مقالة منهجية

نموذج الجرذ المعتمد على قناة لمفاوية عنق الرحم لتقييم نقل الجهاز اللمفاوي من الرأس والدماغ

844 مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/70217

⸱

مارس 10, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Natural Medicines, School of Pharmacy, China Pharmaceutical University, 2MOE Joint International Research Laboratory of Target Discovery and New Drug Innovation, China Pharmaceutical University, 3Department of Drug Delivery, Disposition and Dynamics, Monash Institute of Pharmaceutical Sciences, Monash University

في هذه المقالة

ملخص

يظهر هذا البروتوكول التجريبي نموذج جرذ مقنعة في قناة لمفاوية عميقة يمكن من التقييم المباشر والكمي لتصريف اللمفاوم من منطقة الرأس. يسهل النموذج التحليل التفصيلي للمذاب المشتقة من الجهاز العصبي المركزي (CNS)، ومجموعات الخلايا المناعية، وتوزيع وتطهير العلاجات المستهدفة للجهاز العصبي المركزي.

الملخص

يتدفق اللمف من الجهاز العصبي المركزي (CNS) عبر سلسلة من الأوعية اللمفاوية (LVs) والعقد اللمفاوية التي تلتقي عند القنوات اللمفاوية العنقية. بالإضافة إلى الحفاظ على توازن السوائل، تلعب هذه القنوات اللمفاوية دورا رئيسيا في نقل مجموعة واسعة من المواد، بما في ذلك المستقلبات الداخلية، والجزيئات الإشارية، والخلايا المناعية، والأدوية الصغيرة والجزيئية الكبيرة. وهذا أمر بالغ الأهمية للتوازن الفسيولوجي ووظيفة المناعة في كل من المناطق داخل الجمجمة (مثل الدماغ) وخارج الجمجمة (مثل تجاويف الأنف والفم). ارتبط ضعف التصريف اللمفاوي من الدماغ بشكل متزايد بمجموعة من الاضطرابات العصبية والتنكسية العصبية. يتيح تنصيب القناة اللمفاوية العنقية جمع اللمفاوي الذي يصرف الرأس والدماغ، مما يسمح بقياس تركيز ومعدل نقل المواد المختلفة عبر الجهاز اللمفاوي. يمكن أيضا تحديد التغيرات في هذه العوامل استجابة لتحديات مختلفة (مثل المخدرات، التوتر، الصدمات) والأمراض (مثل السكتة الدماغية، العدوى، مرض الزهايمر). هنا، نصف نموذج جرذ مخدر في قناة لمفاوية عنق الرحم العميقة يمكن من جمع اللمفاوم لعدة ساعات بعد الجراحة. يمكن دمج هذه الطريقة مع تقنيات التصوير وتقنيات الوسائط المتعددة لقياس مجموعة واسعة من المعايير ذات الاهتمام في اللمف. يسهل ذلك إجراء أبحاث فسيولوجية ومرضية أساسية في منطقة الرأس والرقبة، بالإضافة إلى الدراسات الدوائية/الديناميكية الدوائية للأدوية، خاصة لعلاج أمراض الجهاز العصبي المركزي.

المقدمة

الجهاز اللمفاوي، الموزع في جميع أنحاء الجسم، ضروري للحفاظ على توازن السوائل، وتنظيم الاستجابات المناعية، وتسهيل نقل العناصر الغذائية وجزيئات الإشارات.1. تبدأ الشعيرات اللمفاوية الطرفية في الشعيرات الدموية اللمفاوية، التي تجمع السوائل البينية والمذابات وتصرف إلى الأوعية اللمفاوية الأكبر التي تمتلك طبقة عضلية ملساء محيطة؛ ثم توصل هذه الأوعية اللمفاوية إلى العقد اللمفاوية المحلية لمعالجة المناعة2،3. تعد الشبكة اللمفاوية التي تصرف منطقة الرأس مهمة لتوازن الأعضاء داخل الجمجمة (مثل الدماغ) وخارج الجمجمة (مثل تجاويف الأنف والفم). يعتقد أن بنية وتنظيم الشبكة اللمفاوية خارج الجمجمة تشبه تلك الموجودة في اللمفاوية الطرفية في جميع أنحاء الجسم، في حين يظهر الجهاز اللمفاوي داخل الجمجمة ميزات تشريحية ووظيفية فريدة (انظر الشكل 1 لتمثيل مخطط مفصل في نماذج الفئران)4،5. على الرغم من غياب النسيج اللمفاوي النموذجي داخل نسيج الدماغ، إلا أن الوظائف الشبيهة باللمفاوي تتوسط بواسطة نظام النقل اللمفاوي المعتمد على الدبقية (الغلمفاوي) المتخصص الذي يسهل التبادل بين السائل الدماغي الشوكي (CSF) والسائل الخلالي (ISF)6. بينما يمكن الجهاز الجلمفاوي من خلط ال ISF داخل نسيج الدماغ مع السائل النخاعي، فإن ال LV السحائي، والمحيط بالأوعية الدموية، والأنف البلعمي ينقل المذابات من السائل الشوكي بعيدا عن التجويف الجمجمي. على وجه التحديد، يوجه المسار اللمفاوي السحائي السائل النخاعي من الفضاء تحت العنكبوتية إلى المستويات السطحية السحائية، مما يربط ديناميكيات السوائل داخل الجمجمة بتنظيف الجهاز اللمفاوي المحيطي7. بالتوازي، تمكن المسارات المحيطة بالأعصاب العصبية من تدفق السائل الشوكي والمذاب المرتبطة به على أغمية الأعصاب القحفية والشوكية، وأبرزها عبر الأعصاب الشمية إلى الضفيرة اللمفاوية الأنفية 5,8. العمل المتزامن لهذه الأنظمة يحافظ على توازن السوائل داخل الدماغ 6,7,8. قدمت التطورات الحديثة في فهم الجهاز اللمفاوي الذي يستنزف الجهاز العصبي المركزي رؤى جديدة في فسيولوجيا الدماغ وفيزيولوجيا الأمراض. قد توفر هذه النتائج طرقا جديدة للتدخل العلاجي في أمراض الجهاز العصبي المركزي9.

