يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة بحثية

في الحياة ملاحظة غير جراحية للتغيرات الديناميكية في ساق الشعر، والميلانين، والكولاجين خلال دورة بصيلات شعر الفئران

140 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/70144

⸱

يوليو 28, 2026

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Acupuncture and Moxibustion, China Academy of Chinese Medical Sciences, 2Experimental Research Center, China Academy of Chinese Medical Sciences, 3School of Life Science, Beijing University of Chinese Medicine

* These authors contributed equally

† These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

تقدم هذه الدراسة طريقة غير جراحية في الجسم الحي باستخدام مجهر التوليد الثنائي والثاني لمراقبة شكل ساق الشعر، وديناميكيات الميلانين، وكثافة الكولاجين الجلدي طوال دورة بصيلات الشعر في الفئران، مما يوفر إطارا منهجيا قويا لأبحاث علاج تساقط الشعر.

الملخص

تعتمد التقييمات التقليدية لدورة بصيلات الشعر على طرق نسيجية غازية، مما يحد من المراقبة الطولية المستمرة. تم افتراض أن التصوير البصري غير الجراحي، وخاصة الفلورة المثارة بفوتونتين (TPEF) والتوليد التوافقي الثاني (SHG)، يمكنه تتبع وقياس التغيرات الديناميكية في الجسم الحي في أعمدة الشعر والميلانين والكولاجين عبر دورات متعددة من بصيلات الشعر. تمت مراقبة أعمدة شعر فئران C57BL/6 في الجسم الحي خلال مراحل الأناجين، والكاتاجين، والتيلوجين باستخدام التنظير الجلدي، والتصوير الفوتوغرافي، والمجهر الإلكتروني. على وجه التحديد، تم استخدام TPEF تحت 800 نانومتر من الإثارة والتصوير لقياس ديناميكيات الميلانين، بينما استخدم SHG تحت 950 نانومتر لمراقبة تغيرات الكولاجين بين الجريبات. لضمان الدقة، تم التحقق من صحة القياسات البصرية في الجسم الحي : تم تأكيد ديناميكيات الميلانين عبر تصوير الجلد لمظهر الأنسجة بشكل عام وتلوين الهيماتوكسيلين والإيوزين (HE) لتعبير بصيلات الشعر، بينما تم التحقق من تغيرات الكولاجين من خلال تقييم كثافة الألياف واتجاهها باستخدام نظام تصوير مستقطب للبلورات السائلة على الأقسام المصبوغة باللون الأحمر من سيريوس. أظهرت الملاحظات أن قطر ساق الشعر وإنتاج الميلانين زاد تدريجيا خلال مرحلة الأناجين، مصحوبا بانخفاض كبير في كثافة الكولاجين بين الجريبات. خلال مرحلتي الكاتاجين والتيلوجين، انخفضت مستويات الميلانين تدريجيا، وتعافت كثافة الكولاجين تدريجيا إلى المستويات الأساسية. يؤسس هذا المشروع منهجية موثقة وغير جراحية في الجسم الحي لتقييم الديناميكيات الشاملة لبصيلات الشعر، مما يوفر إطارا تجريبيا قويا للتقييم قبل السريري للعوامل الفعالة لعلاجات تساقط الشعر.

المقدمة

تظهر بصيلات الشعر في فئران C57BL/6 تزامن وانتظاما، مما يوفر راحة تجريبية ويجعلها نموذجا حيوانيا شائعا لدراسة أمراض الجلد 1,2. تدخل بصيلات الشعر المرحلة الثانية من التيلوجين في الأسبوع السابع بعد ولادة فأر C57BL/63. في غياب التدخل الصناعي، ستستمر هذه المرحلة التيليوجينية حتى الأسبوع الثاني عشر بعد الولادة4. هذه الفترة الطويلة من التيلوجين هي نقطة زمنية شائعة تستخدم في الأبحاث لمزامنة دورة نمو بصيلات الشعر5. بعد إزالة الشعر الاصطناعية للفئران، تبدأ بصيلات الشعر فورا في الدخول في المرحلةالسادسة من العناء.

