يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تأسيس نموذج فأر للتليف الكلوي عبر إصابة إقفارية وإعادة تروية أحادية الجانب وتأخير استئصال الكلى المقابل

383 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/70598

⸱

مايو 22, 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pulmonary and Critical Care Medicine, Guangzhou Chest Hospital, Institute of Tuberculosis, Guangzhou Medical University, 2Department of Urology, The First Affiliated Hospital of Shandong First Medical University & Shandong Provincial Qianfoshan Hospital, 3Department of Transplantation, Nanfang Hospital, Southern Medical University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

هنا، يقدم بروتوكول لتأسيس نموذج فأر للتليف الكلوي باستخدام إصابة نقص التروية وإعادة التروية أحادية الجانب تليها استئصال الكلى المتأخر في الجانب المقابل. تمكن هذه الاستراتيجية من دراسات طولية للانتقال من AKI إلى GURUD وتقييم دقيق لوظيفة الكلى المتبقية في النقطة النهائية.

الملخص

تساهم إصابة نقص التروية الكلوية بإعادة التروية (IRI) في إصابة الكلى الحادة (AKI) وهي محرك رئيسي لتقدم المرض الكلوي المزمن (CKD). نموذج حيواني قابل للتكرار ضروري لتسهيل تقييم آليات الإصلاح غير التكيفي والتليف. هنا تم الإبلاغ عن نموذج فأر قياسي للتليف الكلوي تم تأسيسه بواسطة إصابة نقص التروية وإعادة التروية أحادية الجانب (uIRI) تليها استئصال الكلى المقابل (CNx). تضمن هذه الاستراتيجية بقاء الحيوانات على المدى الطويل أثناء تقدم المرض، مع تمكين تقييم دقيق لوظيفة الكلى المتبقية للكلية المصابة وقت الحصاد. تم تعريض ذكور فئران C57BL/6 لإقفارية دافئة لمدة 28 دقيقة عند 37 درجة مئوية، وأجري اختبار CNx قبل 24 ساعة من نهاية كل دراسة. تم التضحية بالفئران لإجراء تقييمات نسيجية وكيميائية مناعية في النقاط الزمنية التالية: يومان، 5 أيام، أسبوع واحد، أسبوعان، 3 أسابيع، و4 أسابيع بعد الالتهاب العنيني الصناعي. في اليومين الثاني والخامس بعد العملية، أظهرت الكلى بشكل أساسي نخر أنبوبي، خصوصا عند وصلة القشرية القشرية دون وجود دليل على التليف الخلالي. بدءا من أسبوع واحد من الجراحة، تم استبدال هذه السمات المرضية بتسرب الخلايا الالتهابية وضمور الأنبوبي المبكر؛ كما ظهر التليف الخلالي وبلغ ذروته بحلول الأسبوع الثاني. خلال الأسبوعين الثالث والرابع بعد الجراحة، أظهرت الكلى ضمور أنبوبي واسع النطاق يتوافق مع ضمور عدم الاستخدام. ومن الجدير بالذكر أن التليف الخلالي انخفض مقارنة بالأسبوع الثاني، مما يشير إلى تقدم إلى مرحلة التندب المنخفضة وتحت الخلية. يعيد هذا النموذج بشكل فعال السيناريوهات السريرية للانتقال من AKI إلى CKD ويوفر منصة موثوقة لاستكشاف الآليات الليفية وفحص التدخلات العلاجية.

المقدمة

إصابة نقص التروية الكلوية وإعادة التروية (IRI) هي أحد العوامل الحاسمة التي تؤدي إلى إصابة الكلى الحادة (AKI) في البيئة السريرية.1. تشمل الأسباب الشائعة زراعة الكلى (التي تتضمن نقص التروية البارد والدافئ تليها إعادة تروية الكلية المتبرعة)، وجراحات القلب والأوعية الدموية أو الكلوية التي تتطلب انسدادا مؤقتا للأوعية الدموية، وحالات نقص تروية جهازي ناتجة عن صدمة شديدة، أو نزيف كبير، أو تعفن الدمالثاني.