figure-introduction-1
الشكل 1: تمثيل تخطيطي لمسارات التنظيف اللمفاوي في الجهاز العصبي المركزي. تتكون هذه المسارات من (أ) المسار اللمفاوي عبر الفراغات المحيطة بالأوعية؛ (ب) مسار اللمفاوي الأنفي البلعومي، و(ج) القنوات اللمفاوية السحائية. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

تتقاطع الشبكات اللمفاوية التي تصرف من الرأس والجهاز العصبي المركزي إلى القنوات اللمفاوية العنقية الموجودة في الرقبة، حيث يتم ترشيح اللمفاوي عبر العقد اللمفاوية العنقية قبل دخولها الدورة الدموية الجهازية. تصنف العقد اللمفاوية العنقية إلى عقد لمفاوية سطحية (sCLNs) وعقدة لمفاوية عنق الرحم العميقة (dCLNs) حسب مواقعها التشريحية داخل الرقبة. يعتقد أن التغيرات في تركيب السائل اللمفاوي داخل القنوات اللمفاوية العنقية تعكس التغيرات الفيزيولوجية المرضية الكامنة في الدماغ، مع أمثلة ممثلة مثل مرض الزهايمر (AD)، ومرض باركنسون (PD)، وإصابات الدماغ الرضحية (TBI)، وضعف الإدراك بعد السكتة الدماغية (PSCI) كأمثلة ممثلة 9,10,11,12,13 . ومن الجدير بالذكر أنه في مرض AD، تم الإشارة إلى ضعف تصريف بروتينات β الأميلويد (Aβ) والفوسفوريلة (P-tau) عبر هذه المسارات اللمفاوية كعامل مساهم في تقدم المرض 9,10,14. من خلال ربط القنوات اللمفاوية مباشرة بالأوردة المجاورة لإعادة توجيه التصريف اللمفاوي، يتم دراسة التشريح الوريدي اللمفاوي (LVA) في الحيوانات والبشر كاستراتيجية علاجية لتعزيز تدفق اللمفاوي من الجهاز العصبي المركزي، مما يسهل تطهير Aβ من الدماغ وربما يؤخر تقدم مرض 6,15,16 الميلادي. وتتجلى أهمية هذا المسار بشكل أكبر من خلال الملاحظات على الفئران التي خضعت لإزالة جراحية للعقد اللمفاوية العنقية (استئصال الغدة اللمفاوية)، مما أدى إلى انخفاض في تنظيف اللمفاوية العنقية. يؤدي ضعف التنظيف إلى تراكم سموم Aβ و P-تاو، مع تنشيط لاحق لمسارات إشارات كيناز مرضية. ترتبط هذه التغيرات بتدهور تدريجي في التاووباثي الشبيه بمرض الزهايمر وزيادة خطر السلوكيات الشبيهة بالقلق والاكتئاب14,16. علاوة على ذلك، تشير الدراسات القائمة على السائل الشوكي إلى أن أورام الجهاز العصبي المركزي، مثل الأورام اللمفاوية الدماغية، يمكن أن تعيق فعليا التنظيف اللمفاوي عبر القنوات اللمفاوية العميقة في عنق الرحم مع رفع تركيزات البروتينات المسرطمة في السائل النخاعي 9,17,18. تشير الأدلة من الدراسات المعتمدة على التهاب الجهاز العصبي المركزي إلى أن الخلايا المنشأة في السحايا يمكن أن تهاجر عبر العقد السطحية السحائية إلى العقد اللمفاوية العنقية 8,19. تتكون هذه الخلايا بشكل رئيسي من الخلايا اللمفاوية، مع تجمعات أصغر من الخلايا التغصنية، والبلاعميات، وخلايا البطانة19,20. أثناء الالتهاب أو بعد إصابة الجهاز العصبي المركزي أو جراحة، يصبح تنقل الخلايا المناعية اللمفاوية معززا بشكل واضح، مصحوبا بمستويات مرتفعة من المؤشرات الحيوية المناعية مثل السيتوكينات، الكيموكينات، والوسطاء الالتهابيين الآخرين21.

بالإضافة إلى أدوارها الفسيولوجية المرضية، تعتبر شبكة اللمفاوية العنقية بشكل متزايد قناة مهمة للتخلص من الأدوية. أظهرت دراسات سابقة على الحيوانات أن عدة تركيبات دوائية مصممة لإعطاء الجهاز العصبي المركزي يمكن أن تخضع لإزالة من الدماغ عبر القنوات اللمفاوية العنقية والعقد اللمفاوية (بدرجات متفاوتة)، وذلك في الأمثلة على العوامل النانوية التي تعطى عبر الدماغ الداخلي (مثل اللاموتريجين، التالازوباريب) والمواد البيولوجية (مثل الأجسام المضادة وحيدة النسيلة، وبروتينات التتبع الموسومة إشعاعا) 22،23،24،25. في البشر، أظهرت دراسات تصوير الرنين المغناطيسي أن بعض الجزيئات، مثل الجادوبوترول، تخضع لنقل نشط من الجهاز اللمفاوي إلى القنوات اللمفاوية العنقية26.

كما ذكر سابقا، تقوم العقد اللمفاوية العنقية، سواء sCLNs أو dCLNs، بتصريف اللمفاوف من مناطق مميزة في الرأس؛ ومع ذلك، لا تزال المناطق القحفية المحددة التي تصرفها كل عقدة غير واضحة27,28. تعقد مناطق التصريف المتداخلة، والتنوع التشريحي بين الأفراد، والاختلافات الهيكلية المحتملة بين الأنواع وصف أنماط التصريف اللمفاوي العنقية لدى الحيوانات والبشر أكثرمن ذلك. ضمن الشبكة اللمفاوية العنقية المعقدة، تم تحديد قنوات اللمفاوف العنقية العميقة كمسارات خروج رئيسية للسائل الدماغي الشوكي، وتقع أسفل القنوات اللمفاوية الأنفية والسحائية8. مقارنة بالقنوات اللمفاوية العنقية السطحية، التي تشكل شبكات دقيقة ومتغيرة في الأنسجة تحت الجلد وتختلف كثيرا في الحجم والتفرع بين الفئران الفردية، توفر القناة اللمفاوية العنقية العميقة مسارا أكثر سهولة وعملية لجمع اللمفاوف المشتقة من الجهاز العصبي المركزي في نماذج الحيوانات الصغيرة20,30. لذلك يركز البروتوكول الحالي على تأسيس طريقة موثوقة لجمع اللمفاوف من القناة اللمفاوية العنقية العميقة.