بعد دخول مرحلة النمو، تتكاثر الخلايا الجذعية في منطقة الانتفاخ وتتمايز إلى غلاف الجذر الخارجي، وتنمو لأسفل لزيادة طول الجريبات7. قاعدة ساق الشعر تمتد للأعلى مع تعمق الجريبات8. الخلايا الجذعية في البصلة تتمايز باستمرار إلى ساق الشعر وغلاف الجذر الداخلي9. كما يتغير إفراز الكولاجين والميلانين في الجلد بسرعة خلال المرحلة10 من الأناغين، ويلعب دورا مهما في تطور بصيلات الشعر11,12. في الدراسات المتعلقة بتساقط الشعر، يتم تقييم إفراز الميلانين عادة من خلال لون البشرة، مما لا يسمح بقياس دقيق13. حتى الآن، ركزت الأبحاث حول الكولاجين بشكل أساسي على التطور والشيخوخة بدلا من الديناميكيات الدورية للقياس الكميمي.

حاليا، هناك قيود رئيسية في تقييم دورات بصيلات الشعر والعلاجات التجديدية هي الاعتماد على نقاط نهائية نسيجية مدمرة، مما يستلزم القتل الرحيم لمجموعات مختلفة من الحيواناتفي نقاط زمنية محددة. وهذا يمنع التتبع المستمر والطولي لنفس البيئة الدقيقة الجريبية عبر عدة دورات. علاوة على ذلك، تفتقر التقنيات التقليدية غير الجراحية مثل تنظير الجلد إلى اختراق الأنسجة الكافية لرؤية تغيرات الجريبات العميقة15، كما أن الملاحظة الكبيرة تفشل في تحديد الميلانين بدقة، مما يجعل من الصعب اكتشاف جذر شعر النادي الناقص للميلانين خلال مراحل الانحدار المتأخرة ومراحل الراحة16،17. بينما طورت تقنيات بصرية مختلفة الرصد الطولي في الجسم الحي 18،19، مثل الاستقطاب السائل البلوريتي لتقييم ألياف الكولاجين20،21، المجهر الكونفوكلي الجلدي لمراقبة التصبغ22،24، والتصوير المقطعي البصري المتماسك لقياس سمك الجلد25،26،27، يقدم المجهر متعدد الفوتون حلا فريدا وجذابا. يوفر الاستخدام المشترك لتألق الإثارة ذو الفوتونين (TPEF) والتوليد التوافقي الثاني (SHG) مزايا واضحة: فهو يتيح تقسيما بصريا عالي الدقة وخالي من العلامات عميقا داخل الجلد، مما يسمح بقياس الفلورة الذاتية للميلانين وبنية ألياف الكولاجين في الوقت نفسه دون وجود أصباغ خارجية28,29. في هذه الدراسة، يفترض المؤلفون أن التصوير غير الغازي ل TPEF/SHG يمكنه قياس هذه التغيرات الهيكلية بدقة ديناميكية ودقة مماثلة لمعايير الذهب النسيجي الغازي. من خلال معالجة هذه المشكلة العلمية الرئيسية، تهدف هذه الدراسة إلى إنشاء إطار تصوير قوي وطولي لدعم التقييم غير الجراحي للعوامل العلاجية للثعلبة30.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

جميع الطرق التي تتضمن استخدام الفقاريات تم تنفيذها وفقا للإرشادات المؤسسية. تمت الموافقة على جميع الإجراءات التجريبية على الحيوانات من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية في مركز البحوث التجريبية التابع لأكاديمية الصين للعلوم الطبية الصينية (رمز البروتوكول: ERCCACMS11-2210-03). جميع المواد المستخدمة في هذه الدراسة مدرجة في جدول المواد.

