مقالة منهجية

نماذج حيوانات الفئران لتقييم تأثيرات تحفيز الأعصاب العجزية والطرفية على وظيفة المثانة

DOI:

10.3791/70300

⸱

يونيو 9, 2026

 ,  , 
1Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Urology, Ostrava University Hospital, 3Department of Surgical Studies, Ostrava University, 4Department of Urology, Odense University Hospital

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصف هذا البروتوكول تقنيات جراحية مفصلة لتحفيز الأعصاب العجزية والظنبوبية والشجداوية في الفئران المخدرة. تمكن هذه النماذج من دراسة تأثيرات التعديل العصبي على وظيفة المثانة، والمساعدة في تحديد معايير التحفيز المثلى، وتسمح بدراسة آليات عمل علاجات تحفيز الأعصاب العجزية والطرفية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

التعديل العصبي، وهو نهج علاجي لخلل وظائف الأعضاء المختلفة، ثبت فعاليته في علاج اضطرابات الجهاز البولي السفلي. على الرغم من نجاحه السريري، لا تزال الآليات الكامنة وراء التعديل العصبي غير مفهومة بشكل كامل، مما يؤكد الحاجة إلى نماذج حيوانية موحدة وقابلة للتكرار. تم تأسيس نماذج ما قبل سريرية لتعديل الأعصاب البولية باستخدام تحفيز الأعصاب العجزية والطرفية لأكثر من عقدين؛ ومع ذلك، توفر الأدبيات الحالية تفاصيل منهجية محدودة حول الإجراءات الجراحية. تقدم هذه المقالة وصفا مفصلا وتمثيلا بصريا لتقنيات راسخة لتحفيز الأعصاب العجزية. كما يصف نهجا معدلا لتحفيز عصب الظنبوب، ويقدم طريقة جديدة لتعديل الأعصاب في المثانة باستخدام تحفيز العصب الشظي في نموذج الفئران. تتضمن طريقة تحفيز عصب الظنوب المعدلة كشف وتحفيز العصب الظنوب عند أصله، كفرع من العصب الوركي، بدلا من الكاحل الإنسي كما هو موضح في الدراسات السابقة. نظرا للإدخال الأخير لتحفيز الأعصاب الشروية لتعديل الأعصاب في المثانة في الممارسة السريرية، يقترح هذا المقال نموذجا فريدا للفئران لدراسة آلياته في التحكم في وظيفة المسالك البولية السفلية. يتم توضيح إرشادات خطوة بخطوة لجميع طرق التعديل العصبي الثلاث فيما يتعلق بالتعرض للأعصاب، ووضع الأقطاب، والتحقق من نجاح وضع الأقطاب بناء على الاستجابات الحركية المميزة. يتضمن مثال ممثل لتأثير تحفيز العصب الشظوي على وظيفة المثانة في نموذج الفئران لفرط نشاط المثانة الناتج عن حمض الخليك لإثبات قابلية تطبيقه. تقدم هذه المقالة بروتوكولا موحدا ومتاحا تقنيا لدراسة آليات التعديل العصبي، بما في ذلك التغيرات في إشارات الحواس في المثانة، والمسارات التنظيمية للعمود الفقري وفوق الشوكي، وتحسين معايير التحفيز، ومقارنة فعالية أهداف التحفيز المختلفة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يستخدم التعديل العصبي تحفيزا كهربائيا منخفض السعة لتغيير وظيفة العضو النهائي1. في سياق اضطرابات المسالك البولية السفلية، مثل متلازمة فرط نشاط المثانة (OAB)، واحتباس البول غير الانسدادي، والمثانة العصبية، ومتلازمة ألم المثانة، يستخدم التعديل العصبي كعلاج ثالث للمرضى الذين فشلوا في العلاج السلوكي والعلاج الدوائي2. بالنسبة للتعديل العصبي لدى مرضى التهاب الظنوب الزائد، تم استخدام تحفيز أعصاب الظنبوب الخلفي وتحفيز العصب العجزي (SNS) على نطاق واسع في الممارسة السريرية. تجرى دراسة أساليب التعديل العصبي التجريبية التي تستهدف الأعصاب الطرفية الإضافية، بما في ذلك الأعصاب الخصية والشحفية، 3,4,5,6.