عدد محدود فقط من الدراسات التي أجريت خلال العقد الماضي وصفت تجمع سوائل اللمفاوف العنقية لدراسة أمراض الجهاز العصبي المركزي أو تحليل توزيع الأدوية. وصفت دراسة سابقة قياس تركيزات الأدوية في اللمفاوف العنقية عن طريق غسل أو ضغط السائل من أقسام الأنسجة المعزولة (مثل تلك المجاورة ل dCLN واحد)31. ومع ذلك، لا تزال البروتوكولات التجريبية لجمع اللمفاوف المستمر من القنوات اللمفاوية العنقية في الحيوانات المختبرية الصغيرة، وخاصة الفئران، غير متطورة. يؤسس هذا البروتوكول طريقة سهلة الوصول وقابلة للتكرار لقناة القناة اللمفاوية العنقية (الفئران) لتمكين جمع اللمفاوي المستمر ودراسة نقل الجهاز العصبي المركزي اللمفاوي، والاستجابات المناعية، والحركية الدوائية. تكمن ميزته الرئيسية في قدرته على قياس تدفق وتركيب اللمفاوف خلال فترات زمنية محددة، مما يمكن من القياس الكمي للأدوية، والدهون، والأحماض الدهنية، ومكونات الخلايا. على وجه الخصوص، يلتقط هذا النموذج عمليات النقل اللمفاوي التي لا تمثل بشكل كاف باستخدام تقنيات أخذ عينات أو تصوير البلازما/السائل الدماغي الشوكي، مقدما رؤى جديدة حول تصرف الأدوية في الجهاز العصبي المركزي، ونقل الدهون والمغذيات، والإشارات المناعية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على الإجراءات أو الإجراءات الموضحة في هذا البروتوكول من قبل لجنة أخلاقيات الحيوانات بالجامعة وتم تنفيذها وفقا للإرشادات الأخلاقية التجريبية لجامعة الصين للأدوية. قبل بدء أي إجراءات متعلقة بالحيوانات، احصل على الموافقات اللازمة من لجنة أخلاقيات المؤسسات أو المنظمات المعنية. يستخدم ذكور فئران سبراج-داولي (SD) التي تزن 220 إلى 250 جرام كحيوانات تجريبية. يتم الحصول على الحيوانات من موردين تجريبيين معتمدين (راجع جدول المواد) ويتم تخزينها في أقفاص مخصصة مع وصول مجاني إلى الطعام والماء حتى بدء التجربة. في هذا البروتوكول، يوصف قنعة القناة اللمفاوية العنقية العميقة اليسرى كمثال تمثيلي. حاليا، هناك أدلة محدودة تصف الفروق التشريحية بين القنوات اللمفاوية العنقية العميقة اليسرى واليمنى. استنادا إلى ملاحظات من تجارب مكتملة سابقا، لم تلاحظ فروق ذات دلالة إحصائية بين الجانبين، بما في ذلك معدلات تدفق اللمفاو.

1. احتياطات السلامة والإجراءات

  1. يجب تنفيذ جميع الإجراءات وفقا لإرشادات السلامة الحيوية المؤسسية، ويجب على جميع الأفراد الحصول على تدريب كاف في تقنيات الجراحة الدقيقة، والتعامل التجريبي مع الحيوانات، والسلامة الكيميائية قبل تنفيذ هذا البروتوكول.
  2. ارتد معدات الحماية الشخصية المناسبة (PPE)، بما في ذلك معطف المختبر، وقفازات جراحية، ونظارات واقية، طوال فترة الإجراء. نظرا لأن مخدرا متطاير (إيزوفلوران) يستخدم وقد يسبب اكتئاب الجهاز العصبي المركزي وتسممة القلب والأوعية الدموية لدى البشر بعد التعرض المطول، قم بإجراء العملية في بيئة جيدة التهوية. يجب عدم إدخال الطعام والشراب إلى المختبر، وضمان أن المياه الجارية متاحة بسهولة في جميع الأوقات.
  3. تعامل مع جميع الأدوات الحادة، بما في ذلك إبر الحقنة، وشفرات الحلاقة، والمقص الدقيق، بعناية والتخلص منها فورا بعد الاستخدام في حاويات حادة مخصصة؛ تحت أي ظرف من الظروف، لا ينبغي إعادة استخدام الأدوات الحادة القابلة للتخلص منها.
  4. عامل جميع العينات البيولوجية (مثل اللمفاوف المجمعة) وسوائل أجسام الحيوانات (مثل الدم) على أنها خطرة محتملة، وتعامل مع جميع معدات الجمع بعناية مع إبقاء العينات بعيدا عن منطقة الجراحة. في حال حدوث إصابة إبرة عرضية أو ملامسة جلدية للمواد الخطرة، اغسل المنطقة المصابة فورا بالصابون والماء وقدم الإبلاغ عن الحادث وفقا لبروتوكولات السلامة المؤسسية.

