يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

التحليل المقطعي المقطعي المقطعي الكمي لإعادة تشكيل المجعدة ومجرى الهواء في نموذج ابن عرس للتليف الرئوي

160 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/71220

⸱

يوليو 31, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics and Human Development, College of Human Medicine, Michigan State University, 2Division of Pulmonary and Critical Care Medicine, Corewell Health, 3Department of Electrical and Computer Engineering, University of Iowa, 4Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 5Department of Medicine, College of Human Medicine, Michigan State University, 6Department of Radiology, University of Iowa

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

هنا، نقدم بروتوكولا لاستخدام الأشعة المقطعية الدقيقة لتقييم خصائص التليف الرئوي الناتج عن البلومايسين بشكل كمي في نموذج ابن عرس. يظهر هذا النموذج الخارجي إمكانات انتقالية قوية لفهم التليف الرئوي واختبار العلاجات الجديدة.

الملخص

التليف الرئوي (PF) هو مرض رئوي مزمن وتقدمي يتميز بإصابات متكررة في السنيخ تؤدي إلى سماكة النسيج الداخلي، والتندب، وضعف في التنفس. نماذج القوارض الحالية، خصوصا تلك التي تستخدم البليوميسين (BLEO)، لها صلة ترجمية محدودة بالتليف الرئوي مجهول السبب لدى الإنسان (IPF) بسبب اختلافات تشريحية مثل غياب القصيبات التنفسية. ولمعالجة هذا القيد، طورنا نموذجا حيوانيا كبيرا للتليف الرئوي في القارس، الذي يمتلك قصيبات تنفسية مشابهة لتلك الموجودة لدى البشر. تلقى ابن عرس البري البالغ من العمر ثلاثة أشهر عملية حقن داخل القصبة الهوائية من BLEO. تم جمع الرئتين بعد 8 أسابيع من العلاج للتصوير المقطعي الدقيق المحوسب (micro-CT) والتقييم النسيجي. نظرا للدقة المكانية المحدودة لتصوير الأشعة المقطعية متعددة الكواشف (MDCT) في رؤية المجاري الهوائية الصغيرة للفيريت، تم تصوير الرئتين المستبعتين خارج الجسم الحي باستخدام ماسح ميكرو-CT عند ضغوط مجرى الهواء المتحكم بها (0 سمسهرس 2خصلة و2 سمس حرارة2أو) لمحاكاة ظروف الزفير والاستنشاف.

كشف التصوير المقطعي المقطعي الدقيق عن اختلافات هيكلية واضحة بين رئتي الفيريت المعالجتين ب BLEO والعاديين المعالجين ب BLEO. أظهرت الرئتان الطبيعيتان توهين منخفضا وبنية محفوظة، بينما أظهرت الرئتان المعالجتان ب BLEO زيادة ملحوظة في التوهين يتوافق مع التليف. كانت السمات المميزة لمرض الرئة الليفية البشرية، بما في ذلك خلية العسل مع الفراغات الكيسية، وزيادة كثافة الحاجز بين الفصوص الدماغية، وشفافية الزجاج الأرضي التي تشير إلى تغيرات ليفية أو التهابية مبكرة. باستخدام التحليل الكمي للأشعة المقطعية الدقيقة، لوحظ أن المجاري الهوائية في رئتي ابن عرس المعالجة ب BLEO أظهرت انخفاضا ملحوظا في توسع الكعبرة، وتمدد طولي، وتغير الحجم عند الضغوط الهوائية المطبقة معا. علاوة على ذلك، أظهر التحليل المطابقة للجيل أن زيادة كبيرة في سمك جدران مجرى الهواء في المناطق التي تظهر فيها التليف الظاهري. أكد التقييم الأنسيجي، بما في ذلك صبغة ماسون الثلاثية الألوان، ترسيبا واسعا للكولاجين والتليف.

تظهر هذه الدراسة أن ابن عرس المعالج ب BLEO يطور سمات إشعاعية وميكانيكية ونسيجية تشبه التليف الرئوي البشري. علاوة على ذلك، يتيح التصوير المقطعي المقطعي الدقيق تقييما عالي الدقة لتوزيع الأليف، وديناميكيات مجرى الهواء، وتغيرات حجم الرئتين. تسلط هذه النتائج الضوء على إمكانات القارس كنموذج انتقالي لدراسة مسببات التهاب التهاب الحفرة الخلفية وتقييم استراتيجيات علاجية جديدة.