على الرغم من أن التعديل العصبي استخدم في علاج أمراض المثانة والأمعاء لعقود عدة، إلا أن آلية عمله لم تفهم بشكل كامل. كما ورد في مراجعة مجموعة الخبراء متعددة التخصصات، تم اختيار معايير التحفيز المستخدمة حاليا في الغالب من قبل المصنعين بناء على نهج التجربة والخطأ7. لذلك من المهم الاستمرار في استخدام النماذج الحيوانية لتوضيح المسارات الأساسية وتحسين معايير التحفيز لتحسين التأثير العلاجي. تم إجراء عدة تجارب ما قبل سريرية، باستخدام حيوانات مستيقظة ومخدرة، بما في ذلك الفئران والجرذان والأغنام والكلاب والقطط4. مع تشجيع الإرشادات الأخلاقية وسياسات البحث حول العالم على استخدام أنواع أصغر وأقل تعقيدا، تم استخدام نماذج القوارض بشكل متكرر في السنوات الأخيرة.

استخدم نظام الإشارة النسائية في نماذج الفئران لخلل المثانة نهجين منهجيين بشكل رئيسي. الأول، الذي وصفه زفارا وآخرون، يتضمن زرع قطب محفز في الثقبة العجزية باستخدام قسطرة أو إبرة شوكية8. يتطلب النهج الثاني تعريض جذر العصب L6 ووضع الأقطاب التحفيزية تحت الأعصاب L6، باستخدام غراء السيليكون لتثبيت التلامس بين القطب والعصب9. التقنية التي تتضمن وضع الأقطاب الكهربائية في الثقبة العجزية تعكس النهج السريري. الطريقة التي تستخدم تعريض جذر L6، رغم تحدها التقني، توفر تحديد موضع دقيق ووصولا أكثر اتساقا إلى العصب.

تم وصف نماذج حيوانات الفئران التي تحاكي تحفيز العصب الظنبوب الخلفي في الأدبيات. الطريقة الأكثر استخداما تتضمن التعرض الجراحي للعصب الظنوب على الجانب الإنسي من الطرف الخلفي فوق الكاحل10، 11، 12، 13، 14، 15، 16. طريقة أخرى تتكون من إدخال أقطاب الإبر عبر الجلد بالقرب من العصب الظنبوبي17. تهدف هذه المقالة إلى تقديم وصف مفصل لتحفيز عصب الظنبوب في منشأها، بين عضلات الألوية الكبرى وعضلة العضلة ذات الرأسين الفخذية، حيث ينقسم العصب الوركي إلى ثلاثة فروع: العصب الظنبوبي، العصب العمودي المشترك، والأعصاب السورالية. بالإضافة إلى ذلك، تقدم هذه الدراسة تحفيز الأعصاب الشظوية كنموذج حيواني جديد لدراسة طريقة جديدة للتعديل العصبي. تدعم الأهمية الانتقالية لهذا النموذج الجرذي الإدخال السريري الأخير لتحفيز الأعصاب الشغوية لتعديل الأعصاب في المثانة18,19.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم إيواء الحيوانات في منشأة رعاية الحيوانات بجامعة جنوب الدنمارك وفقا للإرشادات المؤسسية. تم إجراء جميع التجارب على الحيوانات وفقا لدليل المعاهد الوطنية للصحة لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية. وافقت لجنة الأخلاقيات في مفتشية تجارب الحيوانات الدنماركية على إجراءات الدراسة (البروتوكول رقم 2022-15-0201-01158). المواد المستخدمة والمواد المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. تحضير الأقطاب الكهربائية

ملاحظة: لتحفيز العصب في الظنبوب والشظية والعصب L6، تم استخدام أقطاب كهربائية على شكل خطاف ثنائي القطب20. تقدم الخطوات التالية وصفا موجزا لتصميم وبناء الأقطاب الكهربائية.