2. التحضير في اليوم الذي يسبق الجراحة

  1. قم بإطعام الفئران بسرعة أو إطعام الفئران وفقا لمتطلبات التجربة المحددة. هذا البروتوكول لا يفرض حالة صيام أو طعام محددة.
  2. تحضير محلول مضاد للتخثر عن طريق تخفيف الهيبارين أو حمض الإيثيلين ديامين تترا أسيتيك (EDTA) إلى تركيز نهائي يبلغ 10 وحدة دولية/مل. قم بتحميل هذا الخليط مسبقا (حوالي 0.7 مل) في حقنة أنسولين معقمة بسعة 1 مل مزودة بإبرة 30 جرام، لتغطية السطح الداخلي لقنية البولي إيثيلين (PE) (المستخدمة في تنصيب القناة اللمفاوية). احتفظ بهذا الخليط المعد تحت ظروف معقمة حتى الاستخدام.
  3. تحضير القنية لجمع عينات اللمف عن طريق تجميع قناة PE بتكوين الرأس إلى الذيل، باستخدام أنابيب قطر خارجي 0.5 مم (OD)، وقطر داخلي 0.3 مم (ID) لكل من القسمين الطرفيين، وأنابيب قطر OD و0.5 مم للجزء الأوسط.
    1. اقطع مقاطع القنية إلى أطوال 2 سم للجزء القريب المتصل بإبرة الحقنة، و40 سم للجزء الأوسط، و8 سم للجزء البعيد المخصص للقنة.
    2. اقطع ولف الطرف البعيد لمجموعة القنية بزاوية تقارب 45° لتسهيل الإدخال السلس في القناة اللمفاوية العنقية. راجع الشكل 2 لتوضيح مفصل لتركيب القنية.
      ملاحظة: هذا الميل يسهل الإدخال السلس في القناة اللمفاوية ويقلل من خطر الانسداد عن طريق زيادة مساحة المقطع العرضي الفعالة. بعد نجاح القناة الكهربائية، يتم فصل المقطع القريب (2 سم)، ويتم جمع اللمف مباشرة من الطرف القريب المكشوف للقسم الأوسط (كما هو موضح بالتفصيل في الخطوتين 4.9 و4.10).

figure-protocol-1
الشكل 2: مخطط تخطيطي لمجموعة القنية (ليس بمقياس). يوضح الرسم البياني أبعاد كل مكون من أنابيب PE المجمعة المستخدمة في بناء القنية. من اليسار إلى اليمين، سيشار إلى القنية المجمعة لاحقا بالطرف القريب، والقسم الأوسط، والطرف البعيد على التوالي. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.  

  1. جهز نظام استنشاق التخدير عن طريق تحميل الإيزوفلوران السائل مسبقا في الحاوية المضغوطة المزودة بجهاز تبخير. قبل الاستخدام، قم بإجراء اختبار (تمهيد) للمبخر للتأكد من إحكام الهواء وضمان تدفق الغاز المستقر والمتسق.
  2. إذا لزم الأمر، جهز مرشح الاختبار في مركبة مناسبة. إجراء دراسات استقرار لتأكيد سلامة التركيبة أثناء التخزين وخلال فترة الإعطاء. أضف عوامل إضافية (مثل الأصباغ البيولوجية مثل Evans Blue) حيثما أمكن.
  3. جهز الحاويات لجمع اللمف عن طريق وزن أنابيب الطرد المركزي الدقيق المعقمة مسبقا وتسجيل أوزانها الأولية. قم بتسمية كل أنبوب بشكل متسلسل وفقا لنقاط الجمع الزمنية المخططة (مثل الفواصل الساعية). أضف الهيبارين المركز (أو EDTA) إلى كل أنبوب وقم بإزالة المذيب عن طريق تبخر النيتروجين، مع ترك 2 إلى 5 وحدة دولية من الهيبارين المجفف (أو EDTA) لكل أنبوب لمنع التخفيف غير المتساو لللمف المتجمع.

3.  التحضيرات مباشرة قبل الجراحة

  1. تحقق من مدى فعالية كل قنية عن طريق الغسل بمحلول مضاد التخثر المحضر. وصل حقنة إلى الطرف القريب من القنية المجمعة وأطلق كمية صغيرة من المحلول برفق. تأكد من خروج المحلول بسلاسة من الطرف البعيد دون وجود دليل على التسرب. إذا تم اكتشاف تسرب، كما هو معتاد عند تسرب السائل عند نقطة التوصيل، تخلص من مجموعة القنية بالكامل وأعد بناء مجموعة جديدة وفقا للخطوة 2.3.
    ملاحظة: تقوم هذه الخطوة بتغطية السطح الداخلي للقنية بمضاد تخثر في الوقت نفسه (وقد تجرى هذه الخطوة أيضا في اليوم السابق للجراحة، بحيث يتم طلاء القناة مسبقا طوال الليل).
  2. ابدأ بإعطاء الإيزوفلوران المستنشق عبر قناع مخروط الأنف قبل حوالي 5 دقائق من بدء الجراحة. حافظ على التخدير طوال فترة الإجراء بمعدل توصيل من 0.4 إلى 0.6 لتر/دقيقة تحت ضغط 101.3 كيلو باسكال عند 20 درجة مئوية. تأكد من عمق التخدير بتقييم استجابة ضغط إصبع القدم.
    1. راقب عمق التخدير باستمرار. قم بقتل الجرذ فورا إذا لاحظت علامات ضيق أو عدم استقرار فسيولوجي.
  3. ضع الفأر مستلقيا على وسادة جراحية مدفأة تحافظ على درجة حرارة 37 درجة مئوية. قم بإمالة الرأس ومدد الرقبة، باستخدام دعم صغير (وسادة) إذا لزم الأمر، لتعظيم تعرض منطقة عنق الرحم. ثبت الرأس داخل قناع التخدير لضمان توصيل الإيزوفلوران بشكل مستمر وقيد الأطراف الأمامية بلطف باستخدام الأربطة المطاطية أو الأشرطة الجراحية لتقليل الحركة أثناء الإجراء.
  4. اشطف الفراء فوق منطقة عنق الرحم بمحلول ملحي عادي معقم لتسهيل الحلاقة. احلق كامل موقع الجراحة جيدا (باستخدام شفرة حلاقة آمنة ذات حدين)، وعادة منطقة الرقبة والترقوة، لضمان إزالة الفرو بالكامل قبل الجرح (راجع الشكل 3A كمثال على منطقة الرقبة الحليقة).
  5. نظف المنطقة المبذولة بالكامل بمطهرات مثل مادة تحتوي على اليود.
  6. حدد موقع الجراحة برسم خط منقط بقطر 2.5 سم لتأكيد طول الشق الأولي. ضع الخط قليلا إلى يمين منتصف جسم الفأر. ضع الطرف العلوي من الشق على بعد حوالي 1 إلى 1.5 سم أسفل الشفة السفلية (راجع الشكل 3B كمثال على موقع الشق، مع مساعدة القياسات بواسطة مسطرة).

figure-protocol-2
الشكل 3: تحضير موقع الجراحة. (أ) يتم حلق منطقة الرقبة استعدادا للشق؛ (ب) الطول التقريبي وموقع الشق، المشار إليه بالخط المنقط بقطر 2.5 سم. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

