad. Press. Washington, DC. (2011).
  15. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  16. Christensen, S. L., et al. Von Frey testing revisited: Provision of an online algorithm for improved accuracy of 50% thresholds. Eur J Pain. 24 (4), 783-790 (2020).
  17. He, L., et al. A procedure for mouse dorsal root ganglion cryosectioning. J Vis Exp. (195), e65232(2023).
  18. Odell, R. C. Electrosurgery: Principles and safety issues. Clin Obstet Gynecol. 38 (4), 610-621 (1995).
  19. Zinder, D. J. Common myths about electrosurgery. Otolaryngol Head Neck Surg. 123 (4), 450-455 (2000).
  20. Al-Zain, F., Lemcke, J., Killeen, T., Meier, U., Eisenschenk, A. Minimally invasive spinal surgery using nucleoplasty: A 1-year follow-up study. Acta Neurochir (Wien). 150 (12), 1257-1262 (2008).
  21. Yu, X., et al. Changes of functional, morphological, and inflammatory reactions in spontaneous peripheral nerve reinnervation after thermal injury. Oxid Med Cell Longev. 2022, 9927602(2022).
  22. Boerboom, A., Dion, V., Chariot, A., Franzen, R. Molecular mechanisms involved in Schwann cell plasticity. Front Mol Neurosci. 10, 220(2017).
  23. Zhu, J., Luo, G., He, Q., Yao, M. Evaluation of the efficacy of unipolar and bipolar spinal dorsal root ganglion radiofrequency thermocoagulation in the treatment of postherpetic neuralgia. Korean J Pain. 35 (1), 114-123 (2022).
  24. Chang, M. C., Cho, Y. W., Ahn, S. H. Comparison between bipolar pulsed radiofrequency and monopolar pulsed radiofrequency in chronic lumbosacral radicular pain: A randomized controlled trial. Medicine. 96 (14), e6236(2017).
  25. Elemam, E. M., Abdel Dayem, O. T., Mousa, S. A., Mohammed, H. M. Ultrasound-guided monopolar versus bipolar radiofrequency ablation for genicular nerves in chronic knee osteoarthritis pain: A randomized controlled study. Ann Med Surg (Lond). 77, 103680(2022).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.