  1. اقطع سلكين فضيين مطليين بطول 125 ميكرومتر مغلفة بالبولي تترافلورو إيثيلين (PTFE) ولفهما معا.
  2. قم بإزالة 4–5 مم من PTFE من أحد طرفي الأسلاك، وقص الأطراف المكشوفة بشكل متساو، وثني الأطراف للأعلى فوق إبرة 23 G لتشكيل خطافين متوازيين بمسافة 2 مم.
  3. ثبت القطب على صفيحة وضع الخطاطيف متجهة للأعلى وتمتد فوق حافة اللوح.
  4. اخلط غراء السيليكون ذو المكونين لمدة 5 ثوان. ضع قطرة على بعد 1–2 مم من الخطاطيف واتركها تجف لمدة حوالي 5 دقائق.
  5. قم بإزالة جزء طوله من 1–2 سم من طلاء PTFE من الطرف المقابل للقطب للسماح بالاتصال بالمنشط.

2. تحضير الحيوانات

ملاحظة: في ظروف معقمة، تم زرع قساطر PE-50، التي كان طرفها متسعا بفعل الحرارة، في قبة المثانة لفئران سبراج-داولي الإناث (250–300 جم) وتثبيتها بخياطة خيط كيس. تم إخراج الطرف البعيد من الأنبوب عند ظهر الحيوان ولفه في كيس تحت الجلد21. تم السماح بخمسة أيام لتعافي المثانة بعد الجراحة.

  1. تخدير الحيوان باليوريثان (1.5 جم/كجم، داخل الصفاق) (وفقا للبروتوكولات المعتمدة مؤسسيا). أعط اليوريثان على ثلاث جرعات مقسمة بفواصل زمنية كل 15 دقيقة، أي قبل بدء التجربة بحوالي ساعتين.
  2. انقل الحيوان إلى وسادة تسخين وضعه في وضعية الاستلقاء.
  3. لتحفيز أعصاب الظنبوب والشظم، قم بحلق الطرف الخلفي للجرذ حول منطقة الفخذ وكذلك النصف السفلي من الظهر. ضع الذيل وحقنة بسعة 5 مل تحت الطرف الخلفي الأيسر للجرذ وثبت الذيل والساق كما هو موضح في الشكل 1A.
  4. بالنسبة للنتيج العصبي، احلق ظهر الفأر من الذيل إلى العمود الفقري الصدري وضع أنبوب طرد مركزي بحجم 50 مل تحت البطن لرفع المنطقة القطنية والعجزية.
    ملاحظة: جميع تجارب التحفيز العصبي تمثل إجراءات غير بقاء على قيد الحياة. استخدم تقنيات جراحية نظيفة.