المقدمة

التليف الرئوي (PF) هو مرض رئوي خلالي مزمن وتقدمي حيث تؤدي الإصابة المتكررة في السنخات إلى زيادة سماكة النسيج الداخلي، والتليف، وضعف الجهاز التنفسيالتدريجي 1. يمكن أن يسبب التليف الرئوي عن طريق تعرضات متنوعة، بما في ذلك الأدوية، السموم البيئية، العدوى، أمراض المناعة الذاتية الكامنة، أو يمكن أن يكون مجهول السبب1. بينما تم تطوير أدوية لإبطاء تقدم المرض، خاصة للمرضى المصابين بالتليف الرئوي مجهول السبب، لا يزال التليف الرئوي غير قابل للعلاج، مع معدل بقاء على قيد الحياة من 3 إلى 5 سنوات بعد التشخيص 1,2. في معظم الحالات، العلاج الوحيد النهائي هو زراعة الرئة؛ لذلك، هناك حاجة ملحة لتطوير خيارات علاجية جديدة وأكثر فعالية.

بليوميسين هو دواء يستخدم عادة في البشر لعلاج الأورام الخبيثة؛ ومع ذلك، فإن استخدامه محدود بسبب السمية الرئوية، والتي يمكن أن تتطور بسرعة إلى التليف الرئوي3. بعد اكتشاف هذا التأثير الجانبي، استخدم البليوميسين في أبحاث لتطوير نماذج حيوانية للتليف الرئوي. تم استخدام الفئران بشكل شائع لهذا الغرض 4,5,6 مع طرق مختلفة لإعطاء البليومايسين، بما في ذلك الحقن الوريدي والغرس داخل القصبة الهوائية 7,8. بينما يتطور التليف في هذه النماذج، لا يشمل أي منها جميع السمات الأساسية للتليف الرئوي التي ترى لدى البشر8. نماذج القوارض للتليف الرئوي تفشل في عكس السمات الرئيسية للمرض المتقدم، بما في ذلك تكوين أكياس خلية العسل وتكوين القصيبات الهوائية البعيدة9. بالإضافة إلى ذلك، أظهرت الدراسات أن إصابة الرئة الناتجة عن البليومايسين تبدأ في التلاشي تلقائيا في القوارض بعد حوالي 28 يوما من علاج البليومايسين10. بالإضافة إلى ذلك، لم يكن لأي من العوامل التي ثبت أنها تثبط التليف في هذه النماذج تأثير مماثل على البشر، مما حد من خياراتنا العلاجية11.

يستخدم ابن عرس المنزل (Mustela putorius furo) بشكل متزايد في أبحاث الطب التنفسي الحيوي بسبب تشابهها التشريحي مع الجهاز التنفسي البشري12. بالإضافة إلى ذلك، فهي عرضة لمسببات أمراض تنفسية مماثلة تصيب البشر، بما في ذلك فيروس المخلفي التنفسي (RSV) والإنفلونزا، مما يدل على أوجه التشابه الفسيولوجيةبينهما 12. تظهر نماذج الفيريت للبليوميسين تكوين القصبات الهوائية، وتكوين بؤر ليفية، ووجود خلايا شاذة شبيهة بالقاعدية (KRT7+/KRT17+/KRT5–/TP63+)9. جرعة واحدة من البليوميسين سببت تليف رئوي مستمر لدى القرس، مع استمرار الفسيولوجيا التقييدية واضطرابات الرئة الليفية لمدة لا تقل عن 22أسبوعا. يختلف هذا الاكتشاف بشكل كبير عن نموذج البليوميسين المستخدم على نطاق واسع للفأر، حيث يكون التليف عادة محدودا ذاتيا ويبدأ في التحسن بعد حوالي 28 يوما، مع حدوث تراجع كبير خلال 6-8 أسابيع، مما يشير إلى أن نموذج ابن عرس قد يعكس بشكل أفضل الطبيعة المزمنة والتطورية للتليف الرئوي البشري. علاوة على ذلك، تم استخدام ابن عرس مؤخرا في أبحاث التليف الكيسي، وهو مرض جهازي يصيب الجهاز التنفسي بشكل شائع، بسبب تشابهها مع البشر. لذلك، قد تكون هذه الحيوانات نماذج أفضل لجفاف الرحم من نماذج القوارض السابقة.