4. قنية القناة اللمفاوية العنقية

  1. ضع الفأر ورأسه موجها نحو المشغل. استخدم المجهر لهذه الخطوة بسبب قطر القناة اللمفاوية العنقية الصغير نسبيا.
  2. باستخدام مشرط معقم، قم بشق الطبقة السطحية من عضلات عنق الرحم بعناية على طول العلامة المذكورة أعلاه التي يبلغ طولها 2.5 سم، موجهة تقريبا بشكل مواز للخط الأوسط (راجع الشكل 4A للطبقة السطحية المفتوحة من الجلد).
  3. افصل بلطف الطبقات العضلية المتبقية، وخاصة اللفافة العنقية السطحية، لكشف الشريان العنقي الذي يمكن تمييزه عادة بلونه الأحمر.
  4. قم بسحب عضلة القص وغدة تحت الفك السفلي وقم بإمالتها بعناية بعيدا عن المجال الجراحي لتسهيل تحديد القناة اللمفاوية العنقية. استخدم موسع الأنسجة للحفاظ على نافذة الجراحة واستخدم مسحة قطنية لتثبيت نسيج العضلات مؤقتا أثناء تحديد موقع العقدة اللمفاوية والقناة اللمفاوية المرتبطة. تأكد من وجود موسع الأنسجة في مكانه طوال عملية التقنية بأكملها (راجع الشكل 4B للنافذة الجراحية المفتوحة مع وجود موسع الأنسجة في مكانه).
  5. حدد موقع القناة اللمفاوية العنقية (ويفضل أن يكون تحت المجهر): تظهر القناة كوعاء معتم عديم اللون بقطر يتراوح بين 0.2 إلى 0.5 مم وتمتد مباشرة موازية للشريان السباتي. غالبا ما يمكن ملاحظة واحد أو أكثر من dCLNs المجاورة بلون الجلد على طول مجرى القناة اللمفاوية العنقية (راجع الشكل 4C لرؤية مجهرية للقناة اللمفاوية العنقية العميقة المكشوفة وقناة dCLN المجاورة).
    ملاحظة: عادة ما يكون لون القنوات اللمفاوية العنقية مشابها جدا للأنسجة المحيطة، وغالبا ما يتطلب التعرف عليها فحصا دقيقا، خاصة في الفئران التي تحتوي على أنسجة دهنية أكثر. لأغراض الممارسة الجراحية (ولكن ليس للدراسات حول نقل الأدوية أو المواد الداخلية إلى اللمفا)، يمكن حقن إيفانز بلو تحت الجلد تحت الرقبة في بداية الجراحة حتى يمكن رؤية القناة اللمفاوية العنقية بشكل أفضل عند تصريف الصبغة عبر اللمفاويات.
  6. باستخدام ملقط غير مباشر، مرر بلطف عبر الأنسجة الضامة المنفصلة وحافظ على الملقط في مكانه لضمان بقاء القناة اللمفاوية العنقية مرئية بوضوح داخل المجال الجراحي.
  7. عزل القناة اللمفاوية العنقية بعناية عن الأنسجة الضامة والدهون المحيطة عن طريق التشريح السطحي، مع حرص خاص على تجنب الضرر، لأن الوعاء هش للغاية.
  8. استخدم زوجا من المقصات المجهرية لعمل شق صغير في النصف العلوي من القناة المكشوفة. لا تفصل القناة تماما؛ يجب أن يبقى النصفان سليمين.
  9. تحقق من أن القنية المحضرة المغطاة مسبقا بمحلول مضاد للتخثر (كما هو موضح في الخطوة 2.3) خالية من فقاعات الهواء عن طريق القيام بغسل لطيف. قبل الإدخال مباشرة، أمسك الطرف البعيد للقنية بملقط بحذر، بحيث يكون الوجه المشطوف موجها للأعلى. ثم تقدم القنية بلطف حوالي 2 مم داخل القناة عبر الشق، موجها إياها نحو الرأس (راجع الشكل 4D لتوضيح نجاح الكانولن). قد يختلف عمق الإدخال الفعلي حسب الفأر الفردي.
    ملاحظة: بما أن إدخال القنية يكون ضحلا نسبيا في هذه العملية، فإن نقطة تثبيت إضافية على المنطقة المحيطة قد تكون مفيدة. يتم تحقيق ذلك عن طريق إنشاء ثقب جلدي ثانوي صغير على بعد حوالي 1.5 سم من نافذة الجراحة باستخدام المقص. سيتم تثبيت هذه الفتحة أكثر في الخطوات التالية (مثلا، بالغرزة أو اللاصق). يوضح الشكل 4E هذه الخطوة في سياق استخدام لاصق الأنسجة. يجب تمرير القنية عبر الثقب للمساعدة في تثبيت موقعها.
  10. افصل حقنة الأنسولين مع الجزء القصير (2 سم) من القنية عن بقية مجموعة القنية. يمكن بعد ذلك جمع اللمف مباشرة من الطرف القريب المكشوف للجزء الأوسط ذو القطر الأكبر. راقب الطرف البعيد لهذا الجزء من الجمع لمدة دقيقة إلى دقيقتين. تأكد من نجاح القناة من خلال تدفق مرئي وبطيء وثابت للسائل اللمفاوي من القناة المعدلة.
  11. بمجرد التأكد من نجاح الكانيولين، ثبت القنية بتطبيق قطرة صغيرة من لاصق نسيج السيانو أكريلات مع ماصة عند موقع شق القناة اللمفاوية وفتحة التثبيت الثانوية (راجع الشكل 4E لعرض تثبيت القنية). كن حذرا جدا لتجنب انسداد الوعاء أو إعاقة تدفق اللمفاوية.
  12. راقب تدفق اللمفاوف لعدة دقائق للتأكد من وجود تدفق ثابت (عادة ما تتكون قطرة مرئية في نهاية القنية خلال دقيقة). بعد التحقق، قم بإزالة موسع الأنسجة بعناية من نافذة الجراحة وإعادة وضع الغدة تحت الفك السفلي إلى موقعها الأصلي.
  13. قم بتثبيت أنبوب طرد مركزي دقيق مغطى بمضادات التخثر (انظر الخطوة 2.6) في الطرف البعيد من القنية لجمع اللمفاوف المتدفقة بحرية.