تحضير الحيوانات والمراقبة الماكروسكوبية
تم الحصول على فئران ذكور C57BL/6، تتراوح أعمارهم بين 6 و7 أسابيع ووزنها 20 ± 2 جرام، من مورد تجاري. تم تقسيم الفئران إلى مجموعة تحليل نسيجية (n = 39) ومجموعة تصوير مستمرة في الجسم الحي (n = 3). تم إزالة الشعر الظهري لجميع الفئران لتزامنة دورة بصيلات الشعر. تم فحص حالة نمو الشعر كل يومين من اليوم الثاني حتى اليوم 26 بعد إزالة الشعر. تم تصوير ظهور الفئران في مجموعة التصوير كل يومين حتى اليوم السادس والعشرين باستخدام الكاميرا. تم الحفاظ على مسافة بؤرية ثابتة تبلغ 15 سم، وتم ضمان ظروف إضاءة مختبرية محيطة موحدة وموحدة لتوثيق التغيرات الماكروسكوبية بدقة.

في الجسم الحي تصوير TPEF وSHG
أجريت جلسات التصوير في الأيام 2، 4، 6، 8، 10، 12، 14، 16، 18، 20، 22، 24، و26 بعد إزالة الشعر. تم تخدير الفئران باستخدام الإيزوفلوران. تم ضمان فقدان الوعي الكامل من خلال مراقبة معدل التنفس واختبار رد فعل القدم بقرص خفيف على إصبع القدم. تم تثبيت الفأر المخدر على مسرح مجهر ذو فوتونين. لتصوير TPEF للميلانين، تم تزويد المجهر بهدف غمر مائي بمقدار 25x (الفتحة الرقمية = 1.05)، وتم ضبط طول موجة الإثارة على 800 نانومتر. تم إجراء مسح z-stack لتألق الميلانين الذاتي، وبلغ عمق المسح الإجمالي 45 ميكرومتر. تم تعيين حجم الخطوة إلى 2 ميكرومتر، ودقة الصورة إلى 1,024 × 1,024 بكسل، وسرعة الاكتساب إلى 4 ميكروثانية/بكسل. في تصوير ألياف الكولاجين بتقنية SHG، تم ضبط طول موجة الإثارة إلى 950 نانومتر باستخدام نفس هدف الغمر في الماء بمقدار 25 مرة. تم بدء مسح z-stack من السطح العلوي للأدمة إلى عمق مسح إجمالي يبلغ 45 ميكرومتر، مع الحفاظ على حجم خطوة 2 ميكرومتر، ودقة صورة 1024 × 1024 بكسل، وسرعة اكتساب 4 ميكروثانية/بكسل. بعد جلسة التصوير، تم إخراج الفأر بعناية من مرحلة المجهر، وتوقف استخدام الإيزوفلوران، ووضع الفأر على وسادة تدفئة حتى استعاد وعيه بالكامل قبل إعادته إلى القفص المنزلي.

جمع الأنسجة والمعالجة النسيجية
تم إعدام مجموعة منفصلة ومنفصلة من ثلاثة فئران من المجموعة الأنسجة كل يومين من اليوم الثاني حتى اليوم السادس والعشرين، وفقا للإرشادات المؤسسية، لضمان عدم إعادة استخدام أي فأر لأخذ عينات نسيجية طولية. تم استئصال عينة نسيج جلد ظهري كامل السماكة بحجم 2 سم × 2 سم مركزة بدقة عند تقاطع الخطين الأفقي والعمودي في ظهر كل فأر. تم وضع نسيج الجلد المستخرج بشكل مسطح على بطاقة صلبة لمنع انحناء الحواف وغمره فورا في أنبوب اختبار يحتوي على 4٪ بارافورمالديهايد. تم تجفيف الأنسجة المثبتة ودمها لتحضير مقاطع بارافين بسماكة 6 ميكرومتر. قبل إزالة الشمع، كانت أقسام البرافين تسخن على سخان منزلق لمدة 120 دقيقة. تم صبغ الأقسام بالهيماتوكسيلين والإيوسين (HE) وSirius Red باستخدام مجموعات التلوين القياسية وفقا لتعليمات الشركة المصنعة. تم تركيب الأقسام بطبقة علكة محايدة وتمت مراقبتها باستخدام مجهر مقلوب. للتصوير المستقطب بالبلورات السائلة، تم تصوير الأقسام التي تم إزالة الشمع ومصبوغة باللون الأحمر من سيريوس تحت مجهر ضوئي مستقطب. تم إنشاء زاوية مستقطبة موحدة عن طريق عبور المستقطب والمحلل عند 90° بالضبط لتحقيق خلفية مظلمة للغاية (حالة الانقراض)، وكانت هذه الزاوية المحددة تقفل باستمرار لجميع الصور اللاحقة.