هدفت هذه الدراسة الحالية إلى تطوير نموذج حيواني للتليف الرئوي يشبه الحالة البشرية بشكل أكبر. قمنا بإعطاء البلومايسين داخل القصبة الهوائية للقوارس المنزلية. بعد 8 أسابيع، أظهرت هذه القارس تغيرات أشعة ونسيج مشابهة لتلك التي لوحظت لدى البشر المصابين بتليف الرئة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم إجراء جميع إجراءات الحيوانات وفقا للإرشادات واللوائح الخاصة بلجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية (IACUC) في جامعة ولاية ميشيغان (رقم الموافقة على بروتوكول الحيوانات. PROTO202300066). تمت الموافقة على بروتوكولات رعاية الحيوانات والتجارب من قبل جامعة ولاية ميشيغان وتم تنفيذها وفقا للمعايير المؤسسية للاستخدام الأخلاقي للحيوانات في الأبحاث.

1. الغرس بالمنظار للبلومايسين في القوامس

  1. اقتنهي نرس ذكور تتراوح أعمارهم بين 3-4 أشهر. يجب أن يكون متوسط وزن ذكر ابن عرس في هذا العمر حوالي 0.9–1.6 كجم. ضع الحيوانات في حالة رطوبة بين 21 درجة مئوية ورطوبة بين 40٪–50٪.
  2. يعطى القارس 3٪–5٪ غاز إيزوفلوران باستخدام جهاز تخدير دقيق باستخدام جهاز تبخير دقيق.
  3. حافظ على التخدير بتغطية أنف ابن العرس بمخروط أنف واستمر في إعطاء غاز الإيزوفلوران بتركيز 3٪–5٪.
  4. عندما يكون ابن عرس مخدرا بشكل كاف ومستلقيا، ابدأ تنظير القصبات باستخدام منظار قصبي بقطر خارجي 2.7 مم.
  5. ازرع مزيجا من البليوميسين (2 U/kg وزن الجسم) والمحلول الملحي عبر القناة العاملة في القصبة الهوائية البعيدة للسماح بتشتت البليومايسين بشكل منتشر. تأكد من أن الحجم الكلي المدمج لا يتجاوز 1 مل. أعد الفيريت إلى وحداتها السكنية وراقبها لمدة 8 أسابيع.
    ملاحظة: يجب ألا يستغرق الغرس أكثر من دقيقتين لإكماله.
  6. أعط الإيزوفلوران باستخدام جهاز تخدير غازي دقيق باستخدام جهاز تبخير. غط أنف ابن العرس بمخروط أنف وأعط 1٪–5٪ إيزوفلوران حتى يصبح ابن عرس مستلقيا. استمر في التعرض للغازات حتى يتم تأكيد الوفاة السريرية الظاهرة. أعط محلول القتل الرحيم الوريدي بجرعة 90 ملغ/كجم وراقب العلامات الحيوية حتى يتم تأكيد الوفاة.
  7. احصاد الرئتين بعد 8 أسابيع من العلاج لإجراء التصوير المقطعي الدقيق المحوسب (micro-CT) والتقييم النسيجي.