3. تشريح العصب الشظي والظنبوبي وزرع الأقطاب الكهربائية

  1. استخدم مشرط لعمل شق بعرض 3–3.5 سم في الوسط بين مفصل الركبة والثنوب الإسكالي (الشكل 1B).
  2. افصل الجلد عن العضلة عن طريق تمرير المقص تحت الجلد وقطع النسيج الضام.
  3. افتح الجلد باستخدام المثبتات واكشف اللفافة التي تربط عضلات الأرداف الكبرى بعضلات العضلة ذات الرأسين الفخذية (الشكل 1C).
  4. استخدم المقص المستقيم لقطع اللفافة وتشريح المسافة بين عضلة الألوية الكبرى وعضلة البايسبس الفخذية حتى يتم رؤية العصب الوركي (الشكل 1D,E).
  5. إعادة وضع المثبتات على عضلة البايسبس الفخذية لتحقيق تعرض جيد للعصب الوركي وفروعه - الأعصاب الظنبوبية، الشظية، والعضلة السطحية (الشكل 2A). في هذا السياق، يشير مصطلح "العصب الشظوي" إلى العصب الشبقي المشترك قبل تقسيمه إلى أعصاب ثمجي عميقة وسطحية. العصب الظنبوبي هو أكبر فرع؛ العصب السورالي هو الأصغر، والعصب الشبقي له قطر متوسط.
  6. افصل العصب الشظوي عن النسيج الضام المحيط باستخدام ملقط منحني ومقص دقيق. ثم استخدم الملقط الدقيق لنشر الأنسجة بعناية على جانبي وتحت النسيج لعزل جزء بطول 5 مم من العصب. كرر نفس الإجراء مع العصب الظنبوبي لتحفيز عصب الظنبوب (الشكل 2B).
    ملاحظة: تجنب سحق العصب بحمله بالملاقط وقلل من شد العصب إلى الحد الأدنى.
  7. قم بعمل شق بطول 5 مم في النصف السفلي من الظهر باستخدام المشرط وامرر الهيموستات تحت الجلد عبر الشق لإنشاء قناة تحت الجلد. تقدم الهيموستات بحذر حتى يخرج الطرف عند شق الطرف الخلفي (الشكل 2C).
  8. باستخدام الهيموستات، أمسك الطرف غير المتصل للقطب واسحب الجهاز ببطء عبر الشق في النصف السفلي من الخلف. باستخدام ملقطين، ثني الطرف الآخر من القطب (الطرف المعقوف) بزاوية 90° بالنسبة للمستوى تحت الجلد وتأكد من أن خطاطيف القطب موضوعة بجوار وعمودي على العصب (الشظوجي أو الظنبوب) (الشكل 2D).
    ملاحظة: تحديد موقع القطب الكهربائي بشكل صحيح مهم لتجنب تمدد العصب.
  9. استخدم ملقط دقيق منحني لرفع العصب وتمرير خطاطيف القطب تحت العصب. اخلط غراء السيليكون المكون من مكون من مكون لمدة 5 ثوان، استخدم عود قطن لتجفيف العصب، وطبق كمية كافية من الغراء لتغطية الخطاطيف والمنطقة المجاورة للعصب (الشكل 2E–G).
    ملاحظة: قبل تطبيق الغراء، قم بتوصيل الأقطاب الكهربائية بالمحفز، وحفز العصب على مستوى عتبة المحرك لتأكيد المكان الصحيح للقطب. تم تحديد عتبة المحرك كالحد الأدنى للجهد المطلوب لتحفيز حركة قدم متسقة في المرحلة. تحفيز العصب الشظي يولد انثناء ظهري مرحلي للقدم، بينما تحفيز العصب الظنبوبي يولد ثني الأخمص. في غياب الاستجابة الحركية للتحفيز، تحقق من الاتصال بين المحفز والقطب.
  10. ضع غرزة نايلون 5-0 في النسيج الضام عند الشق الخلفي، مع ترك طرفي الغرز طويلا بما فيه الكفاية. تستخدم هذه الأطراف لتثبيت القطب في مكانه، مما يضمن تموضعه المستقر.
  11. أغلق الجلد عند شق الطرف الخلفي باستخدام خياطة فيكريل 4-0.

4. تعرض العصب L6 وغرس القطب

  1. استخدم مشرط لعمل شق وسطي بعرض 4–5 سم فوق منطقة أسفل الظهر والعجز. ضع الدوافع لفتح الشق، وكشف عضلات الظهر الأساسية، وأطراف النقوش الفقرية الشوكية (الشكل 3A).
  2. امسح القمة الحرقفية واستخدمها كمعلم لتحديد مواقع العمليات الشوكية في L6. يمكن التعرف عليه كأول عملية شوكية تقع أسفل القمة الحرقفية مباشرة (الشكل 3B).
  3. استخدم المقص لإزالة اللفافة فوق الفقرات من L5 إلى S2. ثم عزل وفصل العضلات فوق الفقرية بعناية من الجانبين لكشف النقوش الشوكية، والطبقات، والعمليات المفصلية. قم بإزالة الأنسجة الضامة المتبقية والعضلات باستخدام مقص دقيق حتى تصبح الهياكل العظمية واضحة (الشكل 4A,B).
    ملاحظة: هذا يخلق نافذة تشريحية تكشف المعالم وتوفر الوصول إلى جذع العصب L6. تحديد المفصل الخلفي للوجه L6؛ يمتد جذع العصب L6 من الذيل إلى هذا المفصل. أيضا، حدد العجز والمفاصل العجزية الحرقفيلة. يمتد جذع العصب L6 من الذيلية والإنسي إلى هذا المفصل (الشكل 4B).
  4. استخدم الرونجر لإزالة النتوء الشوكي في S1 بعناية، ثم كسر وإزالة شظايا صغيرة من عظم العجز في المنطقة بين الفقرتين S1 وS2 لكشف جذع العصب L6 (الشكل 4C).
  5. افصل العصب L6 عن الأنسجة المحيطة باستخدام ملقط منحني ومقص دقيق. اربط العصب بقطب سلكي فضي مطلى ب PTFE ثنائي القطب وعزله عن الأنسجة المحيطة باستخدام غراء سيليكون متوافق حيويا، كما هو موضح في الخطوة 3.9 (الشكل 4D).
    ملاحظة: تحفيز العصب L6 يولد انقباض عضلات قاع الحوض وارتعاش الذيل.
  6. كرر نفس الإجراء على الجانب المقابل لتحفيز الأعصاب الثنائي.
  7. أغلق الجلد بخياطة فيكريل 4-0.