تنظير الجلد في الجسم الحي والمجهر الإلكتروني لجذور الشعر
قبل القطف، تم تقييم منطقة نمو الشعر الظهري في الجسم الحي باستخدام منظار جلدي سريري بتكبير 20 مرة. تم قياس تجديد الشعر باستخدام نظام تقييم قياسي من 0 إلى 3 يعتمد على ظهور وكثافة ساق الشعر (0 = عدم ظهور الشعر المرئي؛ 1 = بروز الشعر المتناثر؛ 2 = كثافة شعر متوسطة؛ 3 = كثافة كاملة للشعر). لضمان أخذ عينات غير متحيزة، تم تقسيم المنطقة الظهرية الخالية من الشعر لكل فأر بصريا إلى أربعة أرباع متساوية. تم استخدام مولد أرقام عشوائية لاختيار ربعين لكل فأرة، وتم نزع خمسة أعمدة شعر جديدة من كل ربع مختار باستخدام ملقط معقم. تم غمر أعمدة الشعر المقتزعة فورا وتثبيتها في 2.5٪ جلوتارالديهيد في محلول فوسفات بعمق 0.1 متر (pH 7.4) لمدة 4 ساعات عند 4 درجات مئوية للحفاظ على البنية الفائقة. تم غسل أعمدة الشعر الثابتة ثلاث مرات في مخزن فوسفات بقطر 0.1 متر، ثم جففت بشكل متسلسل عبر سلسلة إيثانول متدرجة (50٪، 70٪، 80٪، 90٪، و100٪) لمدة 15 دقيقة عند كل تركيز، تلتها تجفيف نقاط حرجة باستخدام ثاني أكسيد الكربونالسائل 2. تم تثبيت أعمدة الشعر المجففة أفقيا على شريط كربوني موصل مزدوج الجانب مثبت على قطع الألمنيوم. تم طلاء العينات بطبقة ذهبية عيار 10 نانومتر باستخدام طبقة تفريغ لمدة 60 ثانية لمنع شحن الإلكترونات. تم إدخال العينات المطلية في مجهر إلكتروني ماسح، وتمت ملاحظة أعمدة الشعر باستخدام جهد متسارع 5.0 كيلوفولت. تم تقييم التغيرات الشكلية فوق المجهرية بشكل منهجي من خلال التقاط صور بتكبير 500x و1,000x، مع توثيق قطر ساق الشعر وسلامة وترتيب القشور الجلدية بشكل منهجي.

البيانات والتحليل الإحصائي
تم قياس وقياس معلمات الصورة باستخدام برنامج تحليل صور عام. تم إجراء جميع التحليلات الإحصائية والتمثيلات الرسومية باستخدام برامج تحليل إحصائي قياسية. بالنسبة لبيانات المراقبة المستمرة في الجسم الحي التي تم الحصول عليها من نفس الحيوانات عبر عدة نقاط زمنية، تم تحديد الدلالة الإحصائية باستخدام تحليل التباين بمقاييس متكررة (RM-ANOVA) تلاه اختبار بونفيروني بعد الاختبار . بالنسبة للبيانات الأنسجة التي تشمل عينات حيوانية مستقلة، تم استخدام تحليل أنوفي أحادي الاتجاه عادي يتبعه اختبار توكي بعد التحليل لتقييم الفروق الإحصائية. تم التعبير عن جميع النتائج كمتوسط ± انحراف معياري (SD). تم اعتبار الفروق ذات دلالة إحصائية عند *p < 0.05، وp < 0.01، و***p < 0.001.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