2. تصوير مقطعي دقيق عالي الدقة لرئتي ابن عرس

  1. تحضير نسيج رئتي مقطوع للتصوير عن طريق إزالة الأنسجة الخارجية والدم عبر شق الوريد الأجوف السفلي للسماح بتصريف الدم. قم بإجراء الأشعة المقطعية فورا بعد تجهيز الرئتين.
  2. الحصول على صور ميكرو-CT المقطعية المقطعية باستخدام نظام ميكرو-CT مع إعدادات التقاط الصور التالية: 90 keV، 88 ميكروأمبير، إعداد الطاقة مع مرشح موازين أشعة سينية ألمنيوم 60 ميكرومتر نحاسي و500 ميكرومتر، باستخدام مجال رؤية 72 مم بدقة صورة متساوية الخواص 144 ميكرومتر.
  3. الحصول على ما مجموعه 5 صور بأوقات الجسر القياسية 18 ثانية باستخدام بروتوكول خياطة آلي للتداخل والخياطة ورفض الشرائح المكررة لإنشاء صورة مخيطة نهائية لتحليل خطوط أنابيب مجرى الهواء؛ سيؤدي ذلك إلى عرض أسطواني بقطر 68 مم وزاوية رؤية وعمق إجمالي للصورة المخيطة (مستوى Z) بدقة 144 ميكرومتر، مما يسمح بالتقاط كامل لكتلة رئة ابن عرس خارج الجسم الحي .
    1. كرر هذا البروتوكول التصويري لكل مجموعة من رئتي ابن عرس خارج الجسم عند ضغط رئوي 0 سميميمH2O و25 سمس ساعة2O.
    2. استخدم نظام مراقبة الضغط المتصل مباشرة بالرئة للتحكم بدقة والحفاظ على ضغط مجرى الهواء أثناء التصوير.
    3. قم بربط مقياس الضغط بمصدر تدفق هواء منظم للسماح بضبط الضغط داخل الرئة بشكل مستمر.
    4. قبل التصوير، اضبط النظام على مستوى الضغط المطلوب (إما 0 سم حماء أو 25 سم حن) ونفخ الرئة باستخدام تدفق هواء ثابت.
    5. أثناء التصوير، استخدم مقياس الضغط لتوفير تغذية راجعة فورية على ضغط مجرى الهواء وتعويض أي تقلبات ضغط طفيفة باستخدام مصدر تدفق الهواء.

