نموذج الفأر للاستئصال الانتقائي للأعصاب الذاتية المعوية

ملخص

يهدف هذا البروتوكول إلى تمكين القطع الدقيق والانتقائي للأعصاب الودية واللاودية المسببة للتعصيب في الأمعاء باستخدام الشريان المساريقاري العلوي كعلامة تشريحية متسقة، مما يوفر نموذجا مركزا وقابلا للتكرار لدراسة التنظيم الذاتي لفسيولوجيا الأمعاء والأمراض.

الملخص

تتكون الأعصاب الذاتية من النظامين الودي واللاودي، اللذين يتصرفان بطريقة معادية إلى حد كبير لتنظيم وظائف فسيولوجية متنوعة. مع تزايد الاهتمام بدور التعصيب التلقائي في فسيولوجيا الأمعاء والأمراض، هناك حاجة متزايدة لنماذج تجريبية تمكن من التلاعب الدقيق بالمدخلات الودية واللامدية الموجهة إلى الأمعاء. هنا، نقدم بروتوكولا جراحيا لقطع الأعصاب الودية والعصبية اللاودية بشكل انتقائي التي تعصيب الأمعاء. باستخدام الشريان المسرقي العلوي (SMA) كعلامة تشريحية قابلة للتكرار، يسمح هذا النهج بالتعرف بشكل موثوق على حزم الأعصاب الذاتية المعوية والاستئصال المستهدف اللاحق. على عكس طرق إزالة التعصيب الأوسع مثل استئصال العقدة أو قطع الأمعاء تحت الحجاب الحاجز، يهدف هذا النهج إلى تحقيق قطع تشريحي أكثر لمجموعات الأوتونومية الموجهة للأمعاء، مما قد يساعد في تقليل التداخل خارج الأمعاء. الإصابة قابلة للسيطرة وعادة ما ترتبط بنزيف قليل، مما يدعم الاستمرارية الإجرائية والتعافي بعد العملية. على الرغم من أن الجراحة تتطلب تدريبا دقيقا مناسبا، إلا أن البروتوكول قابل للتكيف، مما يمكن المستخدمين من تخصيص المعايير الرئيسية لأهداف تجريبية محددة. ومن المهم أن يوفر هذا النموذج منصة عملية لدراسة أدوار الأعصاب الودية والعصبية اللاودية في تنظيم وظيفة الأمعاء في كل من الظروف الفسيولوجية والأمراض على حد سواء. تهدف هذه المقالة إلى وصف الإجراء بالتفصيل لتسهيل اعتمادها من قبل المستخدمين الجدد في أبحاثهم.

المقدمة

يخضع الجهاز الهضمي للتحكم المستمر من الجهاز العصبي الذاتي (ANS)، مع مسارات ودية تنسق الجوانب الأساسية لفسيولوجيا الأمعاء، بما في ذلك الحركة، والإفراز ووظيفة الحاجز الطلائي، والتوازن المناعي ^1,2. في القولون، يمكن للمدخلات الودية الخارجية أن تؤثر على المنطقة عبر عدة أقسام خلوية، مما يؤكد أن اضطرابات ANS الواسعة قد تخفي الأنماط المعوية الخاصة^{بالموقع 1}. وعلى العكس، تعتبر الدوائر اللاوديية، التي تتوسطها الإشارات المبهمية والآليات الكولينية اللاحقة، بشكل متزايد كجزء أساسي من الحفاظ على توازن المناعة المعوي وتشكيل الاستجابات المخاطية، مما يعزز استراتيجيات تجريبية يمكنها فك التشابك بين المساهمات الودية واللاودية بدقة تشريحية².