ملاحظة شعر الفأر
تعرض الملاحظات الفوتوغرافية لنمو شعر الفئران في الشكل 1A. بدأ ظهور الشعر عبر سطح الجلد في اليوم العاشر، مع استمرار النمو بين اليوم الثاني عشر واليوم السادس عشر (الصفحة < 0.05). استقرت تغطية الشعر بعد ذلك من اليوم الثامن عشر حتى اليوم 26 (ص> 0.05) (الشكل 1B). علاوة على ذلك، سهل التنظير الجلدي المراقبة غير الجراحية لديناميكيات نمو الشعر في الجسم الحي . في اليوم الثاني...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تم اختيار نموذج الفأر C57BL/6 لأن مرحلة التيلوجين الثانية تستمر بشكل مستقر من الأسبوع السابع حتى الأسبوع الثاني عشر. نظرا لأن نافذة الملاحظة التي تبلغ 26 يوما تقع بالكامل ضمن هذه المرحلة الثابتة، فإن التغيرات الديناميكية العميقة التي تلاحظ تدفعها تطور الدورة الناتجة عن إزالة الشعر صراحة من خلال تطور الدورة الناتجة عن إزالة الشعر، مستثنية تماما التقلبات الطبيعية المرتبطة بالعمر. عندما يتم إزالة الشعر خلال مرحلة التيلوجين، تدخل بصيلات الشعر فورا مرحلة الأناجين. حسب علم المؤلف، تقدم هذه الد...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يصرح المؤلفون بعدم وجود مصالح مالية متنافسة أو علاقات شخصية معروفة قد أثرت على العمل المذكور في هذه الورقة. يتوفر نسخة أولية من هذا المقال في مستودع BioRxiv العام في المرجعالتالي 42.

شكر وتقدير

وقد دعم هذا العمل صندوق الابتكار في الأكاديمية الصينية للعلوم الطبية الصينية (المعرف: CI2025C001)، ومشروع الابتكار العلمي والتكنولوجي التابع لأكاديمية الصين للعلوم الطبية الصينية (منحة رقم). NLTS2025004)، وصناديق البحث الأساسية لمعاهد البحوث المركزية للرعاية العامة (المنحة رقم JJPY2025002).

مساهمات المؤلفين: التصور، جاييينغ هي ويي وانغ؛ التحقيق، منغهوا ليو، شياويو وانغ، وفنغلونغ وانغ؛ منغهوا ليو في تنسيق البيانات؛ الكتابة — إعداد المسودة الأصلية، منغهوا ليو؛ الاستحواذ على التمويل، يي وانغ. جميع المؤلفين قرأوا ووافقوا على النسخة المنشورة من المخطوطة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
فئران C57BL/6بكين فيتال ريفر لابوراتوري أنيمل تكنولوجيSCXK (Jing) 2021-0006يستخدم لنماذج الحيوان
كاميرا DSLR رقميةCanonEOS 80Dيستخدم لالتقاط صور الجزء الخلفي من الفئران
مجموعة تلوين H&ELtdSolarbio Science & Technology Co.G1120يستخدم لتلوين شرائح الأنسجة
مجهر مقلوبOlympusBX51يستخدم لالتقاط الصور
الآيزوفلورينRWD Life Science Co.R510-22-16يستخدم لتخدير الحيوانات
Mai Tai DeepSeeSpectraPhysicsMai Tai HPيستخدم لتصوير TPEF وSHG داخل الجسم
منظار الجلد الإلكتروني الطبيChina Chuanghong Medical Technology Co.CH-DSIS-2000يستخدم لتصوير لون البشرة داخل الجسم
مجهر الضوء المستقطبOlympusBX51-Pيستخدم لتصوير تلوين Sirius Red
مجهر إلكتروني ماسحHitachi High-Tech CorporationSU8010لمراقبة بنية شعر الحيوانات الصغيرة
مجموعة تلوين Sirius RedSolarbioG1472لتلوين ألياف الكولاجين
آلة تخدير الحيوانات الصغيرةRWD Life Science Co.R500يستخدم لتخدير الحيوانات