figure-protocol-3
الشكل 4: تدخين قناة اللمفاوية العنقية. (أ) موقع الشق في منطقة الرقبة؛ (ب) نافذة جراحية مفتوحة مع وجود موسع أنسجة في مكانها وسحب الغدة تحت الفك السفلي إلى اليمين؛ (ج) القناة اللمفاوية العنقية وقناة dCLN واحدة مرئية تحت المجهر. (د) نجاح الكانولن، كما يشار إليه بالخط المنقط الأخضر (الرؤية المجهرية). (ه) تم تطبيق لاصق أنسجي على موقع الشق، وتم عمل ثقب جلدي ثانوي باستخدام معصة. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

5. فترة ما بعد الجراحة وإعطاء الدواء

  1. عند الانتهاء من عملية تدخيم القناة اللمفاوية العنقية، أعد وضع جميع طبقات العضلات إلى مواقعها الأصلية. بعد ذلك، أغلق الشق الجلدي بالغرز و/أو لاصق الأنسجة؛ عادة، يمكن إغلاق شق بطول 2.5 سم بشكل صحيح ب 8 غرز (راجع الشكل 5A للنافذة الجراحية المغلقة بالخياطة). قم بإزالة الأشرطة المطاطية أو الأشرطة الجراحية المقيدة من الأطراف الأمامية عند إتمام هذه الخطوة.
  2. يتم إعطاء الأدوية إلى السائل النخاعي باستخدام طريق مناسب، مثل الحقن داخل المغنا داخل المبيضة (ICM)، أو الحقن داخل البطين الدماغي (ICV)، أو حقن داخل القطب القطني (LIT). باستخدام إعطاء ICM كمثال، حدد موقع الحقن عند السيتيرنا ماجنا، الموجود عند قاعدة الجمجمة ويظهر كنقطة انخفاض ناعمة وحيدة على سطح الجمجمة الظهرية. احلق الفراء المحيط حسب الحاجة لتسهيل الرؤية (راجع الشكل 5B لتحديد المنطقة المناسبة لحقن ICM).
    ملاحظة: للحفاظ على الضغط داخل الجمجمة (ICP) أثناء حقن ICM، غالبا ما يتم سحب حجم مماثل من السائل النخاعي الشوكي قبل إعطاء الدواء. ينصح باستخدام حقنة جديدة معبأة مسبقا للحقن. يمكن أن يسهل ثني إبرة الحقنة سهولة في الإعطاء (راجع الشكل 5C لعرض حقن ICM باستخدام إبرة حقنة مثنية).
  3. حافظ على الجرذ مستلقيا على الوسادة الجراحية المسخنة (تحافظ على درجة حرارة 37 درجة مئوية) للحفاظ على درجة حرارة الجسم بعد الحقن، وطوال فترة جمع العينة.

figure-protocol-4
الشكل 5: إدارة ما بعد الجراحة. (أ) موقع الشق المغلق باستخدام خياطة حريرية. (ب) الموقع التقريبي لسيتيرنا ماجنا مع حلق الفراء المحيط. (ج) إعطاء ICM لمرشح دواء باستخدام حقنة أنسولين مع إبرة مثنية. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

6. جمع عينات اللمفاوف والتحليل

  1. اجمع اللمفاوف باستمرار في أنابيب الطرد المركزي الدقيق المغطاة بمضادات التخثر، واستبدال الأنابيب بفواصل زمنية محددة مسبقا (عادة كل ساعة). خزن العينات المجمعة مع أكياس ثلج باستخدام صندوق تبريد. راجع الشكل 6 للحصول على عينة لمفاوية عنق الرحم المجمعة في أنبوب الطرد المركزي الدقيق.
  2. عند الانتهاء من عملية جمع اللمفاو، قم بقتل الجرذ بطريقة إنسانية وفقا للبروتوكولات المناسبة.
  3. تحديد معدل تدفق اللمف بقياس حجم اللمف الذي تم جمعه خلال كل فترة زمنية مخطط لها (كل ساعة).
  4. قياس تركيزات الأدوية (أو المواد ذات الاهتمام) في الجهاز اللمفاوي باستخدام طرق تحليلية مناسبة، بما في ذلك HPLC أو HPLC-MS أو مجموعات الفحص التجارية المتاحة، لتوصيف حركية الإزالة من الجهاز العصبي المركزي عبر الجهاز اللمفاوي.
  5. حساب نقل كتلة الدواء اللمفاوي عن طريق ضرب تركيزات الأدوية المقاسة في أحجام اللمف المقابلة.

figure-protocol-5
الشكل 6: جمع عينات لمفاوية. صورة فوتوغرافية لعينة واحدة تم جمعها (حوالي 100 ميكرولتر) في أنبوب طرد مركزي دقيق. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

7. التعامل بعد الإجراءات والتخلص من النفايات

  1. تخزين الفئران المدمنة مؤقتا في حاويات نفايات طبية مخصصة داخل منطقة تخزين مبردة مخصصة (مثل الثلاجة) حتى يتم جمعها والتخلص منها من قبل فريق معالجة النفايات الطبية المحترف.
  2. اجمع جميع الأشياء الحادة التي تم التخلص منها في حاوية مخصصة للأدوات الحادة، منفصلة عن باقي النفايات.
  3. تخلص من جميع المواد غير الحادة الأخرى المستخدمة في التجربة (مثل عشايات القطن، الأربطة المطاطية، قنيولات PE) في أكياس النفايات الطبية، ولا تتخلص منها مع النفايات المنزلية أو العامة. تأكد من عدم وضع أي أشياء حادة في هذه الحقيبة.
  4. تنظيف وتعقيم جميع الأدوات المتبقية القابلة لإعادة الاستخدام وفقا لبروتوكولات المختبر.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تم الحصول على مجموعة بيانات تمثيلية لمعدلات تدفق اللمفاوف بالساعة (mL/h) باستخدام نموذج قنونة اللمفاوي العنقي (راجع الشكل 7 للرسم البياني المقابل). في هذه التجربة التي شملت ثلاثة (n = 3) فئران دراسية، تم جمع اللمف بشكل مستمر في أنابيب الطرد المركزي الدقيقة، والتي تم استبدالها كل ساعة على مدى فترة 6 ساعات.