3. معالجة الصور والتجزئة

  1. تحميل أحجام الصور الميكرو-CT المعاد بناؤها بصيغة DICOM، والتي يتم تحويلها إلى صيغة مبادرة تقنية المعلوماتية العصبية (NIfTI)، في خط تقسيم مجرى الهواء.
  2. حدد المنطقة المهتمة (ROI) في صورة micro-CT عن طريق قص الشرائح المحاورية يدويا في الطرف العلوي لاستبعاد الأنبوب وأجزاء القصبة الهوائية الأخرى (انظر الشكل 1A).
  3. قم بتقسيم مجرى الهواء باستخدام خوارزمية التجميد والنمو الآلية15,16 الموضحة في الخطوات الرئيسية التالية.
    1. ضع بذرة داخل القصبة الهوائية على أعلى شريحة محورية داخل العائد على الوزن؛ إنشاء مصفوفة صور فارغة بحجم صورة الإدخال لتمثيل حجم مجرى الهواء الواثق الأولي (CAV) مع تعيين جميع الفوكسل إلى '0'؛ وأضف صوت البذرة إلى CAV عن طريق ضبط قيمته على '1'.
    2. حدد عتبة شدة ميكرو-CT محافظة أولية t = -1000 وحدة HU لتقسيم تجويف مجرى الهواء.
    3. أنشئ مصفوفة صور فارغة بحجم صورة الإدخال لتمثيل الحجم المحظور (FV) مع تهيئة جميع الفوكسل إلى '0'.
    4. كرر التقسيم التكراري حتى يتم تقارب تقسيم تجويف مجرى الهواء المعرف بأحد العلمين: 1) يتم فحص نطاق العتبة الكامل (-1000 إلى -600 وحدة وحدة)، أو 2) جميع الفوكسل '0' المجاورة لفوكسلات '1' في صورة CAV معلمة ك '1' في صورة ال FALL.
      1. احسب شجرة خط المركز CAV17 وحدد نقاط نهاية الفرع الطرفي18.
      2. تطبيق العتبة الثنائية على صورة micro-CT عند القيمة الحالية t واحسب حجم اللومن الجديدالمتصل 18 مع CAV كبذور فوق المنطقة المحددة (قيمة الفوكسل ≤ t)، مع استبعاد FV.
      3. لكل نقطة نهاية CAV، احسب الفوكسل المرتبطة ضمن حجم التلومين الجديد، مع استثناء CAV الأقرب إلى تلك النقطة من أي نقطة نهاية CAV أخرى.
      4. اكتشف نقطة نهاية CAV مع حجم كبير من الفوكسل المرتبط (>150 فوكسل، ما يعادل 0.5 مم3) كمواقع تسرب محتملة في حجم التلومين الجديد.
      5. تأكيد احتمال تسرب التلال باستخدام المعايير الآلية المحددة في Nadeem وآخرون 15.
      6. قم بإزالة أي تسرب في حجم التلومن عن طريق حذف حجم الشجرة الفرعية بعيدا عن جذور التسرب، وأضف فوكسلات حول جذور التسرب لتعزيز FV باستخدام الخوارزميات الموضحةسابقا 15.
      7. خصص حجم التلومين الذي أزيل التسرب لتحديث CAV باستخدام الخوارزميات الموضحة سابقا15.
      8. زد العتبة t بمقدار '1'.
      9. انتقل إلى الخطوة 3.3.4.
  4. قم بإجراء حساب شجرة خط منتصف مجرى هوائي بسماكة فوكسل واحد باستخدام خوارزمية آلية تم التحقق منهامسبقا 17 موضحة في الخطوات الرئيسية التالية.
    1. أدخل شجرة مجرى الهواء المقسمة كصورة ثنائية من NIfTI.
    2. احسب شجرة خط منتصف الممر الهوائي الأولي باستخدام نهج مسار الحد الأدنى للتكلفةالمفضل وسطيا رقم 17 الموضح في الخطوات الرئيسية التالية.
      1. أنشئ مصفوفة صورة هيكلية فارغة بحجم صورة إدخال مع تعيين جميع الفوكسل ل '0'؛ أضف البذرة الآلية للخطوة 3.3.1 كصوت هيكلي أولي بقيمة '1'.
      2. أنشئ مصفوفة صور فارغة بحجم صورة الإدخال مع تخصيص جميع الفوكسل إلى '0' لتمثيل صورة حجم مجرى الهواء المميز.
      3. تحديد الفوكسل في حجم مجرى الهواء غير الموسوم الذي هو أبعد عن الهيكل العظمي الحالي وحساب مسار الحد الأدنى للتكلفة المفضل وسطيا الذي يربط هذه النقطة بالهيكل العظمي الحالي باستخدام الخوارزمية الموضحةسابقا 17.
      4. أضف المسار الناتج كفرع هيكلي جديد إلى مصفوفة صورة الهيكل العظمي، وحدث حجم المؤشر على مجرى الهواء بتطبيق توسع تكيفي محلي على طول الفرع، كما هو موضحسابقا 17.
      5. كرر الخطوات 3.4.2.3–3.4.2.4 حتى يتم ملء حجم مجرى الهواء المحدد بالضغط.
    3. تقليم الفروع الطوبولوجية الزائفة مع الحفاظ على خطوط مركزية مجرى الهواء الحقيقية باستخدام استراتيجية اختيار محلية قائمة على المقياس على طول الفرع، كما هو موضح سابقا17.
    4. إزالة النقاط البسيطة19 في خط منتصف مجرى الهواء التي ليست نقاط نهاية فرعية (أي تلك المجاورة لأكثر من فوكسل مركزي واحد) لضمان الاتساق الطوبولوجي والحفاظ على خط مركزي بسماكة فوكسل واحد.
  5. إجراء تقسيم لنسيج الحضان الرئوي في الصور الدقيقة لرئتي ابن عرس عند 0 سم H2O.
    1. تحديد نسيج الرئة يدويا على كل شريحة صورة تاجية خامسة باستخدام خوارزميات حوسبية وواجهات رسومية مدمجة ضمن ITK-SNAP20.
      ملاحظة: كان تباين شدة الأشعة المقطعية الدقيقة بين البارنشيم الرئوي والخلفية المحيطة عند حالة النفخ 25 سمس في2درجة حرارة غير كاف، مما منع تقسيم حجم الرئة بشكل موثوق.
    2. تطبيق استيفاء الصورة لتوليد تقسيم لنسيج الرئة عند شرائح الصورة الوسيطة.
    3. إجراء مراجعة ثانوية لمراقبة الجودة لضمان استمرارية هيكلية لتقسيم النسيج المحيطي على كلا الاتجاهين المحوري والسهمي.
    4. استبعد تجويف مجرى الهواء ومناطق الجدار من نسيج الرئة باستخدام توسع حجم التلوين القائم على المقياس المحلي، ثم اطرح الحجم المتوسع من نسيج الرئة.
  6. قم بقياس القياسات الميكانيكية للممرات الهوائية21.
    1. قم بقياس التمدد الكعبري المرتبط بالتنفس في الممرات التنفسية الفردية بقياس التغيرات في مساحة المقطع العرضي (CSA) المطابقة مكانيا لفتحة المجاري الهوائية بينحجم الرئة الشهيق (2 سمس في البوصة) والزفير (0 سمسساعة 2أوفام). احسب التوسع الشعاعي عند فرع مجرى الهواء b، المشار إليه ب Δair-R(b)، كما يلي:
      figure-protocol-1(1)
      حيث يشير CSAins(b)وCSA exp(b) إلى تجويف مجرى الهواء عند حجم الرئة الشهيق والزفير. يتم حساب CSA عند b باستخدام تتبع خط شعاعي وطرق نصف أقصى تكيفية محليا على النصف المركزي من الفرع b 22.
    2. قم بقياس التمدد الطولي المرتبط بالتنفس في الممرات التنفسية الفردية كما يلي:
      figure-protocol-2(2)
      حيث تشير Lins(b) وLexp(b) إلى أطوال المسارات الجيوديسية لفرع مجرى الهواء b عند حجمي الرئة الشهيق والزفير على التوالي. يتم حساب طول المسار الجيوديسي للفرع عن طريق تتبع مسار الخط المركزي من الكارينا إلى نقطة النهاية البعيدة للفرع21.
  7. قم بقياس قياسات شدة النسيج الرئوي.
    1. يمكنك تصور توزيع شدة الميكرو-CT لنسيج الرئة في القوامس السليمة والليفية من خلال توليد "عرض حجمي ثلاثي الأبعاد" لحجم نسيج الرئة في سياق شجرة مجرى الهواء. تحقيق تأثير النظرة عبر الميكرو-CT، ورسم الشفافية المعرفة بشدة الميكرو-CT، وترميز الألوان. تطبيق نفس مقاييس الشفافية وترميز الألوان على رئتي الفرث السليمتين والليفيات. يتم تطبيق الخطوات التالية لإنشاء عرض ثلاثي الأبعاد من خلال النظر.
      1. استخدم 3D Slicer23 لفتح صورة NIfTI ثلاثية الأبعاد (3D) لتقسيم مجرى الهواء عند 0 سميمH 2 O ك"تقسيم".
      2. توليد تمثيل ثلاثي الأبعاد للمجرى الهوائي باستخدام وحدة التقسيمات . اختر مستوى صوت مجرى الهواء كمدخل، وفي تبويب التمثيلات، اضغط على إنشاء تحت خيار السطح المغلق .
      3. استورد صورة شدة الميكرو-CT مع وجود نسيج رئوي منفصل إلى جهاز التقطيع ثلاثي الأبعاد كحجم. في هذه الصورة، تم الحفاظ على قيم شدة الميكرو-CT الأصلية للفوكسلات الرئية، بينما يتم تعيين قيمة -2000 HU لجميع الفوكسل غير الرئية.
      4. قم بتكوين رسم خرائط الألوان والشفافية لشدة نسيج الرئة باستخدام وحدة Volume Rendering . قيم شدة الخريطة من -1500 وحدة وحدة، -600 وحدة وحدة، 0 وحدة وحدة، و1500 وحدة إلى الأسود، الأخضر، الأصفر، والأحمر، مع عتامة 0، 0.15، 0.3، و1 على التوالي.
    2. استخدم الخوارزمية التي تم تطويرها في هذه الدراسة لتقدير نسبة الأنسجة المريضة داخل نسيج الحافة الرئية من خلال تحليل توزيع الشدة المرصود من التصوير المقطعي الدقيق. تفترض الطريقة أن قيم شدة المناطق البارانخيمية الصحية تتبع توزيعا غاوسيا. على النقيض من ذلك، المناطق الليفية، ذات الشدة الأعلى المميزة، تشوه الغاوسية للجانب الأيمن من المخطط اللوثقي المرصود. أنجز هذه المهمة في الخطوات التالية.
      1. احسب مخطط الهيستوجرام لصورة متقاربة النسيج المعزولة للرئة في الخطوة 3.7.1.3 مع 50 حاوية على نطاق الشدة من -1500 HU إلى 500 HU.
      2. احسب متوسط التوزيع الغاوسي المستهدف كنمط للمخطط التكراري واشتق معامل الانحراف المعياري باستخدام قيم الشدة على يسار النمط على المخطط التكراري.
      3. قم بقياس حجم الأنسجة الليفية كمساحة زائدة على الجانب الأيمن من المخطط اللواتي تقع فوق منحنى توزيع غاوسي المتوقع المحدد بواسطة معلمات المتوسط والانحراف المعياري التي تم الحصول عليها في الخطوة 3.7.2.2.
      4. احسب نسبة النسيج المريض كنسبة حجم النسيج الليفي إلى إجمالي عدد الهيستوجرام الذي يمثل حجم منطقة النسيج البارنشيمال.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

من بين الخمسة عرس تم تصويرها الرئتين المقطوعة من ابن عرس سليم وابن عرس ليفي واحد باستخدام جهاز التصوير المقطعي المقطعي الدقيق عند ضغوط مجرى الهواء المسيطر عليها 0 سمسساعة 2أوج و25 سم ساعة2O لمحاكاة انتفاخات الرئة الزفيرية والشهيقية على التوالي.

يوضح الشكل 1 النتائج الوسيطة لخط معالجة الصور لصورة الميكرو-CT (الشكل 1A) لرئة ابن عرس خارج الجسم عند ضغط 0 سم...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تصف هذه الدراسة بروتوكولا يجمع بين إعطاء البليوميسين داخل القصبة الهوائية في القارس مع التصوير المقطعي الدقيق المحوسب خارج الجسم الحيوي عالي الدقة (micro-CT) لتوصيف السمات الهيكلية والميكانيكية للتليف الرئوي. يمكن للميكرو-CT اكتشاف الممرات الهوائية الصغيرة بحجم 0.2 مم وقياس الحجم، سمك مجرى الهواء، الكثافة، والشكل. زيادة كثافة الأنسجة، فقدان الحجم، والتغاير الإقليمي مرتبطة ارتباطا وثيقا بعلم الأمراض النسيجي. كان الهدف الأساسي هو إثبات الجدوى وإثبات أن هذا النموذج للحيوانات الكبير...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

حصلت MATK على مكافأة كمستشارة من InflaRx للمشاركة في المجلس الاستشاري IMV/ECMO لمرضى كوفيد-19 المنومين في المستشفى في 5/2024. تم التبرع بهذه الرسوم لمؤسسة كورويل الصحية.

شكر وتقدير

يعلن المؤلفون أنه تم تلقي دعم مالي لأبحاث هذا المقال أو تأليفه و/أو نشره. تم توفير تمويل هذه الدراسة جزئيا من خلال منحة R01 HL153165-01A1 (إلى X.P.L.) وصندوق أبحاث طب الأطفال في مستشفى هيلين ديفوس للأطفال.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
1 mL Luer locking syringeBD309628
10 mL Luer locking syringeBD303134
24 G ´ 3/4" Exel safelet catheterEXELINT INTERNATIONAL CO.26751
3 mL Luer locking syringeBD309657
30 mL Luer locking syringeBD302832
5 mL Luer locking  syringeBD309647
BD Precision glide needle 18 G ´ 1 1/1" BD305196
BD Precision glide needle 20 G ´ 1"BD305175
BD Precision glide needle 23 G ´ 1" BD305145
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS -/-) Gibco14190250
Endotracheal intubation tubes with cuff oxygen catheterCaphstion2.0MM
ET Tube, Uncuffed, 2.0Teleflex5-10404
Ethicon Permahand silk suture, Size 2-0, No Needle, 18", 36/Box, A185HFisher Scientific50-209-2809
Invitrogen RNAlater stabilization solutionFisher ScientificAM7021
IsofluraneCovetrus11695-6777-2
Lubricant PM ointment AACE Pharmaceuticals71406-124-35مرهم العين
MADgic 700 atomizerTeleflexMAD700
Manometer, Professional air pressure meterLeatonT168
Rodent ventilator model 683Harvard Apparatus, Inc. 55-3438
Sterile saline, 0.9%CellProDS0329
Veterinary pulse oximeteruPM60VUVMI

المراجع

  1. Jiang M, et al. Pulmonary fibrosis: from mechanisms to therapies. J Transl Med. 2025;23(1):515.
  2. Glass DS, et al. Idiopathic pulmonary fibrosis: Current and future treatment. Clin Respir J. 2022;16(2):84-96.
  3. Mohammed SM, et al. Mechanisms of bleomycin-induced lung fibrosis: a review of therapeutic targets and approaches. Cell Biochem Biophys. 2024;82(3):1845-70.
  4. Izbicki G, Segel M, Christensen T, Conner M, Breuer R. Time course of bleomycin-induced lung fibrosis. Int J Exp Pathol. 2002;83(3):111-9.
  5. Ayilya BL, et al. Insights on the mechanism of bleomycin to induce lung injury and associated in vivo models: a review. Int Immunopharmacol. 2023;121:110493.
  6. Moore BB, et al. Animal models of fibrotic lung disease. Am J Respir Cell Mol Biol. 2013;49(2):167-79.
  7. Gul A, et al. Pulmonary fibrosis model of mice induced by different administration methods of bleomycin. BMC Pulm Med. 2023;23(1):91.
  8. Moore BB, Hogaboam CM. Murine models of pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 2008;294(2):L152-L160.
  9. Wu S, et al. Ferret model of bleomycin-induced lung injury shares features of human idiopathic pulmonary fibrosis. NPJ Regen Med. 2025;10(1):53.
  10. Ishida Y, Kuninaka Y, Mukaida N, Kondo T. Immune mechanisms of pulmonary fibrosis with bleomycin. Int J Mol Sci. 2023;24(4):3149.
  11. Moeller A, Ask K, Warburton D, Gauldie J, Kolb M. The bleomycin animal model: a useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis? Int J Biochem Cell Biol. 2008;40(3):362-82.
  12. Smith RE, Choudhary S, Ramirez JA. Ferrets as models for viral respiratory disease. Comp Med. 2023;73(3):187-93.
  13. Peabody Lever JE, et al. A ferret model demonstrates sustained fibrosis, restrictive physiology, and airway proximalization. NPJ Regen Med. 2025;10(1):55.
  14. Sun X, et al. Disease phenotype of a ferret CFTR-knockout model of cystic fibrosis. J Clin Invest. 2010;120(9):3149-60.
  15. Nadeem SA, et al. A CT-based automated algorithm for airway segmentation using freeze-and-grow propagation and deep learning. IEEE Trans Med Imaging. 2021;40(1):405-18.
  16. Nadeem SA, Comellas AP, Hoffman EA, Saha PK. Airway detection in COPD at low-dose CT using deep learning and multiparametric freeze and grow. Radiol Cardiothorac Imaging. 2022;4(6):e210311.
  17. Jin D, Iyer KS, Chen C, Hoffman EA, Saha PK. A robust and efficient curve skeletonization algorithm for tree-like objects using minimum cost paths. Pattern Recogn Lett. 2016;76:32-40.
  18. Saha PK, Strand R, Borgefors G. Digital topology and geometry in medical imaging: a survey. IEEE Trans Med Imaging. 2015;34(9):1940-64.
  19. Saha PK, Chaudhuri BB. Detection of 3-D simple points for topology preserving transformations with application to thinning. IEEE Trans Pattern Anal Mach Intell. 1994;16(10):1028-32.
  20. Yushkevich PA, et al. User-guided 3D active contour segmentation of anatomical structures: significantly improved efficiency and reliability. Neuroimage. 2006;31(3):1116-28.
  21. Nadeem SA, et al. Automated CT-based measurements of radial and longitudinal expansion of airways due to breathing-related lung volume change. Med Phys. 2025;52(4):2316-29.
  22. Nadeem SA, et al. Locally adaptive half-max methods for airway lumen-area and wall-thickness and their repeat CT scan reproducibility. 2020 IEEE 17th International Symposium on Biomedical Imaging; Iowa City, IA, USA. 2020: 10.1109/ISBI45749.2020.9098558.
  23. Fedorov A, et al. 3D Slicer as an image computing platform for the quantitative imaging network. Magn Reson Imaging. 2012;30(9):1323-41.
  24. Nathani A, Dincer HE. Advancements in imaging technologies for the diagnosis of lung cancer and other pulmonary diseases. Diagnostics (Basel). 2025;15(7):826.
  25. Sverzellati N. Highlights of HRCT imaging in IPF. Respir Res. 2013;14 Suppl 1:S3.
  26. Nandy S, et al. Diagnostic accuracy of endobronchial optical coherence tomography for the microscopic diagnosis of usual interstitial pneumonia. Am J Respir Crit Care Med. 2021;204(10):1164-79.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

233 233
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.