المراجع

  1. Müller-Röver S, et al. A comprehensive guide for the accurate classification of murine hair follicles in distinct hair cycle stages. J Invest Dermatol. 2001;117(1):3-15.
  2. Lin X, Zhu L, He J. Morphogenesis, Growth Cycle and Molecular Regulation of Hair Follicles. Front Cell Dev Biol. 2022;10:899095.
  3. Wang WH, et al. Studying Hair Growth Cycle and Its Effects on Mouse Skin. J Invest Dermatol. 2023;143(9):1638-1645.
  4. Stenn KS, Paus R. Controls of hair follicle cycling. Physiol Rev. 2001;81(1):449-494.
  5. Paus R, Cotsarelis G. The biology of hair follicles. N Engl J Med. 1999;341(7):491-7.
  6. Pineda CM, et al. Intravital imaging of hair follicle regeneration in the mouse. Nat Protoc. 2015;10(7):1116-30.
  7. Hu XM, et al. A systematic summary of survival and death signaling during the life of hair follicle stem cells. Stem Cell Res Ther. 2021;12(1):453.
  8. Greco V, et al. A two-step mechanism for stem cell activation during hair regeneration. Cell Stem Cell. 2009;4(2):155-69.
  9. Hsu YC, Li L, Fuchs E. Transit-amplifying cells orchestrate stem cell activity and tissue regeneration. Cell. 2014;157(4):935-49.
  10. Xing YZ, Guo HY, Xiang F, Li YH. Recent progress in hair follicle stem cell markers and their regulatory roles. World J Stem Cells. 2024;16(2):126-136.
  11. Raja E, Clarin MTRDC, Yanagisawa H. Matricellular Proteins in the Homeostasis, Regeneration, and Aging of Skin. Int J Mol Sci. 2023;24(18):14274.
  12. Ojeh N, et al. In vitro. skin models to study epithelial regeneration from the hair follicle. PLoS One. 2017;12(3):e0174389.
  13. Wang F, et al. Pilose antler extracts promotes hair growth in androgenetic alopecia mice by activating hair follicle stem cells via the AKT and Wnt pathways. Front Pharmacol. 2024;15:1410810.
  14. Schneider MR, Schmidt-Ullrich R, Paus R. The hair follicle as a dynamic miniorgan. Curr Biol. 2009;19(3):R132-42.
  15. Bardou D, Bouaziz H, Lv L, Zhang T. Hair removal in dermoscopy images using variational autoencoders. Skin Res Technol. 2022;28(3):445-454.
  16. Navarrete-Dechent C, Jaimes N, Marchetti MA. Unveiling melanomagenesis through the dermatoscope. J Eur Acad Dermatol Venereol. 2021;35(5):1038-1039.
  17. Liatsopoulou A, et al. Handheld dermatoscope versus digital camera for hair counts in laser facial hair removal. J Cosmet Laser Ther. 2023;25(1-4):38-44.
  18. Bromage TG, et al. Circularly polarized light standards for investigations of collagen fiber orientation in bone. Anat Rec B New Anat. 2003;274(1):157-68.
  19. López De Padilla CM, et al. Picrosirius Red Staining: Revisiting Its Application to the Qualitative and Quantitative Assessment of Collagen Type I and Type III in Tendon. J Histochem Cytochem. 2021;69(10):633-643.
  20. Feng F, Mao H, Wang A, Chen L. Two-Photon Fluorescence Imaging. Adv Exp Med Biol. 2021;3233:45-61.
  21. Fernández-Domper L, Ballesteros-Redondo M, Vañó-Galván S. Trichoscopy: An Update. Actas Dermosifiliogr. 2023;114(4):T327-T333.
  22. Zhai X, Vyas S, Yeh JA, Luo Y. Two-photon fluorescence imaging of subsurface tissue structures with volume holographic microscopy. J Biomed Opt. 2020;25(12):123705.
  23. Dulebo A, et al. Second harmonic atomic force microscopy imaging of live and fixed mammalian cells. Ultramicroscopy. 2009;109(8):1056-60.
  24. Zuhayri H, et al. In Vivo. Quantification of the Effectiveness of Topical Low-Dose Photodynamic Therapy in Wound Healing Using Two-Photon Microscopy. Pharmaceutics. 2022;14(2):287.