figure-results-1

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يؤسس هذا البروتوكول طريقة قابلة للتكرار لقناة القناة اللمفاوية العنقية في الفئران، مما يمكن من جمع اللمفاوف بشكل مستمر لفترات طويلة. مع التدريب الجراحي المجهري الكافي، يمكن إجراء العملية بكفاءة وتنتج عينات لمفاوية متسقة تحت ظروف فسيولوجية مستقرة، تحافظ عليها بالتخدير المستمر، مما يجعله مناسبا للاستخدام التجريبي الروتيني. بمجرد إتقان العملية، عادة ما يستغرق الإجراء الجراحي حوالي 40 إلى 50 دقيقة لإكماله، مما يتيح معالجة عدة حيوانات خلال جلسة تجريبية واحدة. علاوة على ذلك، يسمح الجمع المستمر...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يصرح المؤلفون بأنه لا توجد لديهم مصالح مالية متنافسة معروفة أو علاقات شخصية قد تكون أثرت على العمل المذكور في هذا المقال.

شكر وتقدير

يشكر المؤلفون بصدق السيد تشنغلين هاو والسيدة جيه تشاو في مركز التجارب الحيوانية بجامعة الصين للصيدلة على دعمهم في إجراء التجارب على الحيوانات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
إبرة قياس 30صحة يوشويستخدم لربط الطرف القريب من القنية (0503) بحقنة الهيبارين
موزع التخدير مع جهاز التبخيرشركة YYUN للآلات
الملقط العريضعلم الحياة للدفع الخلفيF22002-10 
عواد القطنتشينغداو شولتز للتكنولوجيا الحيويةMQ-02يستخدم لتثبيت نسيج العضلات مؤقتا
وسادة جراحية مدفأةآلات شنغهاي ييهنغالبعد 15 ومرة؛ 20 سم
صوديوم الهيبارينتكنولوجيا علاء الدين الكيميائية الحيوية في شنغهايH123383التخفيف مطلوب قبل الاستخدام
حقنة الأنسولين (1 مل)صحة يوشوU100-1MLيستخدم فقط للطلاء المسبق للهيبارين
محلول الإيزوفلوران للاستنشاقعلم الحياة للدفع الخلفيR510-22-10يستخدم للتخدير عبر جهاز التبخير
أقلام الأقلامأي علامة تجاريةلا يوجد
أنبوب الطرد المركزي الدقيق (1.5 مل)معدات نانتونغ هايروي التجريبيةHR10003يستخدم لجمع اللمفاوم
المقص الدقيقعلم الحياة للدفع الخلفيGD234BA0007925
خياطة جراحية نايلون آلات شنغهاي ييهنغ4-0 35 سم
بيبت (قابلة للضبط في الحجم، القياس من 5 إلى 50 وميكرو؛ L)شركة دراجون لابراتور إنسترومنتس المحدودة7030301006يستخدم فقط لقياس لاصق الأنسجة
نصائح بيبيت علوم الحياة في بيوشاربBS-10-Tيستخدم فقط لنقل لاصق الأنسجة، ولا يحتاج إلى حجم محدد
قنية بولي إيهيلين (PE) 0.5 مم OHD، 0.3 مم ID (0503)أجهزة آني لاب العلمية (نينغبو)PE-0503
قنية بولي إيهيلين (PE) 0.6 مم OD، 0.5 مم ID (0605)أجهزة آني لاب العلمية (نينغبو)PE-0605
شفرات الحلاقةجيليت شنغهايQ31/0115000301C004يستخدم فقط لحلاقة الفراء
شريط مطاطيأي علامة تجاريةلا يوجديستخدم لتقييد أطراف الفئران الأمامية
الحاكمأي علامة تجاريةلا يوجد
شفرات سكابل (#23)علم الحياة للدفع الخلفيS31010-01
محلول كلوريد الصوديوم (0.9٪) للتسريبشيجياتشوانغ رقم 4 للأدويةH20066533 (رقم الموافقة)يستخدم فقط لشطف الفراء
سبراج-داولي راتسمختبر نهر بكين الحيوي لتقنية الحيوانات101الوزن من 220 إلى 250 جرام، بدون شرط للعمر
الضوء الجراحيبكين هو بيو-تكXHA011-1
المجهر الجراحيشنغهاي سيوي للتقنية البصرية الإلكترونيةSMZ755Tيمكن تجهيز المجهر التشريح بدون مرحلة ميكانيكية بحامل قابل للسحب
لاصق الأنسجة3M فيتبوند1469SBالمكون الرئيسي هو السيانو أكريلات 
موسع الأنسجة (كوليبري)علم الحياة للدفع الخلفيR22029-04نطاق التمدد 20 مم/4 سم