بعيدا عن التنظيم الفسيولوجي، برز النشاط الذاتي كعامل مهم في بيولوجيا أمراض الأمعاء، بما في ذلك سرطان القولون والمستقيم. تظهر الأعمال الحديثة في CRC برنامجا ثنائي الاتجاه للعصب الودي والميزنشيميا، حيث تعزز الإشارات الأدرينالية β2 والأرومات الليفية المرتبطة بالسرطان التي تعبر عن NGF التفاعلات العصبية–البلكية وتعزز تقدم الورم، مما يوفر دليلا مباشرا على أن الدوائر الودية يمكن ربطها وظيفيا بمسببات CRC³. بالتوازي، تم ربط الإشارات الكولينية بنمو CRC والخصائص المناعية المرتبطة بالورم، كما يتضح من التثبيط الدوائي لمستقبل المسكاريني 3 في نموذج فأر أورثوتوبيك ومن خلال ربط الإشارات الكولينية بتعبير نقاط التحقق المناعي وعلامات خبيثة أخرى ^4,5. من المهم أن التأثيرات الذاتية على أمراض الأمعاء قد تتقارب أيضا مع عوامل أخرى مثل الإجهاد النفسي وميكروبيوم الأمعاء. يمكن للجهاز العصبي المعوي نقل إشارات الإجهاد إلى التهاب المعوي⁶، ويمكن للإشارات الميكروبية أن تتفاعل مع دوائر الأمعاء والدماغ التي تضبط الخلايا العصبية الودية الخارجية للأمعاء، مما يدعم مجتمعة إطارا متعدد العوامل حيث يتقاطع التنظيم العصبي مع البيئة المناعية والميكروبية ^6,7.

تسلط هذه الخطوط المتقاربة من الأدلة الضوء على الحاجة إلى مناهج تجريبية يمكنها عزل التأثيرات الذاتية الموجهة بالأمعاء بدقة تشريحية كافية لدعم الاستنتاج السببي عبر كل من البيئات الفسيولوجية والمرضية. على الرغم من التقدم السريع في رسم خرائط الدوائر والتعديل العصبي، لا تزال العديد من التدخلات الشائعة محدودة في خصوصية الأعضاء. يمكن أن تؤثر التلاعب الدوائي الجهازي، والاستئصال الودي الكيميائي، وقطع العضلات تحت الحجاب الحاجز على المخرجات الذاتية الواسعة وبالتالي تغير نقاط المناعة والأيض خارج الأمعاء، مما يعقد النسبة السببية للمدخلات العصبية الخاصة بالقولون⁸. على سبيل المثال، يمكن للدوائر المبهمية أن تثبط إنتاج السيتوكين الالتهابي⁹، ويمكن للتحفيز المبهم أن يعدل وظيفة الغدد الصماء في البنكرياس وديناميكيات الخلايا β، مما يوضح أن التدخلات الأمامية أو غير الانتقائية قد تسبب تأثيرات خارج الأمعاء تعيق تفسير الأنماط الظاهرية المعوية¹⁰. تعد هذه القيود ذات أهمية خاصة للدراسات التي تهدف إلى عزل آليات القولون الذاتية المقيدة في الفسيولوجيا وعلم الأمراض. الهدف العام من الطريقة هو تمكين التشريح الانتقائي والتوجيه التشريحي للألياف الودية واللاودية الموجهة إلى الأمعاء في الفئران، مما يوفر نموذجا عمليا لفحص تنظيم الجهاز العصبي الذاتي للأمعاء مع تقليل التأثير خارج الهدف.

باختصار، يبلغ هذا البروتوكول عن نهج أكثر دقة لإزالة التعصيب الذاتي في الأمعاء الفأرية مع تقليل اضطراب في التعصيب الذاتي لأعضاء البطن الأخرى، مما يعزز قابلية التفسير من خلال تقليل التحيز المحتمل الناتج عن تأثيرات الأعضاء خارج الأمعاء.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع إجراءات الحيوانات من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية (IACUC) في مستشفى بكين فريندشيب بجامعة كابيتال الطبية (رقم 24-2026). تم استخدام فئران ذكور برية بالغة من النوع البري C57BL/6J في هذه الدراسة (عمرها 8–10 أسابيع، وزنها 20–30 جرام). معلومات مفصلة عن المواد والمواد متوفرة في جدول المواد.