5. إدخال قطب محفز في الثقبة العجزية

  1. استخدم مشرط لعمل شق في منتصف الخط فوق العجز واستخدم منشطات لفتح الشق وكشف عضلات الظهر الأساسية.
    ملاحظة: افحص التاج الحرقفي كما ذكر في الخطوة 4.2 لتحديد معالم L6/S1.
  2. افصل العضلات فوق الفقرية عن العمليات الشوكية باستخدام تشريح غير حاد. إعادة وضع الدوامات على العضلات للحصول على تعرض للعمليات الشوكية وتسهيل الوصول إلى الثقبة العجزية S1 (الشكل 5A).
  3. حدد موقع الثقبة S1، التي تقع ذيلية وجانبية للنتوء الشوكي S1. افحص الثقبة العجزية S1 باستخدام إبرة قياس 18 مجهزة مسبقا بالقطب أحادي القطب (الشكل 5B).
    ملاحظة: يستخدم سلك من الفولاذ المقاوم للصدأ المطلي ب PTFE بقطر 180 ميكرومتر، مع إزالة 5 مم من العزل من كلا الطرفين.
  4. ضع طرف الإبرة عند الثقبة S1، مع الحفاظ عليها موازية للعمود الفقري وبزاوية تقارب 30° بالنسبة لظهر الحيوان. حرك السلك بلطف على طول مسار العصب أثناء سحب الإبرة ببطء. كرر العملية على الثقبة S1 المقابلة للتحفيز الثنائي.
    ملاحظة: لتأكيد الموقع الصحيح للقطب، قم بتوصيل الطرف البعيد للسلك بالمحفز. التحفيز الكهربائي يولد ارتعاشة في الذيل.
  5. ثبت الأسلاك على النتوء الشوكي المجاور (L6) باستخدام خياطة فيكريل 5-0 (الشكل 5C).
  6. قم بعمل شق بطول 1 سم في مؤخرة الرقبة باستخدام مشرط وصنع نفق تحت الجلد باستخدام مصب دموي من الشق في مؤخرة الرقبة إلى الشق على مستوى العجز.
  7. مرر الطرف البعيد من السلك عبر النفق وقم بإبعاده من خلف الرقبة (الشكل 5D).
  8. أغلق اللفافة والجلد على مستوى العجز، وكذلك الجلد في مؤخرة الرقبة، باستخدام خياطة فيكريل 4-0.

6. تسجيل قياس المثانة

  1. بعد 5 أيام، وقبل إجراء تجارب التحفيز، قم بإخراج أنبوب PE-50 إلى الخارج وربطه بمحول الضغط ومضخة التسرب.
  2. قم بحقن المثانة بشكل مستمر بمعدل 3 مل/س لمدة ساعتين للسماح بتثبيت معلمات المثانة.
  3. تقييم معايير قياس المثانة، بما في ذلك الضغط الأساسي، ضغط العتبة، امتثال المثانة، ضغط التقطيع، وسعة المثانة قبل وأثناء وبعد تحفيز الأعصاب باستخدام دورة تفريخ واحدة داخل الحويصلة21.
  4. في نهاية كل تجربة، ووفقا للمعايير الأخلاقية، قم بقتل الحيوانات بجرعة زائدة من التخدير.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لإثبات التصميم التجريبي لتقييم تأثير التعديل العصبي على وظيفة المسالك البولية السفلية، تم تقديم دراسة تم فيها تطبيق تحفيز العصب الشروجي في نموذج جرذ لفرط نشاط المثانة الناتج عن حقن 0.5٪ حمض الخليك داخل الحويثة. تم تسجيل وظيفة المثانة باستخدام قياس المثانة لدورة التقطيع واحدة قبل وأثناء وبعد التحفيز (الشكل 6 أ، ب). شمل الإعداد التجريبي فترتين مختلفتين من تحفيز العصب الشظوي باستخدام موجة التحفيز ثنائي المرحلة، وتردد 10 هرتز، ومدة النبضة 0.2 مللي ثانية، وشدة تحفيز 3 أضعاف العتب...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تقدم هذه المقالة وصفا مفصلا لطرق زرع الأقطاب الكهربائية لتحفيز الأعصاب العجزية وعظمة الظنبوب والشفة في فأر مخدر.