المراجع

  1. Hu, D., et al. Lymphatic system identification, pathophysiology and therapy in the cardiovascular diseases. J Mol Cell Cardiol. 133 (1), 99-111 (2019).
  2. Breslin, J. W., et al. Lymphatic vessel network structure and physiology. Compr Physiol. 9 (1), 207-299 (2018).
  3. Moore, J. E. Jr, Bertram, C. D. Lymphatic system flows. Annu Rev Fluid Mech. 50, 459-482 (2018).
  4. Dupont, G., et al. Our current understanding of the lymphatics of the brain and spinal cord. Clin Anat. 32 (1), 117-121 (2019).
  5. Aspelund, A., et al. A dural lymphatic vascular system that drains brain interstitial fluid and macromolecules. J Exp Med. 212 (7), 991-999 (2015).
  6. Xu, J., et al. The lymphatic system: a therapeutic target for central nervous system disorders. Neural Regen Res. 18 (6), 1249-1256 (2023).
  7. Raper, D., Louveau, A., Kipnis, J. How do meningeal lymphatic vessels drain the CNS. Trends Neurosci. 39 (9), 581-586 (2016).
  8. Louveau, A., et al. Understanding the functions and relationships of the glymphatic system and meningeal lymphatics. J Clin Invest. 127 (9), 3210-3219 (2017).
  9. Salvador, A. F. M., Abduljawad, N., Kipnis, J. Meningeal lymphatics in central nervous system diseases. Annu Rev Neurosci. 47 (1), 323-344 (2024).
  10. Guo, X., et al. Emerging roles of meningeal lymphatic vessels in Alzheimer's disease. J Alzheimers Dis. 94 (S1), S355-S366 (2023).
  11. Mestre, H., et al. Cerebrospinal fluid influx drives acute ischemic tissue swelling. Science. 367 (6483), eaax7171(2020).
  12. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  13. Zou, W., et al. Blocking meningeal lymphatic drainage aggravates Parkinson's disease-like pathology in mice overexpressing mutated α-synuclein. Transl Neurodegener. 8 (1), 7(2019).
  14. Wu, C., et al. Tauopathy after long-term cervical lymphadenectomy. Alzheimers Dement. 21 (4), e70136(2025).
  15. Fang, Y., et al. A new perspective on cerebrospinal fluid dynamics after subarachnoid hemorrhage: from normal physiology to pathophysiological changes. J Cereb Blood Flow Metab. 42 (4), 543-558 (2022).
  16. Yen, Y. H., Chen, M. W., Lim, J. X., Chew, K. Y. Exploring lymphovenous anastomosis for Alzheimer's disease: addressing brain lymphatic dysfunction, feasibility, and outcome metrics. Plast Reconstr Surg. , (2025).
  17. Rubenstein, J., Ferreri, A. J., Pittaluga, S. Primary lymphoma of the central nervous system: epidemiology, pathology and current approaches to diagnosis, prognosis and treatment. Leuk Lymphoma. 49 (1), 43-51 (2008).
  18. Camilleri-Broët, S., et al. A uniform activated B-cell-like immunophenotype might explain the poor prognosis of primary central nervous system lymphomas: analysis of 83 cases. Blood. 107 (1), 190-196 (2006).
  19. Papadopoulos, Z., Herz, J., Kipnis, J. Meningeal lymphatics: from anatomy to central nervous system immune surveillance. J Immunol. 204 (2), 286-293 (2020).
  20. Hoang, T. A., et al. Development and application of a novel cervical lymph collection method to assess lymphatic transport in rats. Front Pharmacol. 14 (1), 1111617(2023).
  21. Licastro, E., et al. Glymphatic and lymphatic communication with systemic responses during physiological and pathological conditions in the central nervous system. Commun Biol. 7 (1), 229(2024).
  22. Sarker, A., et al. Intrathecal [(64)Cu]Cu-albumin PET reveals age-related decline of lymphatic drainage of cerebrospinal fluid. Sci Rep. 13 (1), (2023).
  23. Khang, M., et al. Intrathecal delivery of nanoparticle PARP inhibitor to the cerebrospinal fluid for the treatment of metastatic medulloblastoma. Sci Transl Med. 15 (720), eadi1617(2023).
  24. Pizzo, M. E., et al. Intrathecal antibody distribution in the rat brain: surface diffusion, perivascular transport and osmotic enhancement of delivery. J Physiol. 596 (3), 445-475 (2018).
  25. Yan, J., et al. Lymphatic clearance is the main drainage route of lamotrigine-loaded micelles following delivery to the brain. J Pharm Pharmacol. 71 (10), 1488-1496 (2019).
  26. Ringstad, G., Eide, P. K. Glymphatic-lymphatic coupling: assessment of the evidence from magnetic resonance imaging of humans. Cell Mol Life Sci. 81 (1), 131(2024).
  27. Pan, W. R., Suami, H., Taylor, G. I. Lymphatic drainage of the superficial tissues of the head and neck: anatomical study and clinical implications. Plast Reconstr Surg. 121 (5), 1614-1624 (2008).
  28. Bou-Assaly, W. The forgotten lymph nodes: review of the superficial head and neck lymphatic system. Radiol Imaging. 1 (1), 9-13 (2016).
  29. Yağmurlu, K., et al. Anatomical features of the deep cervical lymphatic system and intrajugular lymphatic vessels in humans. Brain Sci. 10 (12), 953(2020).
  30. Suami, H., Scaglioni, M. F. Lymphatic territories (lymphosomes) in the rat: an anatomical study for future lymphatic research. Plast Reconstr Surg. 140 (5), 945-951 (2017).
  31. Zawieja, D. C., et al. Lymphatic cannulation for lymph sampling and molecular delivery. J Immunol. 203 (8), 2339-2350 (2019).
  32. Hoang, T. A., et al. Quantifying the lymphatic transport of model therapeutics from the brain in rats. Mol Pharm. 21 (5), 2473-2483 (2024).
  33. Hoang, T. A., et al. Acute neuroinflammation alters the transport of a model therapeutic protein from the brain into lymph and blood. Mol Pharm. 21 (10), 5138-5149 (2024).
  34. Maloveska, M., et al. Dynamics of Evans blue clearance from cerebrospinal fluid into meningeal lymphatic vessels and deep cervical lymph nodes. Neurol Res. 40 (5), 372-380 (2018).
  35. Trevaskis, N. L., et al. The mesenteric lymph duct cannulated rat model: application to the assessment of intestinal lymphatic drug transport. J Vis Exp. (97), e52389(2015).
  36. Gakuba, C., et al. General anesthesia inhibits the activity of the glymphatic system. Theranostics. 8 (3), 710-722 (2018).
  37. Miao, A., et al. Brain clearance is reduced during sleep and anesthesia. Nat Neurosci. 27 (6), 1046-1050 (2024).
  38. Bachmann, S. B., et al. Differential effects of anaesthesia on the contractility of lymphatic vessels in vivo. J Physiol. 597 (11), 2841-2852 (2019).
  39. Ruscic, K. J., Padera, T. P. Silence of the lymphs: some anaesthetic regimens inhibit lymphatic pumping. J Physiol. 597 (11), 2827-2828 (2019).
  40. Dahan, A., et al. The effect of general anesthesia on the intestinal lymphatic transport of lipophilic drugs: comparison between anesthetized and freely moving conscious rat models. Eur J Pharm Sci. 32 (4), 367-374 (2007).
  41. de Jong, W. H., et al. Long-term cannulation of the vena cava of rats for blood sampling: local and systemic effects observed by histopathology after six weeks of cannulation. Lab Anim. 35 (3), 243-248 (2001).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة