يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة بحثية

يعمل دواء بروبينتوفيلين على تخفيف فرط التألم في مكان الشق الجراحي عن طريق تنظيم فسفرة ERK1/2 في الخلايا النجمية والخلايا الدبقية الصغيرة في النخاع الشوكي

32 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/70927

⸱

أغسطس 14, 2026

 ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Zhang Ye People's Hospital Affiliated To Hexi University, 2Department of Stomatology, Zhangye Hospital of Traditional Chinese Medicine, 3Department of Anesthesiology, The Second Hospital & Clinical Medical School, Lanzhou University

في هذه المقالة

ملخص

تبحث هذه الدراسة في تأثير مادة propentofylline التي يتم إعطاؤها داخل القراب على تخفيف فرط التألم الجراحي، وما إذا كان هذا التأثير مرتبطاً بتغيرات في واسمات الخلايا الدبقية الشوكية وفي فسفرة البروتينات extracellular signal-regulated kinase 1 and 2 في الجرذان.

الملخص

ترتبط الخلايا النجمية النخاعية، والخلايا الدبقية الصغيرة، والكيناز 1 و2 المنظم للإشارات خارج الخلية (ERK1/2) بعمليات معالجة الألم. بحثت هذه الدراسة فيما إذا كان حقن البروبنتوفيلين (PPF) داخل القراب قبل الجراحة يخفف من فرط التألم الجراحي الحاد في الجرذان، وما إذا كان هذا التأثير مرتبطاً بمؤشرات الخلايا الدبقية النخاعية وفسفرة ERK1/2. تم توزيع ستة وستين جرذاً من ذكور سلالة Sprague–Dawley عشوائياً على مجموعات: المجموعة الضابطة، ومجموعة الألم الجراحي، والمحلول الملحي العادي، وثنائي ميثيل سلفوكسيد، وPPF، وU0126. تم تقييم فرط التألم الميكانيكي والحراري عند نقطة الأساس وبعد 2 و4 و8 و24 و72 ساعة من الشق الجراحي. كما تم تقييم المؤشرات العصبية والدبقية النخاعية، وp-ERK1/2، والوسطاء الالتهابيين باستخدام لطخة ويسترن والومضان المناعي. بالإضافة إلى ذلك، استُخدمت تجارب على الخلايا النجمية النخاعية الأولية لفحص إطلاق الوسطاء الالتهابيين المعتمد على ERK1/2. أدى حقن PPF داخل القراب قبل الجراحة إلى تخفيف فرط التألم الميكانيكي والحراري طوال فترة الملاحظة التي استمرت 72 ساعة، بينما خفف U0126 من فرط التألم بشكل أساسي خلال الفترة المبكرة بعد الشق الجراحي. وبعد 4 ساعات من الشق، ارتبط كلا العلاجين بانخفاض تعبير GFAP وIba-1 وp-ERK1/2 النخاعي، وانخفاض التفاعل المناعي لـ TNF-α وCOX-2. وفي الخلايا النجمية المستزرعة، قلل PPF من إطلاق الوسطاء الالتهابيين المحفز بواسطة LPS، بينما أدى نشاط ERK1/2 التلقائي إلى إضعاف هذا التأثير. تدعم هذه النتائج وجود ارتباط بين التأثير المضاد لفرط التألم لـ PPF وتعديل الاستجابات الدبقية النخاعية، والاستجابات المرتبطة بـ ERK1/2، والاستجابات الالتهابية بعد الشق الجراحي.

المقدمة

لا يستمر ألم الشق الجراحي، وهو نوع شائع من الألم الحاد الذي يلي الإجراءات الجراحية، عادةً لأكثر من 7 أيام، ولكنه ينطوي على آليات مرضية معقدة تختلف عن آليات الألم الالتهابي والألم العصبي1,2. وإذا لم يتم التحكم في ألم الشق الجراحي بشكل جيد أثناء تطوره، فقد يتطور بشكل أكبر إلى متلازمة الألم المزمن، وقد تتحول طبيعته من ألم إصابة الأنسجة الحادة إلى ألم عصبي أو مختلط3. وبوجه عام، يعد إعطاء المسكنات، مثل الأفيونيات ومضادات الالتهاب غير الستيرويدية، الشكل الأكثر شيوعاً لتسكين الآلام بعد الشق الجراحي. ومع ذلك، قد تحدث العديد من الآثار الجانبية مع الاستخدام المستمر أو الجرعات العالية من هذه الأدوية، وهو أمر يبرز الحاجة إلى استراتيجيات تسكين أكثر أماناً وفعالية.

تشير الأدلة الموثوقة إلى أن مادة propentofylline (PPF) تخفف من فرط التألم عبر عمليات الألم المختلفة4,5. وعلاوة على ذلك، يمكن تحقيق التأثير المسكن لـ PPF جزئياً من خلال تثبيط التعبير الشوكي لبروتينات كينازات البروتين المنشطة بالميتوجين (MAPKs)، مثل p38 وكينازات c-Jun N-terminal kinases (JNKs)6. وعلى الرغم من إثبات تأثيرات PPF على مسارات p38 وJNK، إلا أن قدرتها المحتملة على تعديل مسار كيناز ERK1/2 (الكيناز المنظم للإشارات خارج الخلية 1 و2)، وهو فرع آخر مهم من عائلة MAPK متورط في إشارات الألم، لا تزال غير مستكشفة في حالات الألم الحاد الناتج عن الشق الجراحي. وتكتسب هذه الفجوة المعرفية أهمية خاصة نظراً لأن تنشيط ERK1/2 يظهر أنماطاً زمنية وخلوية متميزة مقارنة بـ p38 وJNK، مما يشير إلى وجود فرص علاجية فريدة محتملة.

كان يُعتقد في البداية أن الخلايا الدبقية، بما في ذلك الخلايا النجمية والخلايا الدبقية الصغيرة والخلايا الدبقية قليلة التغصن، تمثل مجرد الهيكل الرابط والداعم للأنسجة العصبية. ومع ذلك، أظهرت الدراسات الحديثة أن الخلايا النجمية والخلايا الدبقية الصغيرة تلعب دورًا مهمًا في تنظيم اللدونة التشابكية ونقل معلومات الألم7. وبوصفها البالعات المقيمة في الدماغ والنخاع الشوكي، يمكن تنشيط الخلايا الدبقية الصغيرة بواسطة عدة إشارات تحفيزية خارج خلوية في المرحلة المبكرة جدًا من عملية الألم، ومن ثم تتكاثر وتفرز كميات كبيرة من السيتوكينات الالتهابية، مما يزيد من توصيل إشارات الألم من النخاع الشوكي إلى الدماغ8,9. وبالتزامن مع ذلك، يمكن للخلايا النجمية المنشطة أن تزيد من إفراز الناقل العصبي الاستثاري glutamate وترسل المعلومات مباشرة إلى العصبونات الحسية عن طريق تعزيز التواصل بين الخلايا10.