  25. Gerger A, Hofmann-Wellenhof R, Samonigg H, Smolle J. In vivo. confocal laser scanning microscopy in the diagnosis of melanocytic skin tumors. Br J Dermatol. 2009;160(3):475-81.
  26. Ilie MA, et al. Current and future applications of confocal laser scanning microscopy imaging in skin oncology. Oncol Lett. 2019;17(5):4102-4111.
  27. Al-Chaer RN, Bouazzi D, Jemec G, Mogensen M. Confocal microscopy and optical coherence tomography of inflammatory skin diseases in hairs and pilosebaceous units: A systematic review. Exp Dermatol. 2023;32(7):945-954.
  28. Graf BW, Boppart SA. Multimodal In Vivo. Skin Imaging with Integrated Optical Coherence and Multiphoton Microscopy. IEEE J Sel Top Quantum Electron. 2012;18(4):1280-1286.
  29. Urban G, et al. Combining Deep Learning With Optical Coherence Tomography Imaging to Determine Scalp Hair and Follicle Counts. Lasers Surg Med. 2021;53(1):171-178.
  30. Sagawa N, et al. Role of increased vascular permeability in chemotherapy-induced alopecia: In vivo. imaging of the hair follicular microenvironment in mice. Cancer Sci. 2020;111(6):2146-2155.
  31. Duverger O, Morasso MI. Epidermal patterning and induction of different hair types during mouse embryonic development. Birth Defects Res C Embryo Today. 2009;87(3):263-72.
  32. Liu M, et al. Pilose antler extract promotes hair growth in androgenic alopecia mice by promoting the initial anagen phase. Biomed Pharmacother. 2024;174:116503.
  33. He G, et al. Non-invasive assessment of hair regeneration in androgenetic alopecia mice in vivo .using two-photon and second harmonic generation imaging. Biomed Opt Express. 2023;14(11):5870-5885.
  34. Chu X, et al. Functional regeneration strategies of hair follicles: advances and challenges. Stem Cell Res Ther. 2025;16(1):77.
  35. Fu D, et al. Dihydrotestosterone-induced hair regrowth inhibition by activating the androgen receptor in C57BL6 mice simulates androgenetic alopecia. Biomed Pharmacother. 2021;137:111247.
  36. Köhler C, et al. Mouse Cutaneous Melanoma Induced by Mutant BRaf Arises from Expansion and Dedifferentiation of Mature Pigmented Melanocytes. Cell Stem Cell. 2017;21(5):679-693.e6.
  37. Nishimura EK, Granter SR, Fisher DE. Mechanisms of hair graying: incomplete melanocyte stem cell maintenance in the niche. Science. 2005;307(5710):720-4.
  38. Driskell RR, et al. Distinct fibroblast lineages determine dermal architecture in skin development and repair. Nature. 2013;504(7479):277-281.
  39. Matsumura H, et al. Hair follicle aging is driven by transepidermal elimination of stem cells via COL17A1 proteolysis. Science. 2016;351(6273):aad4395.
  40. Sayama A, et al. Morphological and Biochemical Changes During Aging and Photoaging of the Skin of C57BL/6J Mice. J Toxicol Pathol. 2010;23(3):133-9.
  41. Lynch B, et al. How aging impacts skin biomechanics: a multiscale study in mice. Sci Rep. 2017;7(1):13750.
  42. Liu M, He G, Wang F, Wang Y. In vivo. non-invasive observation of dynamic changes in hair shaft, melanin, and collagen during the C57BL/6 follicle cycle [preprint]. bioRxiv. 2025. doi:10.1101/2025.09.15.676351.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

علم الأحياءالعدد 233العدد 233قيمة فارغةالعددتوليد التوافقي الثانيمرحلة النمو (anagen)فئران C57BL/6الثعلبة
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.