يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تحليلات مورفومترية للشكل: صندوق أدوات برنامج التحليل لقياس شكل الجمجمة الوجهية في سمك الزرد

929 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/70345

⸱

فبراير 27, 2026

 ,  ,  , 
1Department of Biochemistry and Molecular Genetics, Alcohol Research Center, University of Louisville, 2Department of Pediatrics, Section of Developmental Biology, University of Colorado School of Medicine, Anschutz Medical Campus

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا العمل بروتوكولا لقياس شكل الغضروف الجمجمي الوجهي باستخدام برامج حرة (tpsDigs2، MorphoJ، وPAST) لقياس التغيرات في بنية الوجه في يرقات سمك الزرد.

الملخص

تتميز اضطرابات طيف الكحول الجنيني (FASD) بمجموعة متفاوتة من الإعاقات الجسدية والمعرفية والسلوكية الناتجة عن التعرض للإيثانول قبل الولادة، بما في ذلك تلك التي تؤثر على الهيكل العظمي للوجه. تساهم المواقع الجينية الحساسة للإيثانول في هذا القدر العالي من التباين في FASD، مما يعقد تحليلات شكل الوجه. لقد أظهرنا سابقا أنه يمكننا تحليل هذه التغيرات في شكل الوجه من تفاعلات الجينات مع الإيثانول في سمك الزرد. تعد أسماك الزرد نموذجا مثاليا لتحليل هذا التنوع لعدة أسباب؛ (1) 70٪ من الجينات متجانسة بين الإنسان وسمك الزرد؛ (2) يسمح التخصيب الخارجي للباحثين بالتحكم في توقيت وجرعة معالجات الإيثانول؛ (3) بنية هيكل وجههم العظمي محفوظة مع الفقاريات؛ (4) تمكن اليرقات الشفافة من رؤية التغيرات في البنية العظمية القمجمية والوجهية مباشرة أثناء التطور. ومع ذلك، قد يكون من الصعب تقييم شكل هيكل الجمجمة والوجه بالكامل من خلال قياسات خطية بسيطة، لأنها لا تلتقط التغيرات العامة في الشكل. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن تعقد تغييرات حجم الرأس تفسير البيانات. لمعالجة ذلك، اتبعنا نهجا مورفومتريا، حيث حللنا الشكل العام للوجه من خلال تحليلات المكونات الرئيسية عبر برامج مجانية، tpsDigs2، MorphoJ، وPAST. يسمح دمج هذا البرنامج بمقارنة زوجية لشكل الوجه بشكل عام. هنا، نستعرض نهجنا وتحليلنا لشكل الوجه لدى طفرات سمك الزرد المعالجة بالإيثانول باستخدام هذه البرامج لإجراء سلسلة من التحليلات الإحصائية التكميلية متعددة المتغيرات.