أظهرت الدراسات أن تنشيط الخلايا النجمية يحدث في المرحلة المبكرة (خلال أول 24 h) من الألم الناجم عن الشق الجراحي، بينما يظهر تنشيط الخلايا الدبقية الصغيرة في وقت لاحق بكثير11,12. بالإضافة إلى ذلك، أشارت إحدى الدراسات إلى أن الخلايا الدبقية الصغيرة المنشطة لها تأثير محدود على فرط التألم الميكانيكي في الألم الناجم عن الشق الجراحي13. وتسلط هذه النتائج الضوء على الأسئلة المستمرة حول الأدوار المتميزة للخلايا النجمية والخلايا الدبقية الصغيرة في الألم الحاد. وقد تم الإبلاغ عن أن مادة Propentofylline، وهي عامل معدل للخلايا الدبقية، تخفف من فرط التألم عن طريق تنظيم تنشيط الخلايا النجمية والخلايا الدبقية الصغيرة بعد إصابة تضييق العصب المزمنة، وإصابة العصب الحادة، وإصابة الأنسجة الحادة4,5. ومع ذلك، وبناءً على المعرفة الحالية، لم تدرس أي دراسة تأثيرات PPF على تنشيط الخلايا النجمية أو الخلايا الدبقية الصغيرة في الألم الحاد الناجم عن الشق الجراحي.

يُعدُّ كيناز ERK1 و2 المنظم للإشارات خارج الخلوية، وهو عائلة فرعية رئيسية من MAPK يتم تنشيطها في مرحلة تالية لـ mitogen-activated protein kinase 1 and 2 (MEK1/2)، متورطاً بشكل واسع في عمليات معالجة استقبال الألم واللدونة العصبية14,15. وقد أظهرت الدراسات السابقة أن phospho-ERK1/2 (p-ERK1/2) يمكن تحفيزه في العصبونات الشوكية عن طريق التحفيز المسبب للألم، كما يمكن اكتشافه في الخلايا النجمية والخلايا الدبقية الصغيرة في حالات الألم الالتهابي أو الاعتلال العصبي16,17,18,19. بالإضافة إلى ذلك، أفادت التقارير أن التثبيط الدوائي لمسار إشارات MEK1/2–ERK1/2 يؤدي إلى تخفيف فرط التألم الميكانيكي والحراري في عدة نماذج للألم20,21,22,23,24,25.

ومع ذلك، لا يزال التوزيع الخلوي لـ ERK1/2 في النخاع الشوكي، خاصة في الخلايا النجمية والخلايا الدبقية الصغيرة، والتي يتم تنشيطها عن طريق شق جراحي حاد ودورها في الألم الناجم عن الشق، غير محدد بشكل كافٍ. وتشير الدراسات السابقة التي أجرتها المجموعة البحثية إلى أن PPF يخفف من فرط التألم الناتج عن الشق الحاد في الجرذان عن طريق تقليل إشارات JNK و p38 في النخاع الشوكي، ولكن ما يزال من غير الواضح ما إذا كان PPF ينظم أيضاً الإشارات المرتبطة بـ ERK1/2 في الخلايا الدبقية بالنخاع الشوكي أثناء الألم الناجم عن الشق. وبناءً على ذلك، يجب اعتبار الدراسة الحالية امتداداً للأطر الحالية المتعلقة بالخلايا الدبقية و MAPK في أبحاث الألم بدلاً من كونها نموذجاً ميكانيكياً مستقلاً تماماً. ويكمن تميزها الرئيسي عن الأعمال السابقة في تركيزها تحديداً على ألم الشق الحاد، وفحصها لـ ERK1/2 بدلاً من p38/JNK كعنصر MAPK محل الاهتمام، وتقييمها للتوزيع الخلوي المبكر لـ p-ERK1/2 في النخاع الشوكي فيما يتعلق بالعلاج بـ PPF.

صُممت هذه الدراسة للتحقيق فيما إذا كان إعطاء PPF داخل القراب قبل الجراحة يقلل من فرط التألم الجراحي في نموذج شق باطن قدم الجرذ، وما إذا كان هذا التأثير مرتبطاً بفسفرة ERK1/2 أو تغيرات في تعبير العلامات العصبية والدبقية النخاعية والوسطاء الالتهابيّين، عامل نخر الورم ألفا (TNF-α) وسيكلوأكسيجيناز-2 (COX-2). وبشكل أكثر تحديداً، تختلف هذه الدراسة عن التقارير السابقة في دمجها بين التقييم السلوكي وتحليل Western blot الزمني؛ ومقارنتها الدوائية مع مثبط MEK1/2 وهو U0126؛ وتحديد موقع p-ERK1/2 نوعياً باستخدام التألق المناعي في الخلايا العصبية النخاعية، والخلايا النجمية، والخلايا الدبقية الصغيرة ضمن نموذج ألم جراحي حاد. وعلى الرغم من أن إطارها الآلي يعتمد على الدراسات السابقة التي تربط بين التعديل الدبقي وإشارات MAPK والألم، فإن العمل الحالي يهدف إلى تقديم أدلة إضافية على الاحتمالية القائمة لمشاركة الاستجابات الدبقية المرتبطة بـ ERK1/2 في النخاع الشوكي في المرحلة المبكرة من فرط التألم الجراحي.

بالمقارنة مع المسكنات التقليدية المستخدمة بعد الجراحة، يمكن للنهج التي تستهدف مسارات معينة اختبار مكون إشارات محدد، ولكنها قد توفر فائدة محدودة زمنياً وقد تتطلب طرق إيصال باضعة؛ وقد أظهر تثبيط MEK1/2–ERK1/2 تأثيرات مضادة لفرط التألم في العديد من نماذج الألم التجريبية20,21,22,23,24,25. ويختلف PPF عن مثبطات المسار الواحد لكونه ينظم الاستجابات الدبقية وقد تم ربطه بأكثر من عملية واحدة مرتبطة بـ MAPK4,5,6. ولا يزال التطبيق العملي محدوداً بسبب التصميم قبل السريري، والإعطاء داخل القراب قبل الجراحة، واستخدام ذكور الجرذان فقط، وغياب دراسات تحديد الجرعات والدراسات المتعلقة بالسلامة في نماذج جراحية أكبر.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على التجارب التي أُجريت من قبل لجنة الأخلاقيات في المستشفى التابع الثاني لجامعة لانتشو، بمقاطعة غانسو، الصين (رقم الموافقة الأخلاقية 2017-070). اتبعت جميع الإجراءات إرشادات الجمعية الدولية لدراسة الألم26. تم استخدام ما مجموعه 66 من ذكور جرذان Sprague–Dawley البالغة التي تم الحصول عليها من مركز معتمد لحيوانات المختبر وتتراوح أوزانها بين 200–250 g. وقد شملت هذه الدراسة ذكور الجرذان فقط لتقليل التباين المحتمل المرتبط بالتأثيرات الهرمونية المعتمدة على الجنس. نُفذت جميع البروتوكولات وفقاً لإرشادات الجمعية الدولية لدراسة الألم26، واتُخذت الجهود اللازمة لتقليل المعاناة. تتوفر معلومات مفصلة عن الكواشف والمواد الاستهلاكية والأجهزة والبرمجيات المستخدمة في هذه الدراسة في جدول المواد.