تتضمن الفيزيولوجيا المرضية لالتهاب العين الشعاعية عملية ثنائية المراحل معقدة. في البداية، خلال المرحلة الإقفاري، يؤدي انقطاع إمداد الأكسجين والمغذيات إلى اضطراب الأيض، واستنزاف ATP، واضطراب الهيكل الخلوي في خلايا الظهارة الأنبوبية الكلوية (TECs). وبالتالي، فإن استعادة تدفق الدم أثناء إعادة التروية، رغم ضرورتها لإنقاذ النسيج الإقفاري، تؤدي إلى "إهانة ثانوية" أكثر تعقيدا. 4 هذه المرحلة من الإصابة مدفوعة بسلسلة من الأحداث، بما في ذلك الإجهاد التأكسدي الناتج عن انفجار أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS)، خلل البطانة، التسلل الضخم للخلايا الالتهابية (مثل العدلات والبلاعميات)، وتنشيط نظام الممم3. تؤدي هذه التسلسلات المعقدة معا إلى تفاقم استماتة الخلايا المبرمجة والنخر لدى TECs، مما يشكل العرض المرضي الأساسي ل AKI.

ومن الجدير بالذكر أن IRI لا يقتصر على الضرر الحاد والقابل للعكس. تشير أدلة كبيرة إلى أن الإصلاح غير الكامل أو غير التكيفي بعد التهاب الرجلان الكلوي هو آلية أساسية تدفع الانتقال إلى أمراض مزمنة طويلة الأمد. في الظروف الفسيولوجية، تبدأ الكلية برنامج إصلاح بعد AKI، الذي يزيل الخلايا التالفة بفعالية ويعزز تكاثر وتمايز الأنابيب المتضررة لاستعادة بنية ووظيفة الأنابيب التالفة. ومع ذلك، بعد حدوث إصابة شديدة أو متكررة في التهاب الكلى الداخلي، يمكن أن تصبح عملية الإصلاح غير متوازنة، مما يؤدي في النهاية إلى ضمور الأنبوب، والتليف الخلالي الكلوي، وتسريع تطور وتقدم مرض الكلى المزمن (CKD)5,6.

لذلك، فإن توضيح آليات الانتقال من AKI إلى CKD وتطوير التدخلات العلاجية هما احتياجات ملحة. أصبحت نماذج القوارض، وخاصة نماذج الفئران، أدوات أساسية وضرورية في الجسم الحي. لدراسة التليف بعد الالتهاب الداخلي بسبب خلفياتها الجينية المحددة وتشابهها مع تقدم الأمراض البشرية. ومع ذلك، هناك تنوع كبير في منهجيات الالتهاب الدائري الداخلي الحالي (مثل مدة نقص الترمية، التحكم في درجة الحرارة، الإصابة أحادية الجانب مقابل الطرفين)، مما يؤدي إلى ضعف قابلية التكرار ومحدودية قابلية المقارنة بين الدراسات7.

لمعالجة هذه التحديات، تفصل الدراسة الحالية بروتوكولا موحدا لنموذج معدل لإصابة نقص التروية-إعادة تروية أحادية الجانب (uIRI). كما يتضمن هذا البروتوكول استئصال الكلى المقابل (CNx) الذي يجرى قبل 24 ساعة من نهاية الدراسة. تتغلب هذه الاستراتيجية على ارتفاع معدلات الوفيات المرتبطة بنقص التروية الثنائي مع تمكين التقييم الدقيق لوظيفة الكلى المتبقية وتطور الليفية في الكلية المصابة. يعيد هذا النموذج بدقة الانتقال الديناميكي من AKI إلى CKD، موفرا منصة قوية في الجسم الحي للاستكشاف الميكانيكي والفحص العلاجي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

أجريت جميع التجارب الحيوانية وفقا للوائح إدارة الشؤون المتعلقة بالحيوانات التجريبية. تمت الموافقة على البروتوكول التجريبي من قبل لجنة العناية واستخدام الحيوانات المؤسسية (IACUC) التابعة لشركة قوانغتشو جينيو للتكنولوجيا الحيوية المحدودة (رقم الموافقة: جينيو-IACUC-2025-A053). تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا لدليل العناية واستخدام الحيوانات المخبرية والإرشادات المؤسسية، مع الالتزام الكامل بمبادئ 3R. يتم تلخيص الجدول الزمني للدراسة، بما في ذلك نقاط التضحية وجمع العينات، في الشكل 1.

1. تحضير الحيوانات والآلات

  1. استخدم الفئران الذكورية C57BL/6 (عمرها 8 أسابيع، وزنه 20–25 جم) في منشآت خالية من مسببات الأمراض (SPF) محددة للدراسة.
  2. قسم الفئران عشوائيا إلى مجموعة uIRI ومجموعة شام. لكل من النقاط الزمنية الست المخصصة (يومان، 5 أيام، أسبوع واحد، أسبوعان، 3 أسابيع، و4 أسابيع)، خصص n = 4 فئران لكل مجموعة.
    ملاحظة: كانت الفئران تحافظ على دورة ضوء 12 ساعة و12 ساعة في الظلام مع وصول مجاني إلى الطعام والماء. تم تأقلمها مع بيئة المختبر لمدة لا تقل عن أسبوع قبل بدء التجارب.
  3. تعقيم جميع الأدوات الجراحية عبر .التخمير بالبخار عالي الضغط قبل الاستخدام.
  4. حافظ على درجة حرارة الجسم الأساسية عند 37.0 °م ± 0.5 °م باستخدام نظام مراقبة حرارية منزلية مزود بمسبار مستقيم لمراقبة درجة الحرارة بشكل مستمر. أدخل المجس المزلق في المستقيم مباشرة بعد تحفيز التخدير وحافظ عليه في مكانه طوال الإجراء.
  5. تخدير الفئران باستخدام نظام تخدير غازي صغير من الحيوانات باستخدام الإيزوفلوران (5٪ للحث، 1.5٪ للصيانة، مع معدل تدفق أكسجين 1.0 لتر/دقيقة عبر جهاز تبخير معاير).
    ملاحظة: تأكد من التخدير العميق بغياب رد فعل انسحاب الدواسات. يجب إجراء جميع الإجراءات الجراحية فقط بعد أن يصل الفأر إلى حالة تخدير عميق.
  6. احلق الفراء في منطقة الجانب الظهري الأيسر.