المقدمة

تتميز اضطرابات طيف الكحول الجنيني (FASD) بمجموعة واسعة من العيوب النمائية، بما في ذلك السلوكية والعصبية والجسدية 1,2. تشمل هذه العيوب الجسدية عيوب في الجمجمة والوجه، مثل نقص تنسج الفك3،4،5،6. بينما تساهم توقيت وجرعة التعرض للإيثانول في تعقيد أسباب FASD، تلعب المساهمة الجينية دورا مهما في أسباب FASD 6,7,8,9,10,11,12. هذا المزيج من العوامل يجعل دراسة عيوب الوجه في مجموعات البشر أمرا صعبا. لدراسة تأثير التعرض للإيثانول قبل الولادة على النمو، نستخدم نموذج سمك الزرد. تعد أسماك الزرد نموذجا قويا لاضطراب نقص الجنون الشديد حيث تشترك في 70٪ من الجينات المجزية للبشر، و82٪ من الجينات المسببة للأمراضالمعروفة 13، 14، 15، 16. بالإضافة إلى الحفظ الجيني، فإن أسماك الزرد: (1) لديها خصوبة عالية، مما يسمح بإنتاج عدة يرقات من سمك الزرد في نفس الوقت، (2) تخضع للتخصيب الخارجي، مما يسمح بدراسة العمليات التطورية الحساسة للإيثانول بشكل مباشر، (3) لديها تطور فقاري ووجه مميز ومحفوظ بشكل نمطي، و(4) أجنة/يرقات شفافة تسمح برؤية الهياكل العظمية17. لقد أظهرنا سابقا أن الطفرات في العديد من جينات سمك الزرد المختلفة تجعل الأجنة حساسة لعيوب الوجه الناتجة عن الإيثانول، ويمكن أن تكون هذه العيوب دقيقة وصعبة التعرف عليها بالعين10,18. بالإضافة إلى ذلك، لاحظنا أن يرقات النوع البري المعالجة بالإيثانول لديها أيضا تغييرات طفيفة في منطقة الجمجمة والوجه مقارنة باليرقات البرية غير المعالجة، رغم أن هذه التغيرات يصعب تحديدها مرة أخرى بواسطة العين10. على الرغم من أن هذه التغيرات لا تكتشف عند الملاحظة البصرية، إلا أننا تمكنا من إظهار هذه التغيرات الناتجة عن الإيثانول في شكل الوجه باستخدام تحليلات مورفومترية متوفرة في صور ثنائية الأبعاد للفيسيروكرانيوم10.

الوجه هو بنية ثلاثية الأبعاد معقدة يصعب قياسها باستخدام القياسات الخطية التقليدية. هذه المقاييس الخطية المفردة لا تأخذ في الاعتبار الموقع النسبي لكل هيكل مقاس وتأثيرها على الهياكل المقاسة الأخرى للوجه. تعالج التحليلات المورفومترية هذه العيوب باستخدام تكوينات الأشكال عبر معالم تأخذ في الاعتبار الموقع النسبي لجميع الهياكل المقاسة، حتى مع التحكم في الفروق الكلية في الحجم 18,19,20. ينتج عن هذا النهج بيانات أكثر دقة، ودقة أعلى، وأسهل بكثير في التصور، مما يمكن أن يعطي نتائج قد لا تلاحظ باستخدام القياسات الخطية التقليدية 18,19,20. بالإضافة إلى ذلك، يمكن للطرق الصرفية إجراء مقارنات مباشرة بين المجموعات وداخلها باستخدام طرق إحصائية متعددة المتغيرات. هنا نصف استخدام برنامج القياس الشكلي المجاني tpsUtil وtpsDigs221 وMorphoJ20 والإحصاء الحفري (PAST)22، مع صور ثنائية الأبعاد للاحشاء في النوع البري واليرقات غير المعالج والمعالج بالإيثانول وغير المتجانس لجين بروتين العظم المورفوجيني (Bmp) bmp7a. بينما تم استخدام هذه البرامج بشكل رئيسي في مجالات علم الحفريات والبيئة، إلا أنها عند استخدامها معا توفر تحليلا شاملا لشكل الوجه. في النهاية، في هذا البروتوكول، نظهر كيفية استخدام هذه التطبيقات البرمجية المتاحة مجانا لقياس تغيرات شكل الغضروف الجمجفي والوجه في نموذج سمك الزرد.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

جميع يرقات سمك الزرد المستخدمة في هذا الإجراء تم تربيتها وتربيتها وفقا لبروتوكولات IACUC المعتمدة من جامعة لويفيل23.

ملاحظة: تم استخدام سلالة سمك الزرد bmp7aty68a24 والأشقاء من النوع البري (جميعهم في خلفية AB) في هذه الدراسة، حيث تم الحفاظ على الأسماك البالغة عند 28.5 درجة مئوية مع دورة ضوء/ظلام 14/10 ساعات. استخدم الخطوط المناسبة وفقا للنتائج التجريبية المرجوة. استخدم ماء تم تعميمه بالتناضح العكسي. الجنس كمتغير بيولوجي لا ينطبق على مراحل التطور المدروسة، حيث يمكن اكتشاف الجنس لأول مرة في أسماك الزرد بعد 20-25 يوما من الإخصاب (DPF)25، بعد كل التحليلات.

1. معالجة الإيثانول

  1. جمع البيض من التهجينات غير المتغاير والأجنة المرتبة شكليا كما هو موضح23.
  2. قم بفرز الأجنة إلى مجموعات عينات من 100 وأعيد عند 28.5 درجة مئوية إلى نقاط زمنية زمنية مرغوبة للنمو. حضن جميع المجموعات في وسط الأجنة (EM)10،18.
  3. بعد 6 ساعات من التخصيب (hpf)، غير الEM إلى إما EM طازج أو EM يحتوي على 1٪ إيثانول (v/v). عند 24 حصان قوة (hpff)، يتم غسل الإيثانول الكهرومغناطيسي مع ثلاث تغييرات جديدة من EM10,18.

2. تلوين الوجه والتصوير

  1. ثبت يرقات سمك الزرد عند 5 DPF وصبغ باللون الأزرق الألكي، مع وضع علامة على الغضروف (الشكل 1) كما هو موصوف سابقا26.
  2. خذ صورة كاملة للتركيب، من الناحية البطنية، وصور ساطعة للجمجمة الداخلية، ويرقات التثبيت كما تم وصفهاسابقا 27.
  3. باختصار، اركب السمك، السطح البطني للأعلى، في محلول الجلسرول بنسبة 50٪ من نهاية صبغة ألسيان بلو.
    ملاحظة: يمكن أن تختلف إعدادات المجاهر المركبة؛ استخدم الإعدادات المناسبة لهياكل الصور المطلوبة. تم استخدام مجهر مركب Olympus BX53 في هذه الدراسة لتوليد جميع الصور التي تم تحليلها. تم التقاط الصور بتكبير 10 أضعاف.

3. التصنيف الجيني

  1. إزالة الذيول من يرقات 5 dpf بعد تلطيع الغضروف الأزرق الألسي كما وصف سابقا18.
  2. افصل رؤوس وذيل اليرقات. احتفظ بالرؤوس في تخزين 50٪ من الجلسرول للتصوير لاحقا.
  3. يتبع ليز 5 ميكرولتر من بروتيناز K (10 ملغ/مل) لاستخراج gDNA.
  4. إجراء PCR على الحمض النووي لكل عينة باستخدام بادئات تستهدف الجين المعني لتضخيم المناطق التي تحتوي على SNP.
  5. هضم منتج PCR باستخدام هضم الحمض النووي المعتمد على الإندونولياز التقييدي لتمييز الأليلات الطفرة عن البرية بناء على SNP لتحديد SNP. قسم العينات حسب النمط الجيني إلى مجموعات مجمعة وصورة للتحليل.
    ملاحظة: لهذا العمل، تم تضخيم SNP في bmp7a وتم تصنيفه جينيا باستخدام BslI (NEB).

4. البرمجيات المستخدمة لتحليل الأشكال

  1. استخدم tpsUtil و tpsDig221، وMorphoJ20 (https://sbmorphometrics.org) للتحليل المورفومتري لليرقات المصبوغة بالألسيان، وبرنامج MorphoJ وحزمة برامج الإحصاء الحفري للتعليم وتحليل البيانات (PAST)22 (https://www.nhm.uio.no/english/research/resources/past/) لجميع التحليلات الإحصائية.
    ملاحظة: يمكن العثور على برنامج tpsUtil تحت رابط "برامج المرافق"، وبرنامج tpsDig2 تحت رابط "جمع البيانات"، وMorphoJ تحت رابط "البرامج الشاملة" على https://sbmorphometrics.org. يمكن العثور على استكشاف الأخطاء لكل برنامج بسهولة سواء بحرية عبر الإنترنت، أو عبر منصات متعددة، أو داخل البرنامج. تم إنشاء تحليل المكونات الرئيسية (PCA)، وتحليل المتغيرات الكانونية (CVA)، وتحليل التباين اللواتي Procrustes، ورسوم بيانية للإطار السلكي لتغير الوجه باستخدام MorphoJ، كما أجريت اختبار متعدد المتغيرات للطبيعية وتحليل متعدد المتغيرات للتباين (MANOVA) باستخدام PAST.

5. تصوير هيكل الوجه بشكل منتظم لجميع العينات التي سيتم تحليلها

  1. تأكد من التقاط صور الهيكل العظمي للوجه عند نفس إعدادات المجهر وحفظها كملفات .tif.
    ملاحظة: تختلف إعدادات المجهر حسب إعداد ووظيفة المجهر والعينات والأنسجة التي سيتم تصويرها. المفتاح هو إعداد المجهر المتسق وتحضير العينات.
  2. حفظ الملفات في مجلد واحد معنون لتحديد التجربة بالكامل.

6. تحضير الصور باستخدام برنامج TPS

  1. افتح المفكرة واختر حفظ ك. من هنا، اضغط على جميع الملفات في الأسفل. احفظ الملف باسم "experiment-name.tps" واحفظه في المجلد الذي يحتوي على جميع الصور المراد تحليلها.

7. إدخال الصور في برنامج TPS

  1. افتح برنامج tpsUtil. بعد ذلك، قم بسحب Operation واختر ملف Build tps من تبويب الصور .
  2. من هذا التبويب، اضغط على الإدخال وافتح الملف الذي يحتوي على الصور. انقر على الصورة الأولى في الملف واختر فتح.
  3. اختر تبويب الإخراج ، ثم ملف دفتر الملاحظات الخاص ب tps، واحفظ الجهاز. عندما يطلب مني استبدال الملف، اختر نعم.
  4. بعد ذلك، اضغط على تبويب الإعداد وقم بالإنشاء. اذهب إلى الملف لترى إذا كانت الصور قد أضيفت.

8. إضافة معالم للصور

  1. افتح tpsDigs2 وافتح علامات التبويب التالية بالترتيب: مصدر الإدخال، الملف، ثم ملف الملاحظات المحفوظ في tps.
  2. بعد ذلك، انقر على الخيارات لعرض خيار أدوات الصورة . هنا، تأكد من ضبط الطول المرجعي إلى 100 ميكرومتر. اضغط على ضبط المقياس.
    ملاحظة: لا تقم بالتكبير بالنسبة للمقياس على الصورة.
  3. عند ضبط المقياس، اضغط موافق لتعيين المعلمات، ثم اخرج من أدوات الصورة.
  4. في هذه المرحلة، أضف معالم لكل صورة لتحليلها لتحليل الشكل بشكل صحيح عن طريق النقر على رمز التصويب.
  5. تأكد من وضع المعالم بنفس الترتيب لكل صورة. وضعت العلامات على الفواصل التالية بين عناصر الغضروف (انظر الشكل 1E، E'):
    1. مفصل منتصف بين غضاريف ميكل (العلامة #1، الشكل 1E، E').
    2. المفاصل الثنائية بين غضاريف ميكل وغضروف الرباعية (العلامات #2، الشكل 1E، E').
    3. مفصل منتصف الخط بين غضاريف السيراتوهيال (المعلم #3، الشكل 1E، E').
    4. المفاصل الثنائية بين غضاريف الفراغ الخفيف وغضاريف السيراتوهيال (المعالم #4، الشكل 1E، E').
    5. الطرف البعيد لغضاريف الحجاب العظمي (العلامات #5، الشكل 1E، E').
  6. بعد وضع معالم على صورة، انقر على الملفات في القائمة المنسدلة. اتبع هذا المسار لحفظ البيانات ثم الكتابة فوقها.
  7. اخرج من tpsDigs2.

9. استخدام مورفو لتحليل الشكل بواسطة بروكروستس أنوفا

  1. افتح برنامج MorphoJ.
  2. في المقدمات، أنشئ وتسمية مجموعة البيانات. اختر إنشاء مجموعة بيانات جديدة وسم مجموعة البيانات. ثم اضغط على TPS واختر المفكرة التي أضيفت إليها نقاط البيانات الجديدة من الخطوة 8.4. أنشئ مجموعة بيانات.
  3. الصور جاهزة للمشاهدة إحصائيا باستخدام ملاءمة بروكروست. اختر شجرة قراءة التبويب وانقر على مجموعة البيانات. اختر الأزرار التالية في هذا المسار: التمهيد، ملاءمة بروكروست الجديدة، محاذاة حسب المحاور الرئيسية، وتنفيذ بروكروست متوافقة.
  4. اختر مولد مصفوفة التغاير تحت المراحل التمهيدية؛ البرنامج سيقول إحداثيات بروكروست. نفذ الوظيفة عند طلب ذلك.
  5. اختر إنشاء أو تحرير الإطار السلكي تحت المراحل التمهيدية وربط النقاط في الصور. ثم اختر نقاط الربط واقبل أو أنشئ الصورة. تعديل المصنفات.
  6. افتح جدول بيانات مع إبقاء MorphoJ مفتوحا. أضف جميع المعلومات الضرورية، مثل: النمط الجيني، العلاج، النمط الجيني والعلاج، التجربة، إلخ. احفظ جدول البيانات كملف CSV.
  7. في MorphoJ، اضغط على ملف واستيراد متغيرات المصنف لتحديد ملف CSV. بعد فتح الملف، عد إلى شجرة المشروع واضغط على مجموعة البيانات.
  8. بمجرد فتح مجموعة البيانات، انقر على التمهيدات وقم بتحرير المصنفات. هذا سيضمن إضافة جميع الصور.
  9. بعد ذلك، اضغط على شجرة المشروع، Covmatrix، ثم Variation في الأعلى.
  10. اختر تحليل المكونات الرئيسية لرؤية درجات PC. انقر على نتائج الكمبيوتر لرؤية الرسم البياني المولد.
  11. لإضافة ألوان إلى الرسم البياني، انقر بزر الفأرة الأيمن واضغط على الحذف الناقص على الثقة لإضافة المصنف المطلوب. اضغط على نقاط بيانات الألوان لإضافة الألوان، وموافق على قبول هذه التغييرات.
    ملاحظة: بمجرد إغلاق تبويب نقاط الكمبيوتر وإعادة فتحه وفقا للتعليمات في الخطوة 9.10، يجب تحديث الألوان.
  12. لتغيير ألوان الإطار السلكي، اذهب إلى التمهيديات. انقر على خيارات التعيين لرسم الشكل البياني، الموجود في أسفل الشاشة. اختر الرسوم البيانية السلكية لتغيير ألوان الشكل المستهدف، وشكل البداية، والأرقام.
  13. اختر التنويع، ثم بروكروست ANOVA.
  14. تصدير نتائج تحليل النواح في Procrustes إلى ملف جدول البيانات من الخطوة 9.7.

10. التحليل القياسي للمتغيرات لمجموعة البيانات

  1. في MorphoJ، اختر مجموعة البيانات الأصلية أو المشروع. لبدء تحليل المتغيرات الكانونية (CVA)، اختر المقارنة متبوعا بالتحليل القياسي للمتغيرات القانونية. اختر متغير المصنف - اختر النمط الجيني & العلاج ونفذ الوظيفة.
  2. لتصدير CVA، انقر على تبويب النتائج وانقر بزر الفأرة الأيمن على صفحة النتائج المفتوحة الآن. اختر التصدير إلى الملف واحفظ المعلومات.
  3. انقر على شجرة المشروع واختر CVA، ثم الدرجات. في أعلى يسار الصفحة، اختر الملف. بمجرد فتح تبويب الملف ، اختر تصدير مجموعة البيانات واختر نوع البيانات والنمط الجيني والعلاج. احفظ درجات CVA كملف .txt.
  4. لتحضير الملف لبرنامج PAST، افتح درجات CVA المحفوظة في Notepad أو برنامج مكافئ. غير معرف الرقم في الزاوية العلوية اليسرى إلى Label حتى لا تخلط بين برنامج PAST. احفظ نتائج CVA المعدلة أو ما يعادلها.

11. مانوفا في البرمجيات السابقة

  1. لاستيراد درجات CVA في PAST، اختر ملف، ثم فتح للوصول إلى نتائج CVA المحفوظة من Notepad أو ما يعادله. عند فتح نافذة ملف النص المستورد ، اختر الأسماء، البيانات للصف والعمود، وعلامة التبويب للفاصل. اختر الاستيراد.
  2. تحت تبويب العرض ، اختر سمات الأعمدة. بجانب زر النوع ، افتح القائمة المنسدلة واختر المجموعة للعمود الأول الذي يجب أن يحتوي على متغير المصنف.
  3. قم بتحديد بيانات الكمبيوتر أو بيانات السير الذاتية. اختر الاختبار متعدد المتغيرات، والاختبارات، والطبيعي متعدد المتغيرات لتشغيل اختبار الطبيعية. شغل هذا الاختبار على الكمبيوتر وCV بشكل منفصل.
  4. انقر على الخلية الفارغة الرمادية في الزاوية العلوية اليسرى، أعلى النوع، لاختيار مجموعة البيانات بالكامل. اختر الاختبارات المتعددة، والاختبارات، وMANOVA لمعالجة المانوا. تصدير نتائج MANOVA إلى ملف جدول البيانات من الخطوة 9.7.
    ملاحظة: سيتم تقديم كل من النتائج الملخصة والزوجية من قبل البرنامج. تصدير أو حفظ الاثنين.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

لتحديد التغيرات في شكل الوجه الناتجة عن الإيثانول في أسماك الزرد، قمنا بدمج تطبيقات البرمجيات المتاحة مجانا لتوليد وقياس بيانات شكلية لهيكل الوجه. تم توليد أجنة من أسماك حاملة بالغة متغاير الزيجوت bmp7a وعالجت بالإيثانول من 6-24 حصان قوة (hpf). تم تثبيت اليرقات من هذه التقاطعات عند 5 dpf، وكانت غضاريف الوجه ملطخة باللون الأزرق الألكي. تم التقاط صور للفيسيروكرانيوم لكل يرقة في كل نمط جيني ومجموعة معالجة (الشكل 1A-D)....

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يتميز اضطراب نقص التنسج الخارجي المفرط بمجموعة واسعة من العيوب النمائية، بما في ذلك عيوب الجمجمة والوجه مثل نقص تنسج الفك. تعد أسماك الزرد نموذجا قويا لاضطراب الطيران المتعرج بسبب حفظها الجيني مع البشر، وخصوبتها العالية، واليرقات الشفافة، والتخصيب الخارجي. تم استخدام سمك الزرد لعقود لدراسة كل من تكوين الهيكل العظمي للوجه الجمجمي وتأثير الإيثانول على النمو 6,12,13,15,18,28,29.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

وقد تم دعم البحث المقدم في هذا المقال بمنحة من المعاهد الوطنية للصحة/المعهد الوطني لتعاطي الكحول (NIH/NIAAA) R01AA031043 إلى CBL.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
tpsUtil، tpsDig2، MorphoJhttps://sbmorphometrics.orgالبرمجيات المجانية - قد تتطلب صلاحيات إدارية للتحميل
الماضيhttps://www.nhm.uio.no/english/research/resources/past/البرمجيات المجانية - قد تتطلب صلاحيات إدارية للتحميل
مجهر برايتفيلد المركبأوليمبوسBX53

المراجع

  1. May, P. A., Baete, A., Russo, J., et al. Prevalence and characteristics of fetal alcohol spectrum disorders. Pediatrics. 134 (5), 855-866 (2014).
  2. May, P. A., Gossage, J. P., Kalberg, W. O., et al. Prevalence and epidemiologic characteristics of FASD from various research methods with an emphasis on recent in-school studies. Dev Disabil Res Rev. 15 (3), 176-192 (2009).
  3. Klingenberg, C. P., Wetherill, L., Rogers, J., et al. Prenatal alcohol exposure alters the patterns of facial asymmetry. Alcohol. 44 (7-8), 649-657 (2010).
  4. Smeriglio, P., Zalc, A. Cranial neural crest cells contribution to craniofacial bone development and regeneration. Curr Osteoporos Rep. 21 (5), 624-631 (2023).
  5. Smith, S. M., Garic, A., Flentke, G. R., Berres, M. E. Neural crest development in fetal alcohol syndrome. Birth Defects Res C Embryo Today. 102 (3), 210-220 (2014).
  6. Vo, H. D. L., Lovely, C. B. Ethanol induces craniofacial defects in Bmp mutants independent of nkx2.3 by elevating cranial neural crest cell apoptosis. Biomedicines. 13 (3), (2025).
  7. Brooks, E. R., Islam, M. T., Anderson, K. V., Zallen, J. A. Sonic hedgehog signaling directs patterned cell remodeling during cranial neural tube closure. Elife. 9, e60234(2020).
  8. Eberhart, J. K., Parnell, S. E. The genetics of fetal alcohol spectrum disorders. Alcohol Clin Exp Res. 40 (6), 1154-1165 (2016).
  9. Fish, E. W., Murdaugh, L. B., Sulik, K. K., Williams, K. P., Parnell, S. E. Genetic vulnerabilities to prenatal alcohol exposure: Limb defects in sonic hedgehog and GLI2 heterozygous mice. Birth Defects Res. 109 (11), 860-865 (2017).
  10. Klem, J. R., Schwantes-An, T. H., Abreu, M., et al. Mutations in the bone morphogenetic protein signaling pathway sensitize zebrafish and humans to ethanol-induced jaw malformations. Dis Model Mech. 18 (4), dmm052223(2025).
  11. Swartz, M. E., Lovely, C. B., McCarthy, N., Kuka, T., Eberhart, J. K. Novel ethanol-sensitive mutants identified in an F3 forward genetic screen. Alcohol Clin Exp Res. 44 (1), 56-65 (2020).
  12. Swartz, M. E., Wells, M. B., Griffin, M., et al. A screen of zebrafish mutants identifies ethanol-sensitive genetic loci. Alcohol Clin Exp Res. 38 (3), 694-703 (2014).
  13. Fernandes, Y., Lovely, C. B. Zebrafish models of fetal alcohol spectrum disorders. Genesis. 59 (11), e23460(2021).
  14. Howe, K., Clark, M. D., Torroja, C. F., et al. The zebrafish reference genome sequence and its relationship to the human genome. Nature. 496 (7446), 498-503 (2013).
  15. Lovely, C. B. Animal models of gene-alcohol interactions. Birth Defects Res. 112 (4), 367-379 (2020).
  16. Lovely, C. B., Fernandes, Y., Eberhart, J. K. Fishing for fetal alcohol spectrum disorders: Zebrafish as a model for ethanol teratogenesis. Zebrafish. 13 (5), 391-398 (2016).
  17. Marrs, J. A., Sarmah, S. The genius of the zebrafish model: Insights on development and disease. Biomedicines. 9 (5), 577(2021).
  18. Gray, R., Lloyd, A., Lovely, C. B. Interactions between the bone morphogenetic protein and the planar cell polarity pathways lead to distinctive ethanol-induced facial defects. Alcohol Clin Exp Res (Hoboken). 49 (11), 2502-2519 (2025).