الحيوانات

تم إيواء الجرذان في أزواج قبل العملية وبشكل فردي بعد الشق الجراحي، مع توفير الغذاء والماء ad libitum. تم الحفاظ على الغرفة في دورة ضوء لمدة 12 ساعة وظلام لمدة 12 ساعة، مع التحكم في درجة الحرارة عند 24 °C ± 2 °C.

نموذج الحقن داخل القراب والألم الناتج عن الشق الجراحي

لإعطاء المحاليل عن طريق الحقن داخل القناة الشوكية، خُدرت الجرذان باستخدام sevoflurane بتركيز 1.5%–3% (عن طريق قمع أنفي) ووُضعت في وضعية الانكباب مع ثني العمود الفقري. تم حلق الفراء فوق المنطقة القطنية وتطهير الجلد فوق المسافة بين الفقرتين L5–L6. أُدخلت حقنة مجهرية عبر الجلد عند المسافة بين الفقرتين L5–L6. واستُدل على الدخول الناجح إلى الحيز تحت العنكبوتية من خلال نفضة مفاجئة للذيل أو حركته أثناء تقدم الإبرة، وتم التأكد من ذلك بشكل أكبر من خلال ظهور السائل الدماغي الشوكي عند السحب الخفيف. وفي حال عدم ملاحظة هذه العلامات، تم تعديل وضعية الإبرة قبل الحقن. لم يتم إجراء الحقن إلا بعد استيفاء كلتا معيتي التأكيد، واستُبعدت الحيوانات التي ظهرت عليها علامات عصبية غير طبيعية بعد الحقن. بعد ذلك، حُقن المحلول المعني ببطء، ونُظف الجلد مرة أخرى بعد الحقن. استغرقت العملية الجراحية حوالي 3 min، وعادت الجرذان عموماً إلى وعيها من التخدير خلال 5–10 min.

تم إنشاء نموذج ألم الشق الجراحي في الجرذان كما تم وصفه سابقاً27. بعد التخدير، تم تعقيم السطح الأخمصي للقدم الخلفية باستخدام 10% povidone–iodine. أُجري شق طولي بطول 1 cm في الجلد الأخمصي، بدءاً من مسافة 0.5 cm تقريباً من العقب وامتداداً نحو الأصابع. اخترق الشق الجلد واللفافة. تم رفع العضلة الأخمصية برفق باستخدام ملقط عيني وشقها طولياً مع الحفاظ على استمرارية الأنسجة بشكل عام. ثم أُعيدت العضلة إلى موضعها، وطُبق ضغط خفيف لتحقيق الإرقاء، وأُغلق الجرح بغرزتين من نوع mattress sutures باستخدام 3-0 nylon. عُقم موقع الشق مرة أخرى بعد إغلاق الجرح. وعقب الجراحة، وُضعت الجرذان في أقفاص فردية وسُمح لها بالتعافي في بيئة هادئة ودافئة، محمية من الضوء القوي مع توفير وصول حر إلى الغذاء والماء. خضعت الحيوانات للمراقبة بعد العملية، واستُبعدت فوراً تلك التي لم تستوفِ المعايير المحددة مسبقاً. تم تحديد عدوى الجرح بناءً على الاحمرار، والتورم، وارتفاع درجة الحرارة الموضعية حول الجرح، ووجود إفرازات قيحية صفراء مخضرة غير طبيعية ذات رائحة كريهة، وتأخر التئام الجرح مع استمرار انفتاحه، والنخر والتوسع، بالإضافة إلى العلامات الجهازية بما في ذلك ارتفاع درجة حرارة الجسم، والخمول، والامتناع عن التغذية. وشملت معايير الاستبعاد الإضافية الفشل في الإفاقة من التخدير خلال 30 min، أو قطع العضلات أثناء العملية أو إصابة وعائية عصبية، أو تشويه الذات بعد الجراحة، أو عدم نجاح إنشاء النموذج، والعجز العصبي، مثل شلل الطرف الخلفي أو عدم القدرة على تحمل الوزن بشكل غير مرتبط بألم الشق الجراحي. كما استُبعدت الجرذان التي تعاني من عدوى الجرح أو انفصاله من الدراسة.

القياس السلوكي

تم قياس عتبة سحب المخلب الميكانيكية (PWMT) وفترة زمن سحب المخلب الحرارية (PWTL) بواسطة باحث لا يعلم توزيع المجموعات. أُجري الاختبار في غرفة هادئة في وقت ثابت من اليوم بعد فترة تأقلم لا تقل عن 10 min؛ وتم الحفاظ على ثبات enclosure، والأرضية الشبكية أو الزجاجية، والضوء المحيط، وشدة مصدر الحرارة عبر جميع المجموعات. لاختبار PWMT، تم تطبيق خيوط von Frey المعايرة (0.4 g، 0.6 g، 1.0 g، 1.4 g، 2.0 g، 4.0 g، 6.0 g، 8.0 g، 10.0 g، و15.0 g) بشكل عمودي على السطح الأخمصي المجاور للجرح حتى ينحني الخيط بمقدار 1–2 mm تقريباً. تم الفصل بين التحفيزات المتتالية بفاصل زمني قدره 2 min، وحُددت قيمة 50% PWMT باستخدام طريقة الصعود والهبوط28. أما لاختبار PWTL، فقد وُضعت الجرذان في enclosures شفافة فردية على أرضية زجاجية، وتم محاذاة مصدر الحرارة الإشعاعي مع السطح الأخمصي بجانب الجرح. وُضع حد زمن قطع قدره 30 s لمنع إصابة الأنسجة، وفُصلت التعرضات المتتالية بفاصل 2 min، وسُجل متوسط ثلاثة قياسات29. واعتُبر رفع المخلب أو هزه أو لعقه استجابة سحب إيجابية؛ وأُعيدت التجارب التي تأثرت بالتنظيف الذاتي أو الحركة أو فقدان محاذاة مصدر الحرارة بعد إعادة التأقلم.

تحليل لطخة ويسترن

في الأوقات المحددة مسبقاً، تم قتل الجرذان عن طريق الخلع العنقي، واستُؤصل النخاع الشوكي القطني L4–L6 بسرعة ووضع في محلول تحلل مخصص لمقايسة الترسيب المناعي الإشعاعي مضاف إليه مثبط البروتياز بنسبة 100:1. تم تجنيس الأنسجة، وحفظها على الثلج لمدة 20 min، ثم طردها مركزياً بسرعة 15,000 × g لمدة 20 min عند 4 °C. خُلط السائل الطافي مع محلول تحميل 4× بنسبة 3:1، وسُخن في ماء مغلي لمدة 5 min، ثم خُزن عند −80 °C. فُصلت عينات البروتين (30 µg لكل حارة) على هلامات بولي أكريلاميد-دوديسيل كبريتات الصوديوم بنسبة 10% ونُقلت إلى أغشية بولي فينيليدين فلوريد بمسامية 0.45 أو 0.22 µm. تم التحقق من نجاح عملية النقل من خلال تأكيد الهجرة المتوقعة لعلامة الوزن الجزيئي المصبوغة مسبقاً وعدم وجود مناطق نقل غير متساوية أو منقطعة بشكل واضح. حُجبت الأغشية باستخدام 5% من الحليب منزوع الدسم و 3% من ألبومين المصل البقري لمدة 2 h في درجة حرارة الغرفة، وحُضنت طوال الليل عند 4 °C مع أجسام مضادة أولية ضد NeuN بنسبة (1:8,000)، أو GFAP بنسبة (1:4,000)، أو Iba-1 بنسبة (1:3,000)، أو p-ERK1/2 بنسبة (1:1,000)، أو t-ERK1/2 بنسبة (1:3,000)، أو GAPDH بنسبة (1:2,000). وبعد الغسل في محلول ملحي منظم بالتريس يحتوي على 0.05% من Tween 20 (pH 7.4)، حُضنت الأغشية مع الجسم المضاد الثانوي المقترن ببيروكسيداز الفجل المقابل بنسبة (1:5,000) لمدة 1 h في درجة حرارة الغرفة. تم تطوير الإشارات باستخدام التألق الكيميائي المحسن وتسجيلها على فيلم باستخدام نطاق تعريض مماثل لكل هدف. قام باحث لا يعرف توزيع المجموعات بتحليل كثافة النطاقات باستخدام برنامج لتحليل الصور. حُوّلت الصور إلى تدرج رمادي 8-bit، وطُبقت منطقة اهتمام مستطيلة متطابقة على كل نطاق، وطُرحت الخلفية المحلية من منطقة فارغة مجاورة، وسُجلت الكثافة المتكاملة. استُخدم نفس حجم المنطقة وإجراء الخلفية لجميع الحارات في اللطخة الواحدة. تم تطبيع NeuN و GFAP و Iba-1 و t-ERK1/2 بالنسبة إلى GAPDH، بينما طُبع p-ERK1/2 بالنسبة إلى t-ERK1/2، ثم عُبر عن القيم بالنسبة إلى المجموعة الضابطة.

التألق المناعي

في الأوقات المحددة مسبقاً، تم تخدير الجرذان باستخدام 3% pentobarbital sodium بجرعة (1.5 mL/kg)، ثم أُجري لها تروية عبر القلب باستخدام 300 mL من محلول phosphate-buffered saline (PBS; pH 7.4) بتركيز 0.01 mol/L مبرد مسبقاً، يليه 250 mL من 4% paraformaldehyde مبرد مسبقاً. بعد ذلك، تم إجراء تثبيت لاحق للحبل الشوكي في المنطقة L4–L6 في 4% paraformaldehyde لمدة 6 h، ثم حُميت الأنسجة من التجمد (cryoprotection) طوال الليل في 20%–30% sucrose–PBS عند 4 °C، وقُطعت إلى مقاطع بسمك 10 µm عند −22 °C. غُسلت المقاطع في 0.01 mol/L PBS، ثم حُجبت (blocked) في 10% goat serum لمدة 1 h في درجة حرارة الغرفة، وحُضنت طوال الليل عند 4 °C مع أجسام مضادة أولية ضد NeuN (1:100)، أو GFAP (1:1,000)، أو Iba-1 (1:100)، أو p-ERK1/2 (1:100)، أو TNF-α (1:200)، أو COX-2 (1:50). وبعد ثلاثة غسلات بمحلول PBS، حُضنت المقاطع مع الجسم المضاد الثانوي المقابل والمقترن بفلوروفور أخضر أو أحمر (1:400) لمدة 1 h في درجة حرارة الغرفة، ثم غُسلت ثلاث مرات أخرى بمحلول PBS وثُبتت باستخدام وسط مانع للتلاشي (antifade medium) وغطاء شريحة. تضمنت كل دفعة تلوين مقاطع تحكم سلبية عولجت بدون الجسم المضاد الأولي. تم التقاط الصور بواسطة باحث تعمى عن معرفة المجموعات باستخدام مجهر فلوري. تم الحصول على صور عامة بتكبير منخفض باستخدام عدسة شيئية 10×، بينما تم الحصول على صور التفاعل المناعي الخلوي والتوطن المشترك (co-localization) باستخدام عدسات شيئية 20× أو 40× وفقاً للوحة الشكل المقابلة. ولإجراء المقارنات ضمن الشكل نفسه ودفعة التلوين ذاتها، تم تثبيت تكبير العدسة الشيئية، وكثافة الإضاءة، ووقت التعرض، وكسب الكاشف (detector gain)، وإعدادات الكاميرا، ومعايير معالجة الصور بعد تحسينها لتكون دون مستوى التشبع. تم التقاط قنوات الفلورسنت المنفصلة بالتتابع لتقليل تداخل القنوات. كما تم تصوير ثلاثة حقول غير متداخلة في القرن الظهري لنفس الجانب (ipsilateral dorsal horn) لكل حيوان. وتم قياس شدة الفلورسنت باستخدام برنامج لتحليل الصور بعد التحويل إلى 8-bit، وطرح الخلفية باستخدام منطقة خالية من الخلايا، وتطبيق منطقة اهتمام (region of interest) وعتبة (threshold) متطابقتين ضمن كل دفعة تلوين؛ ثم حُسب متوسط قيم الحقول للحصول على قيمة واحدة لكل حيوان. استُبعدت الحقول التي تعاني من التعرض المفرط، أو طي الأنسجة، أو التمزق، أو ضعف التركيز، أو عدم استواء الخلفية، وأُعيد تصويرها تحت نفس إعدادات عدم التشبع. قُبل التلوين عندما كانت بنية النسيج سليمة، وإشارة الهدف تتجاوز إشارة التحكم الخالية من الجسم المضاد الأولي، ولم يؤثر أي طي كبير أو تمزق أو منطقة مشبعة على التحليل.

In vitro تجارب الخلايا النجمية النخاعية الأولية

تم استزراع الخلايا النجمية الأولية من النخاع الشوكي للجرذان تحت ظروف تعقيم قياسية في وسط استزراع كامل عند درجة حرارة 37 °C في حاضنة رطبة تحتوي على 5% CO2. استُخدمت الخلايا عندما وصلت درجة تلاقيها (confluence) إلى 70%–80% تقريبًا، وقُسمت إلى مجموعات: المجموعة الضابطة، ومجموعة محفزة بـ LPS، ومجموعة LPS + PPF، ومجموعة LPS + U0126، ومجموعة استعادة ERK1/2. أُضيف كل من PPF و U0126 بتركيز 10 µM. وجرى توحيد ظروف تحفيز LPS، والمعالجة الدوائية، وعمليات الحصاد في جميع الآبار المتوازية ضمن كل تجربة. ولتحليل انتقائية المسار، جُمعت مستخلصات الخلايا لإجراء تحليل Western blotting لبروتينات p-ERK1/2 و t-ERK1/2 و p-p38 و total p38 و p-JNK و total JNK وعنصر التحكم في التحميل (loading control) المقابل. كما جُمعت السوائل الطافية للاستزراع من الآبار المتوازية، ونُقيت عن طريق الطرد المركزي، وحُللت لقياس TNF-α و PGE2 و IL-6 باستخدام مقايسة الممتز المناعي المرتبط بالإنزيم (ELISA) وفقًا لتعليمات الشركة المصنعة. واتبع قياس الكثافة الضوئية لـ Western blot مبادئ تحليل الصور الموضحة أعلاه. وفي تجارب الاستعادة، تم تثبيط ERK1/2 الداخلي عن طريق ترانسفكشن siRNA، كما تم إدخال بنية تعبيرية لـ ERK1/2 نشطة بنيويًا (CA-ERK1/2) قبل المعالجة. وتم التأكد من كفاءة التثبيط (knockdown) والإفراط في التعبير (overexpression) بواسطة Western blotting قبل تفسير بيانات السيتوكينات. واستُخدمت الخلايا التي تعرضت لكاشف الترانسفكشن بدون siRNA نشط أو بنية تعبيرية كضوابط إجرائية عند الاقتضاء.

التصميم التجريبي

تقسيم الحيوانات التجريبية إلى مجموعات فرعية

تم توزيع الجرذان على ست مجموعات باستخدام طريقة جدول الأرقام العشوائية، واكتمل تخصيص المجموعات قبل إجراء الاختبارات السلوكية وجمع الأنسجة. تكونت المجموعات الست من مجموعة ضابطة فارغة (n = 6)، ومجموعة ألم الشق الجراحي (IP) (n = 18)، ومجموعة محلول ملحي طبيعي (NS) (0.9% NS، 10 µL؛ n = 9)، ومجموعة PPF (بتركيز 10 µg في 10 µL؛ n = 12)، ومجموعة ثنائي ميثيل سلفوكسيد (DMSO) (10% DMSO، 10 µL؛ n = 9)، ومجموعة U0126 (بتركيز 10 µg في 10 µL؛ n = 12). لم تخضع الجرذان في المجموعة الضابطة الفارغة لشق أخمصي أو حقن داخل القراب، واستُخدمت كضوابط غير معالجة. خضعت الجرذان في مجموعة IP لشق أخمصي دون معالجة مسبقة بالحقن داخل القراب. وتلقت الجرذان في مجموعات NS وPPF وDMSO وU0126 إعطاءً داخل القراب للعوامل الخاصة بكل منها قبل 30 min من الشق الأخمصي. عملت مجموعة NS كضابط للمادة الحاملة لـ PPF، بينما عملت مجموعة DMSO كضابط للمادة الحاملة لـ U0126.

جرعات propentofylline وU0126

يُعد البروبنتوفيلين معدلاً للخلايا الدبقية، وقد تم اختيار جرعة 10 µg لأنها خففت من فرط التألم الحاد في دراسات سابقة أجراها الفريق البحثي. أما U0126 فهو مثبط لـ MEK1/2 غير تنافسي مع أدينوسين ثلاثي الفوسفات، ويُستخدم لمنع فسفرة ERK1/2. وقد أُبلغ عن جرعات فعالة داخل القراب تتراوح بين 1–10 µg في نماذج ألم مختلفة30,31,32؛ لذا استُخدمت جرعة 10 µg في الدراسة الحالية. تم إذابة U0126 في ثنائي ميثيل سلفوكسيد بتركيز 10%، بينما أذيب PPF في محلول ملحي طبيعي بتركيز 0.9%. وكانت التركيزات النهائية 1 µg/µL. جُهزت العقاقير والمواد الناقلة قبل الجراحة، وحُفظت عند 4 °C، واستُخدمت خلال 12 h.

تأثير الإعطاء داخل القراب قبل الجراحة لـ propentofylline أو U0126 على فرط التألم

تم اختيار ستة جرذان من كل مجموعة عشوائياً لإجراء القياسات السلوكية قبل 24 h من العملية، واعتبرت قيم PWMTs و PWTLs الناتجة بمثابة خط الأساس. تم إعطاء الحقن داخل القراب قبل 30 min من العملية. ولتقييم آثار الإعطاء المسبق لـ PPF و U0126 داخل القراب على فرط التألم الميكانيكي والحراري، تم تقييم PWMT و PWTL عند 2 h و 4 h و 8 h و 24 h و 72 h بعد الشق الجراحي.

التصميم التجريبي لتقييم تأثيرات إعطاء البروبنتوفيلين أو U0126 داخل القراب قبل الجراحة على تعبير العلامات العصبية والدبقية في النخاع الشوكي بعد الشق الجراحي

لتحديد النقطة الزمنية المناسبة بعد الشق لتقييم تأثير العلاج، أُجري أولاً تحليل أولي للمسار الزمني في مجموعة IP. وتحديداً، تم قتل الجرذان في مجموعة IP رحمةً بعد 2 h و 4 h و 24 h و 72 h من الشق، وقِيست مستويات تعبير واسمات الخلايا NeuN و GFAP و Iba-1 في النخاع الشوكي باستخدام تقنية Western blot (n = 3 لكل نقطة زمنية). وبناءً على هذا التحليل الأولي، تم اختيار أول 4 h بعد الشق كنافذة ملاحظة مبكرة بعد الشق لأن تعبير NeuN وصل إلى أعلى مستوياته عند النقطة الزمنية 4 h ولأن التغيرات الجزيئية المبكرة اعتبرت الأكثر صلة بالتطور الأولي لفرط التألم الناجم عن الشق. ومع ذلك، لم يكن الهدف من النقطة الزمنية 4 h تمثيل جميع التغيرات الجزيئية الزمنية التي تلي الشق.

عند هذه النقطة الزمنية المحددة، تم قتل الجرذان التي خضعت للحقن داخل القراب من أجل تحليل Western blot لعلامات خلوية مختلفة (n = 3 لكل مجموعة) والتقييم المناعي الفلوري لمورفولوجيا أنواع الخلايا المختلفة (n = 3 لكل مجموعة). أما في المجموعة الضابطة (blank group)، فقد تم قتل الجرذان عشوائياً لتحديد مستويات التعبير الأساسية لعلامات خلوية مختلفة (NeuN وGFAP وIba-1) في النخاع الشوكي بواسطة Western blot (n = 3) ومورفولوجيا الخلايا المختلفة (العصبونات، والخلايا النجمية، والخلايا الدبقية الصغيرة) بواسطة التألق المناعي (n = 3). وبذلك، عملت المجموعة الضابطة كمرجع أساسي غير مشرح وغير معالج.

تأثيرات العلاج على p-ERK1/2 النخاعي والوسائط الالتهابية

لتحديد النقطة الزمنية المناسبة بعد الشق لتقييم تأثيرات العلاج على تعبير p-ERK1/2 ومستويات السيتوكينات الالتهابية، تم إجراء تحليل أولي للمسار الزمني أولاً في مجموعة IP. وتحديداً، تم قتل الجرذان في مجموعة IP رحمةً بعد 2 h و 4 h و 24 h و 72 h من الشق، وقيس تعبير p-ERK1/2 النخاعي بواسطة تحليل Western blot (n = 3 لكل نقطة زمنية). وبناءً على تجربة المسار الزمني هذه، وبالتزامن مع النقطة الزمنية التي كان فيها تعبير NeuN في أعلى مستوياته بعد الشق، تم اختيار 4 h بعد الشق كنقطة زمنية ثابتة للتقييم اللاحق لتأثيرات PPF أو U0126 التي تم إعطاؤها داخل القراب قبل الجراحة على تعبير p-ERK1/2 النخاعي والسيتوكينات الالتهابية. وقد تم اختيار هذه النقطة الزمنية كنافذة ملاحظة ميكانيكية مبكرة وليس كتمثيل شامل لجميع التغيرات الزمنية بعد الشق.

في هذه النقطة الزمنية المختارة، تم قتل الجرذان التي خضعت للحقن داخل القراب للقناة الشوكية رحيمًا لإجراء تحليل Western blot للتعبير عن p-ERK1/2 (n = 3 لكل مجموعة) وتقييم الفلورة المناعية للسيتوكينات الالتهابية (n = 3 لكل مجموعة). وفي المجموعة الضابطة (blank group)، تم إعدام الجرذان عشوائيًا لتحديد مستويات التعبير الأساسية لـ p-ERK1/2 في النخاع الشوكي بواسطة Western blot (n = 3) وللسيتوكينات الالتهابية (TNF-α و COX-2) بواسطة الفلورة المناعية (n = 3). وبذلك، عملت المجموعة الضابطة كمرجع أساسي غير خاضع للشق أو العلاج.

التوطين الخلوي لـ p-ERK1/2 النخاعي في العصبونات والخلايا النجمية والخلايا الدبقية الصغيرة

لإجراء مزيد من التقييم للتوزيع الخلوي لـ p-ERK1/2 في النخاع الشوكي بعد الشق، تم إجراء صبغ الفلورة المناعية في مجموعتي Blank و IP بعد 4 h من الشق (n = 3).

التحليل الإحصائي

يتم التعبير عن البيانات كمتوسط ± الانحراف المعياري. تم تحديد حجم العينة بالرجوع إلى دراسات سابقة أجرتها المجموعة البحثية وتجارب أولية. حُللت البيانات السلوكية باستخدام تحليل التباين (ANOVA) للمقاييس المتكررة ثنائي الاتجاه، مع اعتبار المجموعة كعامل بين المبحوثين والزمن كعامل داخل المبحوثين. كما قُيمت بيانات لطخة ويسترن (Western blot) المعتمدة على المسار الزمني بواسطة تحليل التباين (ANOVA) أحادي الاتجاه، يليه مقارنات زوجية مُعدلة باختبار بونفيروني (Bonferroni). أما بيانات لطخة ويسترن والوميض المناعي (immunofluorescence) في أوقات محددة، فقد قُيمت بواسطة تحليل التباين (ANOVA) أحادي الاتجاه مع مقارنات مخططة مُعدلة باختبار بونفيروني؛ بينما قُيمت المقارنات بين مجموعتين باستخدام اختبار t للطالب (Student’s t-test). وتم تقييم التوزيع الطبيعي وتجانس التباين باستخدام اختباري شابيرو-ويلك (Shapiro–Wilk) وليفين (Levene)، على التوالي. واعتُبرت قيمة p ذات الطرفين < 0.05 ذات دلالة إحصائية. أُجريت التحليلات الإحصائية باستخدام برمجيات التحليل الإحصائي المدرجة في جدول المواد. وبالنسبة لتجارب الخلايا النجمية in vitro، عوملت تجارب الزراعة المستقلة كوحدة للتحليل؛ وقورنت كثافة لطخة ويسترن وتركيزات السيتوكينات باستخدام تحليل التباين (ANOVA) أحادي الاتجاه يليه مقارنات مخططة مُعدلة باختبار بونفيروني، أو اختبار t-test للطالب للمقارنات المحددة مسبقاً بين مجموعتين، حسبما كان مناسباً.

توافر البيانات:

البيانات التي تدعم نتائج هذه الدراسة متوفرة في الملف التكميلي 1.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تأثيرات الشق والإعطاء فوق الجافية قبل الجراحة لعقار propentofylline أو U0126 على فرط التألم بعد الشق

فرط التألم الميكانيكي

لم تكن هناك فروق ذات دلالة إحصائية في قيم عتبة الحساسية الكهربائية (PWMTs) بين المجموعات الست قبل العملية بـ 24 ساعة (p > 0.05؛ الشكل 1A،B). في مجموعة IP، انخفضت عتبة الحساسية الكهربائية (PWMT) بعد الشق واستمرت أقل بشكل ذي دلالة إحصائية مقارنة بالمستوى الأساسي م...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يعاني معظم المرضى من ألم حاد بعد الجراحة، ليس جسديًا فحسب بل وحتى نفسيًا في بعض الأحيان33، ومع ذلك لا يزال هناك الكثير من الغموض حول الآليات التفصيلية للألم الحاد التالي للجراحة. وترافق التأثيرات القوية للأدوية المسكنة آثار جانبية لا مفر منها، مما يجعل استكشاف مسكنات أكثر أمانًا وفعالية أمرًا بالغ الأهمية. استندت هذه الدراسة إلى نموذج سابق تم التحقق من صحته لشق جراحي في الجرذ لمحاكاة الألم الحاد التالي للجراحة، والذي يتميز بسهولة وجدوى التحضير27. وقد قيمت الدراسة الحالية ال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يصرح المؤلفون بأنه لا توجد لديهم أي تضاربات مصالح شخصية أو مالية أو تجارية أو أكاديمية.

شكر وتقدير

يتوجه المؤلفون بالشكر إلى Haijiao Zhou و Ming Wang على الدعم الفني.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
محلول منظم PBS بتركيز 0.01 MSolarbioP1020
محلول منظم Tris-HCl بتركيز 1.0 M (pH 6.8)SolarbioT1020
محلول منظم Tris-HCl بتركيز 1.5 M (pH 8.8)SolarbioT1010
سلفات دوديسيل الصوديوم (SDS) بتركيز 10%SolarbioS1010
محلول TBST المخزون بتركيز 10×SolarbioT1081
أكريلاميد بتركيز 30%SolarbioA1010
محلول تحميل البروتين بتركيز 4×SolarbioP1041
Adobe PhotoshopAdobe—
بيرسلفات الأمونيومSolarbioA1030
جهاز آلي لصنع الثلج المجروشChangshu XuekeIMS-40
ألبومين المصل البقري (BSA)SolarbioA8020
ميكروتوم تجميدي Cryostat CM150LeicaCM150
مقياس pH رقمي—PHS-3C
ثنائي ميثيل سلفوكسيد (DMSO)SolarbioD8371
ميزان تحليلي إلكترونيCany—
كاشف التألق الكيميائي المعزز (ECL)SolarbioPE0010
فيلمKodak—
مجهر فلوري DP71OlympusDP71
وسط طمر للمقاطع المجمدةSakura4583
جهاز الفصل الكهربائي للهلامBIO-RAD—
جليسرولSolarbioIG0910
جليسينSolarbioG8200
جسم مضاد ثانوي من الماعز مضاد للفأر Alexa Fluor 594ProteintechSA00013-3
جسم مضاد ثانوي من الماعز مضاد للفأر مقترن ببيروكسيداز الفجلZSGB-BIOZB2305
جسم مضاد ثانوي من الماعز مضاد للأرنب Alexa Fluor 488ProteintechSA00013-2
جسم مضاد ثانوي من الماعز مضاد للأرنب مقترن ببيروكسيداز الفجلZSGB-BIOZB2301
مصل الماعزSolarbioSL038
GraphPad PrismGraphPad Software5
جهاز طرد مركزي مبرد عالي السرعة 3K15Sigma3K15
هزاز مداري أفقي TS-1000Haimen QilinbeierTS-1000
ImageJNational Institutes of Health1.51j8
ميثانولTianjin Guangfu—
جسم مضاد أولي من الفأر مضاد للجرذ GAPDHProteintech60004-1-Ig
جسم مضاد أولي من الفأر مضاد للجرذ p-ERK1/2CST9101S
Na2HPO3Tianjin Beichen Fangzheng—
NaH2PO3Tianjin Damao—
بارافورمالدهيدBiosharpBL539A
شرائح مجهرية من الدرجة الباثولوجيةShitai—
فنيل ميثان سلفونيل فلوريد (PMSF)BeyotimeST506
جهاز اختبار الأخمص Plantar Test 37370UGO BASILE37370
غشاء بولي فينيليدين فلوريدSolarbio—
بروبينتوفيلين (PPF)TaosuT19812
جسم مضاد أولي من الأرنب مضاد للجرذ COX-2AbcamAb179800
جسم مضاد أولي من الأرنب مضاد للجرذ GFAPProteintech16825-1-AP
جسم مضاد أولي من الأرنب مضاد للجرذ Iba-1Proteintech10904-1-AP
جسم مضاد أولي من الأرنب مضاد للجرذ NeuNAbcamAb279297
جسم مضاد أولي من الأرنب مضاد للجرذ t-ERK1/2Proteintech11257-1-AP
جسم مضاد أولي من الأرنب مضاد للجرذ TNF-αProteintech29652-1-AP
محلول RIPA للتحللSolarbioR0010
SDSSolarbioS8010
مسحوق حليب منزوع الدسمSolarbioD8340
SPSSIBM22
تترا ميثيل إيثيلين ثنائي الأمين (TEMED)SolarbioT8090
TrisSolarbioT8060
Triton X-100SolarbioT8200
U0126-EtOHSelleckS1102
مجمد درجة حرارة فائقة الانخفاضHaier—
مجمد درجة حرارة فائقة الانخفاضSanyo—
نظام تنقية المياه فائقة النقاءHeal Force—
خيوط فون فراي von Frey filamentsNorth Coast Medical—

المراجع

  1. Bateman C. Pain management—the global sound of silence. S Afr Med J. 2015;105:621-3.
  2. Pogatzki-Zahn EM, Segelcke D, Schug SA. Postoperative pain—from mechanisms to treatment. Pain Rep. 2017;2:e588.
  3. Kaiser U, Kopkow C, Deckert S, Neustadt K, Jacobi L, Cameron P, et al. Validation and application of a core set of patient-relevant outcome domains to assess the effectiveness of multimodal pain therapy (VAPAIN): a study protocol. BMJ Open. 2015;5:e008146.
  4. Tawfik VL, Nutile-McMenemy N, Lacroix-Fralish ML, DeLeo JA. Efficacy of propentofylline, a glial modulating agent, on existing mechanical allodynia following peripheral nerve injury. Brain Behav Immun. 2007;21:238-46.
  5. Wu F, Li H, Sun J, Li X, Jiang W, Huang Y, et al. Inhibition of GAP-43 by propentofylline in a rat model of neuropathic pain. Int J Clin Exp Pathol. 2013;6:1516-22.
  6. Norsted Gregory E, Codeluppi S, Gregory JA, Steinauer J, Svensson CI. Pentoxifylline and propentofylline prevent proliferation and activation of the mammalian target of rapamycin and mitogen-activated protein kinase in cultured spinal astrocytes. J Neurosci Res. 2013;91:300-12.
  7. Ji RR, Chamessian A, Zhang YQ. Pain regulation by non-neuronal cells and inflammation. Science. 2016;354:572-7.
  8. Grace PM, Hutchinson MR, Maier SF, Watkins LR. Pathological pain and the neuroimmune interface. Nat Rev Immunol. 2014;14:217-31.
  9. Ji RR, Berta T, Nedergaard M. Glia and pain: is chronic pain a gliopathy? Pain. 2013;154 Suppl 1:S10-28.
  10. Chen G, Park CK, Xie RG, Ji RR. Connexin-43 induces chemokine release from spinal cord astrocytes to maintain late-phase neuropathic pain in mice. Brain. 2014;137:2193-209.
  11. Liu Y, Hou B, Zhang W, Wang D, Wang H, Yu G, et al. The activation of spinal astrocytes contributes to preoperative anxiety-induced persistent postoperative pain in a rat model of incisional pain. Eur J Pain. 2015;19(5):733-40.
  12. Obata H, Eisenach JC, Hussain H, Bynum T, Vincler M. Spinal glial activation contributes to postoperative mechanical hypersensitivity in the rat. J Pain. 2006;7:816-22.
  13. Masaki E, Mizuta K, Ohtani N, Kido K. Early postoperative nociceptive threshold and production of brain-derived neurotrophic factor induced by plantar incision are not influenced by minocycline in a rat: role of spinal microglia. Neurosignals. 2016;24:15-24.
  14. Cargnello M, Roux PP. Activation and function of the MAPKs and their substrates, the MAPK-activated protein kinases. Microbiol Mol Biol Rev. 2011;75:50-83.
  15. Roskoski R Jr. ERK1/2 MAP kinases: structure, function, and regulation. Pharmacol Res. 2012;66:105-43.
  16. Berta T, Liu YC, Xu ZZ, Ji RR. Tissue plasminogen activator contributes to morphine tolerance and induces mechanical allodynia via astrocytic IL-1β and ERK signaling in the spinal cord of mice. Neuroscience. 2013;247:376-85.
  17. Bi RY, Meng Z, Zhang P, Wang XD, Ding YQ, Gan YH, et al. Involvement of trigeminal ganglionic Nav1.7 in hyperalgesia of inflamed temporomandibular joint is dependent on ERK1/2 phosphorylation of glial cells in rats. Eur J Pain. 2013;17(7):983-94.
  18. Mikuzuki L, Saito H, Katagiri A, Okada S, Kubo A, Suzuki T, et al. Phenotypic change in trigeminal ganglion neurons associated with satellite cell activation via extracellular signal-regulated kinase phosphorylation is involved in lingual neuropathic pain. Eur J Neurosci. 2017;46:2190-202.
  19. Song Z, Xie W, Chen S, Strong JA, Print MS, Wang JI, et al. STAT1 as a downstream mediator of ERK signaling contributes to bone cancer pain by regulating MHC II expression in spinal microglia. Brain Behav Immun. 2017;60:161-73.
  20. Duncia JV, Santella JB III, Higley CA, Pitts WJ, Wityak J, Frietze WE, et al. MEK inhibitors: the chemistry and biological activity of U0126, its analogs, and cyclization products. Bioorg Med Chem Lett. 1998;8:2839-44.
  21. Ji RR, Gereau RW IV, Malcangio M, Strichartz GR. MAP kinase and pain. Brain Res Rev. 2009;60:135-48.
  22. Li F, Zhang H, Ma X, Zhang X, Wang Y, Zhang J, et al. Annexin A10 contributes to chronic constrictive injury-induced pain through activating ERK1/2 signalling in rats. Int J Neurosci. 2018;128(2):125-32.
  23. Qiu Q, Chai S, Jiang Z, Zhang Y, Liu X, Li M, et al. Propofol produces preventive analgesia via GluN2B-containing NMDA receptor ERK1/2 signaling pathway in a rat model of inflammatory pain. Mol Pain. 2017;13:1744806917737462.
  24. van den Heuvel I, Reichl S, Segelcke D, Zahn PK, Pogatzki-Zahn EM. Selective prevention of mechanical hyperalgesia after incision by spinal ERK1/2 inhibition. Eur J Pain. 2015;19(2):225-35.
  25. Zhang YB, Guo Y, Li H, Wang LN. Gabapentin effects on PKC-ERK1/2 signaling in the spinal cord of rats with formalin-induced visceral inflammatory pain. PLoS One. 2015;10:e0141142.
  26. Zimmermann M. Ethical guidelines for investigations of experimental pain in conscious animals. Pain. 1983;16:109-10.
  27. Brennan TJ, Vandermeulen EP, Gebhart GF. Characterization of a rat model of incisional pain. Pain. 1996;64:493-9.
  28. Dixon WJ. Efficient analysis of experimental observations. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 1980;20:441-62.
  29. Hargreaves K, Dubner R, Brown F, Flores C, Joris J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 1988;32:77-88.
  30. Hao J, Chen H, Madigan MC, Coote JH, Zhang Y, Xu XJ, et al. Roles of peripheral mitogen-activated protein kinases in melittin-induced nociception and hyperalgesia. Neuroscience. 2008;152:1067-75.
  31. Wang LN, Yao M, Yang JP, Peng J, Peng Y, Li CF, et al. Cancer-induced bone pain sequentially activates the ERK/MAPK pathway in different cell types in the rat spinal cord. Mol Pain. 2011;7:48.
  32. Yang F, Sun W, Yang Y, Wang Y, Li CL, Fu H, et al. SDF1-CXCR4 signaling contributes to persistent pain and hypersensitivity via regulating excitability of primary nociceptive neurons: involvement of ERK-dependent Nav1.8 up-regulation. J Neuroinflammation. 2015;12:219.
  33. Apfelbaum JL, Chen C, Mehta SS, Gan TJ. Postoperative pain experience: results from a national survey suggest postoperative pain continues to be undertreated. Anesth Analg. 2003;97:534-40.
  34. Latremoliere A, Woolf CJ. Central sensitization: a generator of pain hypersensitivity by central neural plasticity. J Pain. 2009;10:895-926.
  35. Zhuang ZY, Gerner P, Woolf CJ, Ji RR. ERK is sequentially activated in neurons, microglia, and astrocytes by spinal nerve ligation and contributes to mechanical allodynia in this neuropathic pain model. Pain. 2005;114:149-59.
  36. Marchand F, Perretti M, McMahon SB. Role of the immune system in chronic pain. Nat Rev Neurosci. 2005;6:521-32.
  37. Bath PM, Bath-Hextall FJ. Pentoxifylline, propentofylline and pentifylline for acute ischemic stroke. Cochrane Database Syst Rev. 2004;3:CD000162.
  38. Cui XY, Chen Y, Chen J, Ma ZL, Zhao YL, Li YQ, et al. Differential activation of p38 and extracellular signal-regulated kinase in spinal cord in a model of bee venom-induced inflammation and hyperalgesia. Mol Pain. 2008;4:17.
  39. Ji RR. ERK MAP kinase activation in superficial spinal cord neurons induces prodynorphin and NK-1 upregulation and contributes to persistent inflammatory pain hypersensitivity. J Neurosci. 2002;22:478-85.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.