معايير الإدراج: تم استخدام فئران من نفس السلالة والجنس والفئة العمرية في كل تجربة لتقليل التنوع البيولوجي. تم تضمين الحيوانات السليمة التي أظهرت نشاطا طبيعيا، وسلوك العناية بالحيوانات، وتناول الطعام والماء، وإخراج البراز خلال فترة التكيف الطبيعي. بالإضافة إلى ذلك، تم تأقلم الفئران مع منشأة الحيوانات لمدة لا تقل عن 7 أيام قبل الجراحة.

معايير الاستبعاد: تم استبعاد الفئران في حالات نزيف غير مسيطر عليه أو إصابة أوعية وعائية كبيرة أثناء الجراحة، أو ثقب في الأمعاء، أو تلف أنسجة كبير غير متوافق مع البقاء. كما تم استبعاد الحيوانات التي لم تتعافى من التخدير، والذي يعرف بأنه عدم القدرة على الحركة خلال ساعتين بعد الجراحة. شملت معايير الاستبعاد الإضافية مضاعفات ما بعد العملية مثل استمرار انفصال الجرح، أو العدوى الشديدة، أو فقدان الوزن الذي يتجاوز 15٪ خلال 48 ساعة أو 20٪ خلال أي فترة 72 ساعة. كما تم استبعاد الفئران التي أخطأ في التعرف على فرع العصب جراحيا، والذي تم تأكيده بتقييم نسيجي بعد اللقاء، من الدراسة.

1. التحضير قبل العملية

1. قم بتعقيم جميع الأدوات الجراحية.
2. أعط مسكنات وقائية لجميع الفئران قبل 30 دقيقة من الجراحة لتجنب الحساسية للألم. أعط الميلوكسيكام (5 ملغ/كجم من وزن الجسم) عن طريق الحقن تحت الجلد.
3. قم بتسخين وسادة التدفئة إلى 37 درجة مئوية وضعها تحت منصة الجراحة.
4. رش منطقة الجراحة (بما في ذلك غرفة تحفيز التخدير) بنسبة 75٪ إيثانول، وامسح جيدا بمناشف ورقية. ضع مناشف ورقية كافية في أسفل غرفة الحث.
5. افحص غرفة الحث والأنبوب للتخدير للتأكد من عدم وجود تسربات. أعد تعبئة الكمية وتأكد من توفر كمية كافية من الإيزوفلوران. تحفز التخدير باستخدام 3٪–3.5٪ إيزوفلوران يتم توصيله بأكسجين 1 لتر/دقيقة. راقب الفأرة باستمرار؛ عادة ما يتم الوصول إلى الطائرة الجراحية خلال دقيقة إلى دقيقتين.
6. ضع الفأر في وضعية الاستلقاء على الظهر مع تمديد الأطراف الأربعة بالكامل، ومثبتا بشريط مضاد للحساسية. قم بتركيب وتثبيت مخروط الأنف. تقليل الإيزوفلوران إلى 1.5٪–2.5٪ للصيانة. قيم عمق التخدير من خلال غياب استجابة انسحاب الدواسة (عدم وجود رد فعل على قرص إصبع القدم) والتنفس المنتظم (55–65 نفسا/دقيقة).
   ملاحظة: خلال الإجراءات الجراحية المجهرية الطويلة، يتم مراقبة عمق التخدير باستمرار بعد المستوى الجراحي الأولي. بالإضافة إلى تقييم رد فعل سحب الدواسة ومعدل التنفس كل 5-10 دقائق، نراقب نمط التنفس (مثل الانتظام والعمق) ومعدل ضربات القلب من خلال الملاحظة البصرية أو الاتصال بجدار الصدر. يتم أيضا فحص لون الغشاء المخاطي (الذي يتم تقييمه من الأقدام أو الشفاه) بشكل دوري لضمان الأكسجة الكافية. إذا أظهر الفأر أي علامات تخدير خفف، مثل زيادة معدل التنفس (>80 نفسا/دقيقة)، أو حركات عفوية، أو عودة انعكاس الدواسات، يزداد تركيز الإيزوفلوران تدريجيا بين 0.25٪–0.5٪ حتى يتم استعادة مستوى جراحي مناسب. وعلى العكس، إذا أصبح التنفس ضحلا أو غير منتظم، أو إذا انخفض معدل ضربات القلب بشكل ملحوظ، ينخفض الإيزوفلوران بنسبة 0.25٪–0.5٪ حتى تعود الوظائف القلبية التنفسية المستقرة. يضمن هذا التعديل الديناميكي بقاء الفأر في عمق تخدير مناسب طوال العملية مع تقليل اكتئاب القلب والتنفس.
7. ضع مرهم العيون على كلتا العينين لمنع جفاف القرنية وإصابة التخدير.
8. احلق شعر البطن من مستوى التعايش العانة إلى المنطقة أسفل الحافة الضلعي باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية. ثم حرك منصة الجراحة تحت المجهر المجسم.
9. قم بتعقيم موقع الجراحة باستخدام مسحات بوفيدون-يود بنمط متحد-مركز للخارج (من المركز إلى المحيط)، تغطي المنطقة من أسفل الزائدة إلى التعايش العاني، ومن الجانب إلى كلا الجانبين. كرر ذلك ثلاث مرات. ثم امسح بإيثانول بنسبة 70٪ بنفس الطريقة. تأكد من أن الحقل خال من أي شعر متساقط.
10. ارتد قناع جراحي وقبعة ذات مرة واحدة، وارتد رداء جراحي معقم، وارتد قفازات معقمة.
11. غط الفأر بغطاء معقم مغطى بالحافة. اضبط الفتحة إلى حوالي 2 × 3 سم ومحاذاة مع خط منتصف البطن لكشف المجال الجراحي بالكامل. ثبتوا الزوايا الأربع للستارة.