زرع قطب رصاصي في الثقبة العجزية لتحفيز مستمر منخفض السعة للعصب العجز S3 هو علاج مقبول على نطاق واسع لخلل الجهاز البولي السفلي (LUT) وسلس البراز. في المرضى، يوضع القطب عادة في الثقبة S3 ويستهدف مزيجا من المحاور العصبية الميالينية وغير المائلينية22. يتوافق هذا الموقع مع الجزء L6–S1 من الحبل الشوكي في الفئران. تحديد موقع الأعصاب...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تمويل هذه الدراسة من صندوق أبحاث مستشفى جامعة أودنسي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
18 G disposable injection needle KRUUSE121282
Dumont forceps style 5TMDUMONT1708-5TM-POمنحني
Dumont forceps style 7XLDUMONT0508-7XL-POمنحني
Grass SD9 square pulse stimulatorSomatco1077/183
HemostatFine Science Tools/Teleflex13018-14/PO181059≥ 14 سم، طرف ناعم
Iris scissorsWorld Precision Instruments14218مقص مستقيم 
Kwik-Sil silicone Elastomer World Precision InstrumentsKWIK-SIL غراء مكونين
Micro Adson forcepsWorld Precision Instruments501245
MicroscissorsS&T SAC-15 R-8طرف منحني ≤ 10mm طول
NaCl 0.9% 100 mLB.BraunN/A
PE-50 tubingInstechBTPE-50
Prolene 5-0 suture EthiconEH7257
RongeurGeorge Tiemann & Co160-424-08طرف منحني ناعم
Surgical ScalpelSwann-Morton0505
Urethane Sigma-AldrichU2500
Vicryl 4-0 suture EthiconV451
Vicryl 5-0 suture EthiconV303
Wire Silver Teflon-coated 0.125 mmWorld Precision InstrumentsAGT0525
Wire Stainless Steel Teflon-coated 0.18 mmWorld Precision InstrumentsSST30407-50