  19. Mutsvangwa, T., Douglas, T. S. Morphometric analysis of facial landmark data to characterize the facial phenotype associated with fetal alcohol syndrome. J Anat. 210 (2), 209-220 (2007).
  20. Klingenberg, C. P. MorphoJ: An integrated software package for geometric morphometrics. Mol Ecol Resour. 11 (2), 353-357 (2011).
  21. Rohlf, F. The Tps series of software. Hystrix. 26, 1-4 (2015).
  22. Hammer, O., Harper, D., Ryan, P. PAST: Paleontological statistics software package for education and data analysis. Palaeontol Electron. 4, 1-9 (2001).
  23. Westerfield, M. The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish (Danio rerio). , 5th edition, University of Oregon Press. Eugene. (2007).
  24. Dick, A., Hild, M., Bauer, H., et al. Essential role of Bmp7 (snailhouse) and its prodomain in dorsoventral patterning of the zebrafish embryo. Development. 127 (2), 343-354 (2000).
  25. Aharon, D., Marlow, F. L. Sexual determination in zebrafish. Cell Mol Life Sci. 79 (1), 8(2021).
  26. Walker, M. B., Kimmel, C. B. A two-color acid-free cartilage and bone stain for zebrafish larvae. Biotech Histochem. 82 (1), 23-28 (2007).
  27. McGurk, P. D., Lovely, C. B., Eberhart, J. K. Analyzing craniofacial morphogenesis in zebrafish using 4D confocal microscopy. J Vis Exp. (83), e51190(2014).
  28. Lovely, C. B. Quantification of ethanol levels in zebrafish embryos using head space gas chromatography. J Vis Exp. (156), e60766(2020).
  29. Klem, J. R., Gray, R., Lovely, C. B. The zebrafish Tol2 system: A modular and flexible gateway-based transgenesis approach. J Vis Exp. (189), e64679(2022).
  30. Suttie, M., Foroud, T., Wetherill, L., et al. Facial dysmorphism across the fetal alcohol spectrum. Pediatrics. 131 (3), e779-e788 (2013).
  31. Lovely, C. B., Swartz, M. E., McCarthy, N., Norrie, J. L., Eberhart, J. K. Bmp signaling mediates endoderm pouch morphogenesis by regulating Fgf signaling in zebrafish. Development. 143 (11), 2000-2011 (2016).
  32. Sheehan-Rooney, K., Swartz, M. E., Lovely, C. B., Dixon, M. J., Eberhart, J. K. Bmp and Shh signaling mediate the expression of satb2 in the pharyngeal arches. PLoS One. 8 (3), e59533(2013).
  33. Dong, X. R., Wan, S. M., Zhou, J. J., et al. Functional differentiation of BMP7 genes in zebrafish: bmp7a for dorsal-ventral pattern and bmp7b for melanin synthesis and eye development. Front Cell Dev Biol. 10, 838721(2022).
  34. McCarthy, N., Wetherill, L., Lovely, C. B., Swartz, M. E., Foroud, T. M., Eberhart, J. K. Pdgfra protects against ethanol-induced craniofacial defects in a zebrafish model of FASD. Development. 140 (15), 3254-3265 (2013).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

التحليل المورفومترينموذج سمك الزيبراطيف الاضطرابات الجنينية المرتبطة بالكحولالمورفومترية القائمة على النقاط المرجعيةتحليل المكونات الرئيسيةتحليل التباين لبروكرستستحليل المتغيرات القانونيةالتحليل متعدد المتغيرات
تحليلات مورفومترية للشكل: صندوق أدوات برنامج التحليل لقياس شكل الجمجمة الوجهية في سمك الزرد
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.