2. فتح البطن والتعرض

1. باستخدام ملقط معقم، ارفع بلطف طية صغيرة من الجلد عند الجمجمة إلى التعايش العاني. باستخدام المقص الحاد العقيم، قم بعمل شق أولي صغير عند القمة (~0.3 سم)، ثم قم بتمديد شق الجلد من الناحية الجمجمية على طول الخط الأوسط لمسافة 1.5–2.0 سم.
   ملاحظة: بعد إدخال أطراف المقص الحادة في الفتحة الأولى، قم بإمالة الأطراف للأعلى وقم بإجراء "دفع-قطع" متحكم به على السطح السفلي للجلد لتجنب القطع العميق وإصابة عضلات البطن أو الأحشاء. استخدم الملقط والمقص لفصل النسيج الضام تحت الجلد الفضفاض من عضلات جدار البطن الأساسية. قم بشق أوسع قليلا من الشق الجلدي لتسهيل التعرض لاحقا.
2. على بعد حوالي 0.5 سم من النتوء الزيفويدي، أدخل أطراف الملقط الدقيقة المعقمة بعناية في الخط الألبا وارفع خيمة صغيرة من الأنسجة.
3. باستخدام مقص معقم ذو طرف حاد، قم بإنشاء فتحة صغيرة (2–3 مم) في الموقع المرفوع. في هذه المرحلة، يجب أن يكون الصفاق الأملس و/أو الأعضاء الأساسية (مثل فص الكبد) ظاهرا.
4. أدخل شفرة واحدة من مقص معقم ذو طرف غير حاد في تجويف الصفاق، مع إبقائه متجاوزة جدا مع جدار البطن. تحت الرؤية المباشرة، قم بتمديد الشق على طول الخط الألبي باتجاه الجمجمة حتى يتطابق الطول الكلي مع شق الجلد.
   ملاحظة: حافظ على رأس المقص مائلا للأعلى بالكامل وتابع فقط تحت الرؤية المباشرة لضمان عدم وجود حلقات أمعاء أو أوعية دموية تحت المقص.

3. تحديد الشريان المسيقي العلوي وقطع العصب

1. قم بسحب جدار البطن بلطف جانبيا باستخدام شرائط لاصقة معقمة لكشف التجويف البريتوني.
2. اضغط بضغط معتدل باستخدام مسحة قطنية على جدار البطن للسماح للأمعاء بالخروج من الخارج. حرك الأمعاء الدقيقة والقولون والسوائل بلطف إلى الجانب الأيسر من الفأر.
   ملاحظة: غط الأمعاء المكشوفة بوسادة قطنية معقمة أو شاش مبلل بمحلول ملحي دافئ (≈37 درجة مئوية) لمنع جفاف الأنسجة وفقدان الحرارة.
3. باستخدام اليد اليمنى، حرك بلطف المعدة والاثني عشر والقولون باتجاه الربع العلوي الأيسر باستخدام مسحة قطنية معقمة ورطبة (أو ملقط دقيق ذو طرف غير دقيق). يجب أن يكون الشريان الأبهر البطني، أمام العمود الفقري، مرئيا بوضوح في هذه المرحلة، وأحيانا مغطى جزئيا بكمية صغيرة من الدهون الخلفية البصرية.
4. حدد الوريد الكلوي الأيسر وجذع السيلياك. ينشأ الشريان المسيقاطي العلوي (SMA) كفرع شرياني واحد من الجدار الأمامي للشريان الأبهر البطني، وعادة ما يكون ذيليه ~2–4 مم إلى جذع السيلياك وعند أو أعلى قليلا من مستوى الوريد الكلوي الأيسر.
   ملاحظة: الوريد الكلوي الأيسر هو وريد داكن وسميك يمر أفقيا عبر الجانب الأمامي من الشريان الأبهر البطني قبل أن يصرف إلى الوريد الأجوف السفلي. عادة ما يكون جذع السيلياك هو أول فرع شرياني رئيسي ينشأ من الجدار الأمامي للشريان الأبهر البطني، ويقع فقط في أعلى الوريد الكلوي الأيسر، وغالبا ما ينقسم إلى الشرايين الكبدية، والشريينية الطحالية، والشرايين المعدية اليسرى. على النقيض من ذلك، فإن SMA هو جذع واحد بدون فروع كبدية/طحالية. يدخل إلى جذر المساناريتر ويغذي الجيجونوم، واللفائفي، والقولون القريب؛ تتبع مساره إلى المسيناريتر يمكن أن يساعد في تأكيد التعرف الصحيح.
5. حدد الحزم البيضاء الحليبية الشبيهة بالحبل السري التي تمتد بالتوازي مع العضلة العصبية الدقيقة كألياف عصبية مستهدفة. حزمة العصب الموجودة أعلى من ال SMA تتوافق مع الألياف الودية الوديية، بينما الحزمة الموجودة أسفل ال SMA تتوافق مع الألياف الودية (الشكل 1A).
6. باستخدام الملقط الدقيق والمقص الدقيق، افصل بلطف شديد الدهون والأنسجة اللمفاوية المحيطة ب SMA لكشف ألياف الأعصاب بالكامل. ارفع بلطف حزمة العصب الودي أو اللاودي باستخدام ملقط دقيق لفصلها عن العضلة العضلية العضلية العصبية العضلية، ثم قطعها بسرعة وحذر (الشكل 1).
   ملاحظة: أثناء التشريح، حافظ على توجيه أطراف الملقط والمقص نحو الجدار الجانبي للشريان وتجنب توجيه الأدوات عموديا إلى مستويات أعمق. إذا حدث نزيف كبير (مثل نزيف من العضلة الدماغية أو الشريان الأبهر البطني لا يمكن السيطرة عليه خلال 30 ثانية بالضغط بمسحة قطنية معقمة)، يتم إنهاء الإجراء فورا. يتم إعدام الحيوان بشكل إنساني أثناء التخدير ويستبعد من جميع التحليلات اللاحقة. تم تعريف هذه النقطة النهائية مسبقا وفقا لنقاط النهاية الإنسانية المعتمدة من الاتحاد الدولي للنقابات المدنية لمنع المعاناة غير الضرورية. إرشادات إضافية لحل المشكلات للمضاعفات الشائعة أثناء العمليات مقدمة في الملف التكميلي 1.

4. إغلاق تجويف البطن

1. أزل جميع الشاش/القطن داخل البطن. افحص تجويف البطن بعناية بحثا عن أي نزيف نشط، مع الانتباه بشكل خاص إلى حقل تشريح ال SMA، وموقع قطع الأعصاب، وحواف قطع جدار البطن.
2. قم بغسل تجويف الصفاق بلطف بكمية صغيرة من محلول ملحي دافئ معقم (0.5–1.0 مل)، ثم امتص السائل الزائد بحذر باستخدام مسحة قطنية جافة معقمة.
3. قم بإجراء عد للجهاز والشاش/القطن لضمان عدم احتفاظ أي مادة غريبة داخل تجويف البطن.
4. باستخدام خياطة 6-0 قابلة للامتصاص، أغلق طبقة الصفاق والعضلات بغرزة مستمرة تبدأ من أحد طرفي الشق. يجب أن تتضمن كل عضة الصفاق وعضلات جدار البطن على كلا الجانبين.
   ملاحظة: ارفع حواف الجرح باستخدام الملقط وضع كل غرزة تحت الرؤية المباشرة لتجنب التصاق تحت الأمعاء أو الأومينتوم. إذا لزم الأمر، أزيح الأمعاء بلطف بعيدا عن الشق باستخدام مسحة قطنية مبللة.
5. أغلق الجلد بخياطات متقطعة باستخدام خياطة حريرية مضفرة 5-0 وغير قابلة للامتصاص. ضع الغرز بفواصل ~2 مم واربط العقد بتوتر معتدل، لتقريب (ولكن دون خنق) حواف الجلد لتجنب نقص التروية.
   ملاحظة: قد يؤدي عدم تثبيت الجرح إلى فتق شقي. تأكد من أن طبقة العضلات محكمة الإحكام وأن حواف الجلد مصطفة جيدا.
6. نظف الجرح المغلق بلطف مرة أخرى باستخدام مسحة بوفيدون-يود.
7. ضع علامة على الفأر (الأذن أو الذيل) بتاريخ الجراحة.
8. قم بإزالة مخروط الأنف وانقل الفأرة إلى قفص تعافي نظيف وناعم موضوع على وسادة تدفئة بدرجة حرارة 37 درجة مئوية (غلاف واحد). حافظ على الحيوان في حالة استلقاء جانبية لتقليل خطر الشفط.
   ملاحظة: تأكد من أن وسادة التدفئة تبقى مستقرة عند 37 درجة مئوية لمنع انخفاض حرارة الجسم. إذا لزم الأمر، أعط 1 مل من محلول ملحي دافئ معقم تحت الجلد لدعم الحجم.
9. راقب الفأر باستمرار حتى يستعيد وعيه بالكامل ويتمكن من الحفاظ على وضعية الاستلقاء بشكل مستقل.
   ملاحظة: استمر مسكنات الألم بعد العملية مع الميلوكسيكام (5 ملغ/كغ، تحت الجلد، مرة كل 24 ساعة لمدة تصل إلى 48 ساعة بعد الجراحة)، مع تقييم بيطري إضافي إذا لوحظت علامات ألم أو ضيق مستمر.

5. معايير المراقبة بعد العملية

ملاحظة: تم إجراء المراقبة بعد العملية مرتين يوميا خلال أول 72 ساعة ثم يوميا طوال مدة الدراسة. شملت المعايير التي تم تقييمها:

1. راقب المظهر العام، بما في ذلك العناية بالمعاطف، حالة الفراء، الوضعية، ومستوى النشاط.
2. قس وزن الجسم يوميا؛ عرف فقدان أكثر من 15٪ من وزن الجسم قبل العملية خلال 48 ساعة أو 20٪ خلال أي فترة 72 ساعة كنقطة نهاية إنسانية.
3. افحص موقع الجراحة بحثا عن علامات العدوى أو الانفصال أو الإفرازات.
4. راقب السلوك، بما في ذلك الحركة التلقائية، والاستجابة للتعامل، وعلامات الضيق (مثل النطق والقلق).
5. قيم أي حيوان يظهر عليه علامات ألم أو ضيق مستمرة رغم تخفيف الألم من قبل الأطباء البيطريين، وإذا لزم الأمر، قم بقتل الحيوان الرحيم.

النتائج

باستخدام SMA كعلامة تشريحية متسقة، يمكن تحديد حزم الأعصاب الذاتية المعوية كهياكل رقيقة بيضاء كالثلؤة تمتد موازية للوعاء الداخلي. استنادا إلى موقعهم التشريحي بالنسبة لل SMA، تم تصنيف الحزمة العلوية كحزمة الودية المفترضة، والحزمة السفلية كحزمة ودية مفترضة (الشكل 1A,D). يتم تحقيق نتيجة إيجابية أثناء العملية عندما تكون حزمة الهدف واضحة ومتقطعة تماما، دون وجود ألياف متبقية تجسر مستوى القطع. أي سائل لبن أو أبيض يلاحظ أحيانا في موقع القطع لم يعتبر ...

المناقشة

ينشأ SMA الفأر من الجدار الأمامي للشريان الأبهر البطني، السفلي من جذع السيلياك، ويوفر تدفق شرياني إلى الأحشاء البطنية الرئيسية، بما في ذلك الأمعاء¹⁴. أمام SMA تقع القولون والمضنارياه، بينما في الخلف يرتبط ارتباطا وثيقا بالوريد الكلوي الأيسر والشريان الأورطي البطني؛ عادة ما يمتد الوريد المسانقياري العلوي على الجانب الأيمن منه. في الفئران، يكون ال SMA حساسا للغاية ويحيط به أعضاء حيوية وأوعية رئيسية. ومن المهم أن الألياف العصبية الودية واللاودية الدقيقة تلتصق بقوة وت...

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة

الاسم	الشركة	رقم فهرسي	التعليقات
5-0 silk braided non-absorbable suture	Ethicon	W500
6-0 PGA Suture	Jinhuan	CR631
Anesthesia Induction Chambers	RWD Life Science	V100
Animal Anesthesia Machine	RWD Life Science	R500IP
Anti-Choline Acetyltransferase antibody	Abcam	ab181023
Artificial Tears Lubricant Ophthalmic Ointment	Akorn	59399-162-35
C57BL/6J Mice	Shanghai Model Organisms CenterTechnology	SM-001
Cholera Toxin Subunit B (CTB), Alexa FluorTM 555 Conjugate	Thermo Scientific	C34776
Compound Microscope	Yuyan Instruments	512
DAPI and Hoechst Nucleic Acid Stains	Invitrogen	D3571
Fast Green	Thermo Scientific	F7252
Fine Hemostatic Forceps	Jinzhong surgical instrument	JCG020
Hypoallergenic Surgical Tape	3M Blenderm	70200419342
Isoflurane	RWD Life Science	R510-22-10
Micro Forceps(Curved)	Jinzhong surgical instrument	WCC200
Micro Forceps(Straight)	Jinzhong surgical instrument	WCC190
Micro Needle holders	Jinzhong surgical instrument	WBA050
Micro scissors	Jinzhong surgical instrument	Y3F010
Micro syringe	Hamilton	7632-01
Ophthalmic Scissors(pointed tip)	Jinzhong surgical instrument	JC2303
Ophthalmic Scissors(rounded tip)	Jinzhong surgical instrument	JC2303
Povidone-Iodine Swabstick	Winner Medical	206
Tissue and Cell Fixative (4% Paraformaldehyde, PFA)	MedChemExpress	HY-DY3003
Tissue OCT-Freeze Medium	Sakura	C2077
Tyrosine Hydroxylase (E2L6M) Rabbit Monoclonal Antibody	Cell Signaling Technology	58844S