2. الإجراء الجراحي

  1. نموذج uIRI (اليوم 0)
    1. ضع الفأر في وضعية ديكوبيتوس جانبي أيمن لكشف الجانب الأيسر.
    2. قم بعمل شق جلدي طولي بعرض 1 سم إلى 1.5 سم على الظهر الأيسر، يليه شق عضلي لدخول المساحة الخلفية للبريتون.
    3. ادفع الكلية اليسرى بلطف باستخدام مسحة قطنية معقمة مبللة بالمحلول الملحي.
      ملاحظة: يجب تحريك الكلية فقط عن طريق تحريك وسادة الدهون حول الكلى أو باستخدام عشايات قطنية معقمة. يجب ألا تلمس الملقط سطح الكلى أبدا.
    4. قم بتشريح القدم الكلوية بعناية باستخدام ملقط رفيع الأطراف لعزل الشريان الكلوي والوريد عن الأنسجة الضامة المحيطة.
    5. ثبت الساق الكلوية اليسرى باستخدام مشبك وعائي صغير غير مسبب للإصابة لتحفيز نقص التروية.
      ملاحظة: يجب إجراء تشريح السويقة الكلوية بشكل نظيف وكامل. يجب أن تستبعد العملية الحاب صراحة من تطبيق المشبك. التثبيت الحالب غير المقصود قد يسبب إصابة هجينة بين انسداد الحالب وانسداد الحالب أحادي الجانب (UUO)، مما قد يؤدي إلى إدخال مكون انسدادي دائم.
    6. ابدأ المؤقت فور تثبيت المشبك. مدة نقص التروية محددة بدقة إلى 28 دقيقة.
    7. تحقق من نقص التروية بصريا: يجب أن يتغير لون الكلى من الأحمر الساطع إلى البنفسجي الداكن خلال ثوان.
    8. غط الكلية بشاش معقم مشبع في محلول ملحي دافئ.
    9. بعد 28 دقيقة، أزل المشبك لبدء إعادة التروية.
    10. تأكد من إعادة التروية بصريا: يجب أن يعود لون الكلى إلى الوردي/الأحمر خلال دقائق قليلة.
    11. أعد الكلية بلطف إلى تجويف البطن.
    12. أغلق طبقة العضلات بغرز ممتصة 5-0 وشق الجلد بغرز نايلون 5-0.
  2. عملية الشامية (اليوم 0)
    1. قم بتنفيذ نفس خطوات التخدير، والشق، وإزالة الكلى كما هو موضح في الخطوة 2.1.
    2. قم بتشريح القدم الكلوية لكن لا تقم بتثبيت الأوعية الدموية.
    3. حافظ على الكلية خارجية لنفس المدة (28 دقيقة) قبل إعادتها إلى تجويف البطن وإغلاق الشق.
  3. جراحة CNx
    ملاحظة: قم بإجراء CNx قبل 24 ساعة من نقطة جمع العينة المجدولة لكل مجموعة محددة لتقييم الوظيفة المتبقية للكلية المصابة.
    بالنسبة لمجموعة اليومين: قم بأداء CNx في اليوم الأول بعد IRI.
    بالنسبة لمجموعة الخمسة أيام: قم بأداء CNx في اليوم الرابع بعد IRI.
    بالنسبة لمجموعة الأسبوع الواحد: قم بأداء CNx في اليوم السادس بعد IRI.
    لمجموعة الأسبوعين: قم بأداء CNx في اليوم 13 بعد IRI.
    بالنسبة لمجموعة الثلاثة أسابيع: قم بأداء CNx في اليوم العشرين بعد IRI.
    بالنسبة لمجموعة الأسابيع الأربعة: قم بأداء CNx في اليوم 27 بعد IRI.
    1. تخدير الفأر كما هو موضح في الخطوة 1.5. ثم احلق وتعقيم الجانب الظهري الأيمن.
    2. قم بعمل شق صغير على الجانب الأيمن لكشف الكلية اليمنى.
    3. قم بإزالة الكلية اليمنى وتشريح القدم الكلوية بلطف.
    4. قم بإحكام بإحكام على القدم الكلوية (الشريان، الوريد، والحالب) باستخدام خياطة حرير غير قابلة للامتصاص 4-0.
    5. استئصال الكلية اليمنى البعيدة عن الرباط.
      ملاحظة: تأكد من عدم وجود نزيف نشط من الجذع.
    6. أعد جذع الساق إلى تجويف البطن وأغلق الشق كما هو موضح في الخطوة 2.1.12.
    7. دع الفأرة تستعيد الجو على وسادة التدفئة.

3. الرعاية والمراقبة بعد العملية

  1. احتفظ بالفئران على وسادة التدفئة حتى تستعيد وعيها وحركتها تماما.
  2. أعد الفئران إلى أقفاص نظيفة مع طعام وماء سهل الوصول إليها.
  3. راقب الحالة الصحية للفئران يوميا.
    1. تحقق يوميا من معدلات الوفيات.
    2. راقب التغيرات في العناية النفسية، وعلامات الضيق أو الألم، ووضعية الجسم.
    3. افحص الشقوق بحثا عن علامات العدوى أو الالتهاب أو الانفصال.

4. تقييمات ما بعد العملية

  1. جمع عينات
    ملاحظة: تم التضحية بالفئران في نقاط زمنية محددة: يومان، 5 أيام، أسبوع، أسبوعان، 3 أسابيع، و4 أسابيع بعد الالتهاب لتقييم تقدم الإصابة والتليف.
    1. قم بتخدير الفئران بإيزوفلوران بنسبة 3٪.
    2. جمع عينات دم لتحليل المواد الكيميائية الحيوية في المصل (إذا لزم الأمر).
    3. قتل الفئران عن طريق خلع عنق الرحم.
    4. احصد الكلية اليسرى (المصابة) بسرعة.
    5. قسم نسيج الكلى: ثبت جزء واحد في بارافورمالديهيد تجاري بنسبة 4٪ للتحليل النسيجي، وتجميد الأنسجة المتبقية في النيتروجين السائل وخزنها عند -80 درجة مئوية للتحليل الجزيئي.
  2. معالجة الأنسجة وتقطيع النسيج
    1. جفف الأنسجة الثابتة ونظفها وغرس في شمع البارافين، مع اتباع بروتوكول معالجة الأنسجة الذي وصفه فيلدمان وولف8 بدقة.
    2. قسم كتل البارافين بسماكة 4 ميكرومتر باستخدام ميكروتوم دوار.
    3. قم بتركيب أقسام الأنسجة على شرائح زجاجية وخبزها على حرارة 60 درجة مئوية لمدة ساعتين لضمان التصاق الأنسجة.
  3. صبغة الهيماتوكسيلين والإيوزين (H&E)
    1. قم بإزالة البارافينات من شرائح الأنسجة في الزيلين وإعادة ترطيبها عبر سلسلة إيثانول متدرجة تنازلية إلى ماء مقطر.
    2. قم بتليين H&E لتقييم الضرر الشكلي. نفذ خطوات التلوين والغسل تماما كما هو موضح في البروتوكول الموحد من فيلدمان وولف8.
    3. جفف ونظف وغط الشرائح الملونة باستخدام وسط تركيب راتنج.
  4. صبغة ماسون الثلاثية الألوان
    1. قم بإزالة البارارافين وإعادة ترطيب أجزاء الأنسجة إلى ماء مقطر.
    2. طبق صبغات الموردنت، النووية، السيتوبلازمية، والكولاجينية بشكل متسلسل لتقييم ترسيب الكولاجين والتليف الكلوي. اتبع أوقات حضانة المواد الكيميائية وخطوات الغسل الدقيقة التي حددها إسلام وكومار9.
    3. اشطف وجفف ونظف وغطى الشرائح للتقييم المجهري.
  5. الكيمياء المناعية (IHC)
    1. قم بإزالة البارارافين وإعادة ترطيب أقسام الأنسجة.
    2. قم باسترجاع الحوابيت الناتج عن الحرارة باستخدام محلول عازل سترات الصوديوم بحجم 10 ملليموتر يحتوي على 0.05٪ Tween-20 (رقم الهيدروجينة 6.0) كما هو موضح في Magaki وآخرون.
    3. حجب نشاط البيروكسيداز الداخلي عن طريق حضان المقاطع في بيروكسيد الهيدروجين بنسبة 3٪.
    4. قم بحجب مواقع الارتباط غير المحددة باستخدام ألبومين مصل بقري بنسبة 5٪ في PBS لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة.
    5. حضن الأقسام بالجسم المضاد الأساسي لأكتين العضلة الملساء (α-SMA) المضاد (تخفيف 1:400) طوال الليل عند 4 درجات مئوية.
    6. اغسل الشرائح وحضنها بالجسم المضاد الثانوي لمدة ساعة واحدة في درجة حرارة الغرفة.
    7. تصور المستضد المستهدف باستخدام DAB وصبغ مضاد باستخدام الهيماتوكسيلين، مع الالتزام بالخطوات الإجرائية التي قدمها ماجاكي وآخرون.
    8. جفف، ونظف، وغط الشرائح للتصوير النهائي.

5. التحليل الإحصائي

  1. عرض جميع البيانات الكمية كمتوسط ± انحراف معياري (SD).
    ملاحظة: تم إجراء تحليلات إحصائية وتوليد الرسوم البيانية باستخدام برنامج GraphPad Prism الإصدار 10.0. تم تحليل الفروق بين مجموعات متعددة مقارنة بمجموعة ضابطة واحدة (شام) باستخدام تحليل التباين العادي أحادي الاتجاه (ANOVA) تلاه اختبار المقارنات المتعددة لدانيت. تم اعتبار قيمة P < 0.05 ذات دلالة إحصائية (*P < 0.05، **P < 0.01، ***P < 0.001، ****P. < 0.0001). تشير NS إلى عدم وجود فرق كبير.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

خلال فترة التجربة بأكملها، كان معدل البقاء الإجمالي 100٪ لكل من مجموعة شام ومجموعة uIRI (n = 4 لكل نقطة زمنية). لم تلاحظ أي وفيات خلال الجراحة الأولية للأشعة الشعاعية (uIRI) أو خلال إجراء CNx المتأخر اللاحق. تؤكد هذه النتيجة الملف العالي للسلامة والموثوقية لهذا البروتوكول ذو المرحلتين مقارنة بنماذج الإقفارية الثنائية، التي تعاني عادة من وفيات كبيرة ناتجة عن البول الدموي.

تم إجراء تلوين H&E، وتلوين ثلاثي الألوان من تصميم ماسون، وصبغ IHC لعلاج α-SMA في ست نقاط ز...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تصف هذه الدراسة بروتوكولا موحدا لإنشاء نموذج فأر للتليف الخلالي الكلوي باستخدام uIRI، يليه إجراء CNx قبل 24 ساعة من نهاية الدراسة. كشف الفحص الديناميكي للأمراض النسيجة عن مراحل مرضية مميزة: نخر أنبوبي حاد يتميز بذروة الحدوث خلال الأيام 2–5، تليها تكوين ليفي نشط وتنشيط اللفائف العضلية بلغ ذروته في الأسبوع 1–2، ومن الجدير بالذكر أنه بحلول الأسابيع 3–4، انتقل النسيج إلى مرحلة مزمنة تتميز بترسيب كولاجين مستقر ولكن مع انخفاض كبير في تعبير α العضلي الخلالي. يمثل نموذج الفأر المستخدم في هذه الد...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون أنهم لا يملكون مصالح متنافسة.

شكر وتقدير

وقد دعمت هذه الدراسة المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82373042)، وفريق الابتكار المشترك للأبحاث السريرية والأساسية (202409)، ومؤسسة العلوم الطبيعية في مقاطعة شاندونغ (ZR2022QH291، ZR2025MS1199).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الأجسام المضادة المضادة لل وalpha;-SMAبروتين تك14395-1-APالجسم المضاد الأساسي المستخدم في IHC للكشف عن تعبير ألفا-SMA وتقييم تنشيط الميوفيبروبلاست
مجموعة اختبار نيتروجين اليوريا (BUN) في الدمشركة معهد نانجينغ جيانتشينغ لأبحاث التكنولوجيا الحيوية المحدودة.C013-2-1يستخدم لقياس مستويات BUN في المصل لتقييم وظيفة الكلى المتبقية
مجموعة اختبار الكرياتينين (CRE)شركة معهد نانجينغ جيانتشينغ لأبحاث التكنولوجيا الحيوية المحدودة.C011-2-1يستخدم لقياس مستويات الكرياتينين في المصل لتقييم وظيفة الكلى المتبقية
نظام تخدير الغازشركة نانجينغ كالفن للتكنولوجيا الحيوية المحدودة.KW-MZJ-4مزود بإيزوفلوران للتخدير العام
برنامج جراف باد بريزمشركة جراف باد سوفتويرلا يوجديستخدم للتحليل الإحصائي وتمثيل البيانات بشكل بياني (https://www.graphpad.com)
نظام المراقبة المنزلية الحراريةعلم السلوكCS-HS-0001مزود بمسبار مستقيم لمراقبة وتنظيم درجة حرارة الجسم المغلقة والمستمرة
برنامج إيمج جيالمعاهد الوطنية للصحةلا يوجدبرمجيات مفتوحة المصدر تستخدم لقياس القياس المورفومتري للمناطق الليفية وإشارة IHC
إيزوفلورانشركة RWD لايف ساينس المحدودة R510-22عامل التخدير المستعقو المستخدم أثناء العمليات الجراحية
ماسون مجموعة التلوين الثلاثية الألوانبيوتايمC0189Mلقياس ترسيب الكولاجين
مشبك الأوعية الدموية غير المسبب للصدماتشركة روبوز للأدوات الجراحية.RS-5481Tاستخدمت تثبيت القدم الكلوية لمدة 28 دقيقة
بارافورمالديهايد (4٪)شركة بيوتايم بيوتيكP0099-100mlيستخدم للتثبيت السريع لعينات أنسجة الكلى المجمعة
محلول سترات الصوديوم (10 ملليمتر، درجة حموضة 6.0)شركة ثيرمو فيشر العلمية 005000يستخدم لاسترجاع الحواتم الناتج عن الحرارة قبل التلوين الهيستوكيميائي المناعي
المجهر الجراحي الستيريوتاكسيشركة بكين تشونغتيان قوانغتشنغ للتكنولوجيا المحدودة.TS-39NKيستخدم لإجراء جراحة التهاب العين

المراجع

  1. Lameire, N. H., et al. Acute kidney injury: An increasing global concern. Lancet. 382 (9887), 170-179 (2013).
  2. Sharfuddin, A. A., Molitoris, B. A. Pathophysiology of ischemic acute kidney injury. Nat Rev Nephrol. 7 (4), 189-200 (2011).
  3. Eltzschig, H. K., Eckle, T. Ischemia and reperfusion--from mechanism to translation. Nat Med. 17 (11), 1391-1401 (2011).
  4. Bonventre, J. V., Yang, L. J. T. Cellular pathophysiology of ischemic acute kidney injury. J Clin Invest. 121 (11), 4210-4221 (2011).
  5. Venkatachalam, M. A., Weinberg, J. M., Kriz, W., Bidani, A. K. Failed tubule recovery, AKI-CKD transition, and kidney disease progression. J Am Soc Nephrol. 26 (8), 1765-1776 (2015).
  6. Ferenbach, D. A., Bonventre, J. V. J. N. R. N. Mechanisms of maladaptive repair after AKI leading to accelerated kidney ageing and CKD. Nat Rev Nephrol. 11 (5), 264-276 (2015).
  7. Wei, Q., Dong, Z. J. Mouse model of ischemic acute kidney injury: Technical notes and tricks. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (11), F1487-F1494 (2012).
  8. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  9. Islam, M. A., Kumar, S. Masson's trichrome staining technique to evaluate tissue fibrosis. Methods Mol Biol. 2983, 91-100 (2026).
  10. Magaki, S., Hojat, S. A., Wei, B., So, A., Yong, W. H. An introduction to the performance of immunohistochemistry. Methods Mol Biol. 1897, 289-298 (2019).
  11. Marschner, J. A., Schäfer, H., Holderied, A., Anders, H. J. Optimizing mouse surgery with online rectal temperature monitoring and preoperative heat supply: Effects on post-ischemic acute kidney injury. Plos One. 11 (2), e0149489(2016).
  12. Lu, X., et al. C57BL/6 and 129/Sv mice: genetic difference to renal ischemia-reperfusion. J Nephrol. 25 (5), 738-743 (2012).
  13. Wei, Q., Wang, M. H., Dong, Z. J. Differential gender differences in ischemic and nephrotoxic acute renal failure. Am J Nephrol. 25 (5), 491-499 (2005).
  14. Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice. J Vis Exp. (78), e50495(2013).
  15. Chou, Y. H., et al. Methylation in pericytes after acute injury promotes chronic kidney disease. J Clin Invest. 130 (9), 4845-4857 (2020).
  16. La Russa, A., et al. Kidney fibrosis and matrix metalloproteinases (MMPs). Front Biosci (Landmark Ed). 29 (5), 192(2024).
  17. Fu, Y., et al. Rodent models of AKI-CKD transition. Am J Physiol Renal Physiol. 315 (4), F1098-F1106 (2018).
  18. Soranno, D. E., et al. Matching human unilateral AKI, a reverse translational approach to investigate kidney recovery after ischemia. J Am Soc Nephrol. 30 (6), 990-1005 (2019).
  19. Lourenço, B. N., et al. Development of a model of tubulointerstitial fibrosis using transient unilateral renal ischemia and delayed contralateral nephrectomy in domesticated cats. Comp Med. 74 (4), 274-283 (2024).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

إصابة الكلى الحادةمرض الكلى المزمنالضمور النبيبيالتليف الخلاليالتقييم النسيجيالتقييم الكيميائي النسيجي المناعي
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.