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Van Kerrebroeck, P. E. V., Van Den Hombergh, U. The history of neuromodulation for lower urinary tract dysfunction: An overview. Continence. 11, 101328(2024).
  2. Cameron, A. P., et al. The AUA SUFU guideline on the diagnosis and treatment of idiopathic overactive bladder. Neurourol Urodyn. 43 (8), 1742-1752 (2024).
  3. De Groat, W. C., Tai, C. Chapter 19 Mechanisms of Action of Sacral Nerve and Peripheral Nerve Stimulation for Disorders of the Bladder and Bowel. Neuromodulation second edition. Krames, E. S., Peckham, P. H., Rezai, A. R. , Academic Press. 221-236 (2018).
  4. Krhut, J., et al. The mechanism of action of neuromodulation in the treatment of overactive bladder. Nat Rev Urol. 22, 414-426 (2025).
  5. Abello, A., Das, A. K. Electrical neuromodulation in the management of lower urinary tract dysfunction: Evidence experience and future prospects. Ther Adv Urol. 10 (5), 165-173 (2018).
  6. Hokanson, J. A., et al. Stimulation of the sensory pudendal nerve increases bladder capacity in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 314 (4), F543-F550 (2018).
  7. Knowles, C. H., et al. The science behind programming algorithms for sacral neuromodulation. Colorectal Dis. 23 (3), 592-602 (2021).
  8. Zvara, P., et al. An animal model for the neuromodulation of neurogenic bladder dysfunction. Br J Urol. 82 (2), 267-271 (1998).
  9. Su, X., et al. Role of the endogenous opioid system in modulation of urinary bladder activity by spinal nerve stimulation. Am J Physiol Renal Physiol. 305 (1), F52-F60 (2013).
  10. Su, X., et al. Differentiation and interaction of tibial versus spinal nerve stimulation for micturition control in the rat. Neurourol Urodyn. 34 (1), 92-97 (2015).
  11. Matsuta, Y., et al. Poststimulation inhibition of the micturition reflex induced by tibial nerve stimulation in rats. Physiol Rep. 2 (1), e00205(2014).
  12. Su, X., et al. Comparison of neural targets for neuromodulation of bladder micturition reflex in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (8), F1196-F1206 (2012).
  13. Kovacevic, M., Yoo, P. B. Reflex neuromodulation of bladder function elicited by posterior tibial nerve stimulation in anesthetized rats. Am J Physiol Renal Physiol. 308 (4), F320-F329 (2015).
  14. Choudhary, M., et al. Effect of tibial nerve stimulation on bladder afferent nerve activity in a rat detrusor overactivity model. Int J Urol. 23 (3), 253-258 (2016).
  15. Choudhary, M., et al. The frequency spectrum of bladder non voiding activity as a trigger event for conditional stimulation: Closed loop inhibition of bladder contractions in rats. Neurourol Urodyn. 37 (5), 1567-1573 (2018).
  16. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  17. Mai, J., et al. Prolonged inhibitory effects of repeated tibial nerve stimulation on the micturition reflex in decorticated rats. Neuromodulation. 25 (8), 1115-1121 (2022).
  18. Krhut, J., et al. Peroneal electrical transcutaneous neuromodulation as a new treatment for patients with overactive bladder: An initial clinical experience. Urol Int. 106 (7), 658-663 (2022).
  19. Krhut, J., et al. Prospective randomized multicenter trial of peroneal electrical transcutaneous neuromodulation vs solifenacin in treatment naïve patients with overactive bladder. J Urol. 209 (4), 734-741 (2023).
  20. Hox, M., et al. Cavernous nerve stimulation and recording of intracavernous pressure in a rat. J Vis Exp. (134), e56807(2018).
  21. Mann-Gow, T. K., et al. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).
  22. Hauck, E. F., et al. Measurements and mapping of 282420 nerve fibers in the S1 5 nerve roots. J Neurosurg Spine. 11 (3), 255-263 (2009).
  23. Krhut, J., et al. Peroneal electric transcutaneous neuromodulation ETNM A novel method for the treatment of the overactive bladder. J Healthc Eng. 2021, 4016346(2021).
  24. Baima, J., Krivickas, L. Evaluation and treatment of peroneal neuropathy. Curr Rev Musculoskelet Med. 1 (2), 147-153 (2008).
  25. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of persistent bladder underactivity induced by prolonged pudendal afferent nerve stimulation in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 320 (5), R675-R682 (2021).
  26. Yu, M., et al. An excitatory reflex from the superficial peroneal nerve to the bladder in cats. Am J Physiol Renal Physiol. 313 (5), F1161-F1168 (2017).
  27. Zhao, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention in cats. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1679-1686 (2020).
  28. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention induced by prolonged pudendal afferent activity in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 322 (2), R136-R143 (2022).
  29. Tilborghs, S., et al. Motor response matters: Lead placement and urologic efficacy linked in sacral neuromodulation. Neuromodulation. 28 (5), 865-872 (2025).
  30. Wang, Y., Hassouna, M. M. Neuromodulation reduces c fos gene expression in spinalized rats: A double blind randomized study. J Urol. 163 (6), 1966-1970 (2000).
  31. Pastelín, C. F., et al. Neural pathways of somatic and visceral reflexes of the external urethral sphincter in female rats. J Comp Neurol. 520 (14), 3120-3134 (2012).
  32. Rigaud, M., et al. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: Implications for studies of neuropathic pain. Pain. 136 (1-2), 188-201 (2008).
  33. Hokanson, J. A., et al. Pathways and parameters of sacral neuromodulation in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 325 (6), F757-F769 (2023).
  34. Abdelkhalek, A. S., et al. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents a systematic review. PLoS One. 16 (6), e0253192(2021).
  35. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  36. Langlois, L., et al. Development of a remote controlled implantable rat sacral nerve stimulation system. Neuromodulation. 22 (6), 690-696 (2019).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة