يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة بحثية

يعزز بيزو1 إعادة تشكيل الخلايا الليفية الصلبية عبر التمايز الميكانيكي الناتج عن الإجهاد الميكانيكي في الخلايا الليفية

152 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/71340

⸱

أغسطس 11, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology and Visual Science, Eye and ENT Hospital, Shanghai Medical College, Fudan University, 2NHC Key Laboratory of Myopia, Chinese Academy of Medical Sciences, and Shanghai Key Laboratory of Visual Impairment and Restoration, Fudan University, 3Department of Ophthalmology, Children's Hospital of Fudan University, National Children's Medical Center, 4Department of Ophthalmology, Shanghai Eye Diseases Prevention and Treatment Center, Shanghai Eye Hospital, Tongji University School of Medicine, 5Jinfeng Laboratory, 6Department of Cell Biology, Zunyi Medical University, 7Shanghai Nineth People's Hospital, School of Medicine, Shanghai Jiao Tong University, 8State Key Laboratory of Medical Neurobiology and MOE Frontiers Center for Brain Science, Institutes of Brain Science, Fudan University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

تجمع هذه الدراسة بين نموذج ارتفاع ضغط الدم العين لدى الفئران مع تجارب الإجهاد الميكانيكي في المختبر، والمنشطات/المثبط، وتجارب الحمض النووي الريبي النووي الريبي في الخلايا الليفية الصلبة البشرية لتظهر أن تعبير البيزو1 يرتفع أثناء إعادة تشكيل المصفوفة خارج الخلوية في الصلبة ويشارك وظيفيا في تمايز العضلات العضلية.

الملخص

التمايز الميكانيكي الناتج عن التجهد العضلي هو آلية محورية تقوم على إعادة تشكيل مصفوفة الصلبة خارج الخلية (ECM) في الجلوكوما. ومع ذلك، لا يزال تحويل الإجهاد الميكانيكي إلى إشارات كيميائية حيوية داخل الأرومات الليفية الصلبة غير موضح بشكل كاف. سعت هذه الدراسة إلى دراسة دور بيزو1 في تكاثر وتمايز الخلايا، في سياق التمايز الميكانيكي الناتج عن الإجهاد الميكانيكي لعضلات المييوفيبروبلاست أثناء إعادة تشكيل ECM الصلبة. يجمع تصميم الدراسة بين ملاحظات التعبير في الجسم الحي من نموذج ارتفاع ضغط الدم البصري لجرذ لمدة أسبوع واحد مع اختبارات ميكانيكية في المختبر باستخدام التمدد الميكانيكي الدوري (10٪ عند 0.5 هرتز لمدة تصل إلى 24 ساعة) والتعديل الدوائي لبيزو1 (المنشط يودا1، المثبط GsMTx4، وإزالة الحمض النووي الريبي الريبي siRNA) في الخلايا الليفية الصلبة البشرية الأولية (خلايا HSF). تظهر نتائجنا أن بيزو1 يعبر عنه في الأنسجة الصلبية وخلايا HSF. في الذراع الداخل الحي، لوحظ زيادة كبيرة في مستويات بروتين بيزو1 في الصلبة لدى الفئران المصابة بارتفاع ضغط الدم العيني بعد أسبوع واحد، وتزامن ذلك مع ارتفاع تعبير الكولاجين من النوع الأول (COL1) وأكتين العضلات الملساء α (α-SMA). في التجارب المختبرية، أدى التمدد الميكانيكي (8–24 ساعة) إلى تنظيم تعبير بيزو1 في خلايا HSF. علاوة على ذلك، ساهم تنشيط بيزو1 مع يودا1 (24 ساعة) في تكاثر خلايا HSF وعزز التعبير عن α-SMA وCOL1. وعلى العكس، أدى تثبيط أو تثبيط بيزو1 إلى كبح تعبير COL1 وأعاق تمايز الميوفيبروبلاست تحت الضغط الميكانيكي. بالإضافة إلى ذلك، أدى تنشيط بيزو1 إلى زيادة في تعبير البروتين المرتبط بنعم (YAP)، في حين انخفض التعبير الناتج عن الإجهاد الميكانيكي في YAP عند القضاء أو التثبيط على بيزو1. باختصار، تشير نتائجنا إلى أن بيزو1 يلعب دورا في التعبير الميكانيكي الناتج عن الإجهاد لمكونات ECM الرئيسية في الصلبة في سياق الزرق وقد يمثل هدفا علاجيا محتملا يتطلب المزيد من التحقق داخل الجسم الحي.

المقدمة

الجلوكوما هو سبب رئيسي للعمى غير القابل للعكس، ويتميز بالتنكس التدريجي لخلايا عقدة الشبكية (RGCs) ومحاور رأس العصب البصري (ONH)، حيث أصاب 76 مليون شخص حول العالم في عام 2020. ارتفاع ضغط العين (IOP) هو أكبر عامل خطر للإصابة بالجلوكوما3، وتقليل الضغط داخل العين هو الخيار الوحيد المتاح حاليا لتأخير تطور الجلوكوما وتطوره4. يعد ONH، وهو الهيكل الذي تخرج منه محاور RGC من العين، الموقع الرئيسي للتلف في الجلوكوما. يؤدي ارتفاع اللوط الداخلي إلى إجهاد ميكانيكي وإزاحة في ONH، مما يؤدي إلى تدهور محاور RGC داخل النسيج الطبقي (LC)، مما يؤدي في النهاية إلى اعتلال العصب البصري الزرقي 5,6.

يعد الصلبة حول الحليمة (PPS) النسيج الحامل الرئيسي للجسم الهوائي، حيث تحدد الخصائص الميكانيكية ل PPS استجابة ONH للانفعال الميكانيكيالناتج عن IOP 7,8. أكدت نمذجة العناصر المحدودة ودراسات خارج الجسم أن الإجهاد الميكانيكي الحيوي للعناصر المحدودة يعتمد على صلابة الصلبة، وتساهم صلابة PPS المحسنة في تقليل الإجهاد في LC 9,10. ثم يمكن أن يؤثر التفاوت في الصلابة11,12 وسمك13 في PPS على الخصائص البيوميكانيكية المرتبطة بالعصب البصري السطحي (OP)، مما يغير أكثر من قابلية الإصابة بتلف العصب البصري الزرق14,15. في الدراسات البيوميكانيكية، كان صلابة العين في الصلبة الزرقية أكبر من الصلبة الطبيعية في عيون الإنسان بعد الوفاة 16,17، كما لوحظ بشكل مستمر في كل من الزرق البشري والنماذج الحيوانية التجريبية 18,19,20. تشير هذه البيانات إلى أن تصلب الصلبة قد يكون استجابة وقائية من خلال تقليل تشوه ONH الناتج عن المضخة أثناء الزرق.

الخصائص البيوميكانيكية لنسيج الصلبة هي نتيجة لتركيب المصفوفة خارج الخلية التي تصنيعها الأرومات الليفية21. تشير الأدلة الحديثة إلى أن الإجهاد الميكانيكي الناتج عن زيادة اللواء المكثف قادر على تنشيط الخلايا الليفية الصلبة الموجودة داخل الصلبة22، ويعزز تمايز العضلات العضلية23، وينتج عن إعادة تشكيل ECM24,25. يعد التحول الميكانيكي الناتج عن الإجهاد الميكانيكي لعضلات العضلة الليفية عملية رئيسية أثناء إعادة تشكيل ECM الصلبي في الزرق، لكن من غير الواضح كيف يتحول هذا الإجهاد الميكانيكي إلى إشارات كيميائية حيوية واستجابات خلوية في الخلايا الليفية الصلبية.

بيزو1 هو أحد أعضاء عائلة قنوات الكاتيونية غير الانتقائية الجديدة والحساسة للقنوات العاطفية الكاتيونية، وتشارك في تليف عدة أعضاء، بما في ذلك الجلد القلبي والرئوي26,27. يمكن للإجهاد الميكانيكي تنشيط قنوات بيزو1 الخلوية مما يؤدي إلى زيادة تدفق Ca2+ 28، وبالتالي الإشارات المعتمدة على الكالسيوم لتنظيم مجموعة متنوعة من الأنشطة الخلوية، بما في ذلك تكاثر وحركة وتمايز الأرومات الليفية29,30. كشفت الدراسات الحديثة أنه تحت الضغط الميكانيكي، يعزز بيزو1 العمليات الليفية الجلدية من خلال تحفيز تكاثر الأرومات الليفية، حركتها، والتمايز31. تتضمن هذه الدراسة مكونين مكملين: دراسة وصفية في الجسم الحي لتعبير بيزو1 في نموذج ارتفاع ضغط الدم العيني للفئران، ودراسة ميكانيكية في المختبر باستخدام الأرومات الليفية الصلبية البشرية الأولية تحت ضغط ميكانيكي دوري. افترضنا أن الإجهاد الميكانيكي ينشط بيزو1، الذي يعزز تمايز العضلات العضلية والتعبير عن مكونات ECM في الأرومات الليفية الصلبية، وربما عبر إشارات YAP.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم الحصول على ذكور فئران سبراج-داولي (بعمر 8 أسابيع) من مركز الحيوانات التجريبية في مستشفى فودان للأطفال. جميع الفئران كانت بإجازة مفاجئة وتم إيواؤها تحت ظروف SPF عند 22±1 درجة مئوية ودورة ليل/نهار لمدة 12 ساعة. جميع تجارب الحيوانات التزمت ببيان ARVO لاستخدام الحيوانات في أبحاث العيون والرؤية، وتمت الموافقة عليها من قبل مجلس المراجعة المؤسسية ولجنة الأخلاقيات في مستشفى الأطفال بجامعة فودان (2022JS-EKYY-019). تم الحصول على الأنسجة الصلبة البشرية المستخدمة لاشتقاق الأرومات الليفية الصلبية البشرية الأولية من صلبة المتبرع وفقا للإرشادات المؤسسية، وتمت الموافقة على جميع الإجراءات ذات الصلة من قبل مجلس المراجعة المؤسسية في جامعة فودان (2024-YS-187).

التصميم التجريبي

استخدمت الدراسة الحالية كلا من النهجين في الجسم الحي والمختبري، مرتبطين مفهوميا بإجهاد ميكانيكي، لدراسة مساهمة بيزو1 في إعادة تشكيل ECM الصلبة. في الجسم الحي، استخدمنا نموذج ارتفاع ضغط الدم العين لدى الفئران لفحص تعبير بيزو1 تحت ارتفاع ضغط العين. في المختبر، قمنا بتعريض الخلايا الليفية الصلبية البشرية الأولية للتمدد الميكانيكي الدوري لنمذجة الإجهاد الميكانيكي الذي يعاني منه الصلبة في الزرق، وقمنا بتعديل نشاط بيزو1 باستخدام منبهات دوائية (Yoda1)، ومثبط (GsMTx4)، وتقليل siRNA.

نموذج ارتفاع ضغط الدم العيني المزمن التجريبي (OHT)

تم استخدام ما مجموعه 18 ذكرا من جرذ SD. في كل فأر، تلقت العين اليمنى حقنة كربومر لتحفيز ارتفاع ضغط الدم العيني (OHT)، بينما كانت العين اليسرى المقابلة هي المجموعة الضابطة (NT). تم إجراء ثلاث نسخ بيولوجية مستقلة من التجربة بأكملها، ليصبح المجموع 18 عينا لكل مجموعة. كانت الوحدة التجريبية هي العين الفردية. كان الباحثون الذين أجروا قياسات IOP وتحليل البقعة الغربية عمياء عن تخصيص المجموعات.

تم إنشاء نموذج تجريبي لعلاج OHT مزمن في الفئران كما وصف سابقا25. لفترة وجيزة، تم تخدير الفئران ب 10٪ كلورال هيدرات، وبعد توسيع الحدقة بواسطة تروبيكاميد، تم حقن محلول الكربومر (0.3٪، 20 ميكرولتر) في الحجرة الأمامية للعين. تم تطبيق كلورتيتراسيكلين هيدروكلوريد لمنع العدوى. تم إجراء قياسات الأنبوب المكثف باستخدام مقياس التونومتر الارتدادي بعد 3 و7 أيام. تم جمع مناديل من الصلبة بعد أسبوع من اعتبار النموذج مثبتا.

تم عزل الأنسجة الصلبة كما تم وصفها سابقا بالتفصيل25. بعد التخدير، تم تغذية الفئران عبر القلب مع 4٪ فورمالديهيد في PBS. تم تشريح الأنسجة الحجاجية الخارجية من الكرة الأرضية، وتمت إزالة هياكل الأجزاء الأمامية (القرنية، القزحية، العدسة) والزجاجية بعناية. تم كشط الشبكية والمشيم بلطف من الجدار الداخلي للصلبة. تم جمع وتحديد أنسجة الصلبة الخلفية من خلال تلوين H&E المرضي.

زراعة الخلايا

كانت الخلايا الليفية الصلبة البشرية الأولية (HSF) سلالة خلايا تم تأسيسها سابقا من صلبة التبرعالبشرية رقم 32. تم استخدام ثلاث نسخ بيولوجية مستقلة (خلايا من ثلاثة متبرعين مختلفين) في كل تجربة. تم الحفاظ على خلايا HSF في DMEM مع 15٪ مصل أبقار جنيني و1٪ بنسلين-ستريبتوميسين تحت ظروف الزراعة القياسية (37 درجة مئوية، 5٪ ثاني أكسيد الكربون، جو رطب). تم تقسيم الزراعة كل أربعة أيام، وتم استخدام خلايا HSF بين المقطعين 5 و9 في جميع التجارب. تم تأكيد خلايا HSF بواسطة التألق المناعي باستخدام علامات الكولاجين من النوع الأول وعلامات خلايا الأكتين α العضلية الملساء.

تطبيق التحفيز الميكانيكي

تم استخدام نظام التمدد الميكانيكي الدوري لإنتاج التمدد الدوري الميكانيكي. تم استخدام كثافة بذور 2×105 خلايا/مل لخلايا HSF المطلية في صفائح بستة آبار ذات قاع مرن مغطى بالكولاجين. تعرضت خلايا مجموعة التمدد للتمدد الدوري عند سعة 10٪ و0.5 هرتز كما هو موضح في دراستناالسابقة 32. الخلايا التي زرعت في صفائح تمدد، لكنها تركت ساكنة تعمل كأدوات تحكم. تجربة إسقاط siRNA ببيزو1: تلقت الخلايا عملية نقل لمدة 48 ساعة من SiRNA بيزو1 أو siRNA تحكم سلبي قبل التمدد الميكانيكي. بعد النقل، خضعت الخلايا للتمدد الميكانيكي الدوري لمدة 24 ساعة. تم تضمين أربع مجموعات: (أ) خلايا تحكم تم تحويلها بواسطة siRNA دون تمدد؛ (ب) التحكم في الخلايا المنقولة ب siRNA من خلال التمدد؛ (ج) خلايا مترجمة إلى siRNA بواسطة بيزو1 بدون تمدد؛ (د) خلايا مترجمة ب siRNA بواسطة بيزو1 مع تمدد. تجربة مثبط بيزو1 (GsMTx4): تم علاج الخلايا بجرعة 5 ميكرومولار GsMTx4 قبل وأثناء التمدد الميكانيكي. تم تضمين أربع مجموعات: (أ) خلايا غير معالجة بدون تمدد؛ (ب) الخلايا غير المعالجة التي تحتوي على تمدد؛ (ج) الخلايا المعالجة ب GsMTx4 بدون تمدد؛ (د) الخلايا المعالجة ب GsMTx4 مع تمدد (مع وجود GsMTx4 في جميع الأنحاء). تجربة منشط بيزو1 (Yoda1): تم زراعة الخلايا بوجود 5 ميكرومولار يودا1 لمدة 24 ساعة. تم تضمين مجموعتين: (أ) التحكم غير المعالج (المركبة)؛ (ب) الخلايا المعالجة ب Yoda1.

البلوط الغربي

تم تقييم مستويات البروتين بواسطة ويسترن بلوتينغ وفقا للإجراءات الروتينية. باختصار، قمنا بتحليل عينات من الأرومات الليفية الصلبة أو المزروعة في مخزن RIPA. تم حل البروتين (20 ميكروغرام) بواسطة SDS-PAGE ثم تم نطخه على أغشية النيتروسيلولوز. ثم تم حجب الأغشية ب 5٪ من BSA لمدة ساعة واحدة في درجة الحرارة المحيطة، تلتها الحضانة الليلية عند 4 درجات مئوية باستخدام الأجسام المضادة الأولية المناسبة. شملت الأجسام المضادة المستخدمة بيزو1، الكولاجين النوع الأول، أكتين العضلات الملساء α، YAP وGAPDH. تم التحقق من صحة الجسم المضاد بيزو1 من قبل الشركة المصنعة لكشف البلوت الغربي والتألق المناعي في أنسجة الفئران والبشر، مع توفر بيانات الإقصاء/الإسقاط في ورقة المنتج. بعد ثلاث غسلات باستخدام TBST، حضننا الأغشية بأجسام مضادة ثانوية متقاربة ب HRP مناسبة (مضادة للأرنب أو مضادة للفأر) لمدة ساعة واحدة في درجة حرارة الغرفة. ثم تم قياس شدة النطاق باستخدام برنامج تحليل الصور، وتم تطبيع إشارة كل نطاق هدف إلى إشارة GAPDH من نفس المسار. تعرض البيانات الناتجة كتغير طي بالنسبة لحالة التحكم.

تكاثر الخلايا

تم تقييم تكاثر الخلايا من خلال اختبار قابلية الحيوية اللونية وفقا للبروتوكول المرفق. أضفنا مركب رباعي التيرازوليوم (10 ميكرولتر/مل) إلى كل بئر وحضننا الألواح لمدة ساعتين تحت ظروف الزراعة القياسية (37 درجة مئوية، 5٪ ثاني أكسيد الكربون). ثم تم قراءة الامتصاص عند 450 نانومتر.

نقل RNA صغير متداخل

تم إجراء نقل siRNA ببيزو1 كما هو موضح سابقا31. كانت التسلسلات كما يلي: Piezo1-siRNA، 5'-AGAAGAAGAAGAUCGUCAAGUATT-3' (الحاسية) و5'-UACUUGACGAUCUCUUCUTT-3' (المضاد)، siRNA التحكم السلبي (NC)، 5'-GUGAGCGUCUAUAUACCAUTT-3' (الحاسية) و5'-AUGGUAUAGACGCUCACTT-3' (المعنى).

التألق المناعي

بالنسبة للتألق المناعي، تم تثبيت الخلايا المزروعة ب 4٪ بارافورمالديهايد (20 دقيقة، درجة حرارة الغرفة)، ونفرت ب 0.1٪ ترايتون X-100 (40 دقيقة)، ثم تم حجبها ب 10٪ BSA. خضعت أقسام الأنسجة لتثبيت ليلي على 4٪ بارافورمالديهايد في درجة حرارة الغرفة، تلاها نفاذية وحصر. تم حضن العينات مع الأجسام المضادة الأولية ضد بيزو1 و α-SMA. بعد ذلك، طبقنا أجساما مضادة ثانوية متقاربة بصبغة فلورية: مضادة للفئران ذات علامة خضراء (ل α-SMA) ومضادة للأرنب ذات علامة حمراء (لبيزو1)، كل منهما عند تخفيف 1:500. تم صبغ النوى بتقنية DAPI، وتم التقاط الصور باستخدام مجهر فلوري.

العلاج بالناهض والمثبط

تمت معالجة خلايا HSF بجرعات 5 ميكرومولار GsMTx4 و5 ميكرومولار من منشط بيزو1 يودا1 بناء على دراسات سابقة33.

التحليل الإحصائي

تم إجراء كل تجربة على ثلاث نسخ. تعرض النتائج كمتوسط ± انحراف معياري (SD). للمقارنات بين مجموعتين، طبقنا اختبار t للطالب ذو الذيلين. تم إجراء مقارنات متعددة للمجموعات باستخدام تحليل أنوفاي أحادي الاتجاه تلاها اختبار توكي بعد الاختبار. تم التحقق من طبيعة البيانات من خلال اختبار شابيرو-ويلك، وتم تقييم تجانس التباين باستخدام اختبار ليفين. تم تعريف الدلالة الإحصائية بأنها p < 0.05. تم إجراء جميع التحليلات الإحصائية باستخدام برامج إحصائية مخصصة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يعبر عن بيزو1 في أنسجة صلبة الجرذان وخلايا HSF

أولا، فحصنا تعبير بيزو1 في أنسجة صلبة الفئران (في الجسم الحي) والأرومات الليفية الصلبة البشرية المزروعة (في المختبر). لفحص التعبير النسيجي الخاص ب Piezo1، تم استخدام قاعدة بيانات التعليقات الجينية BioGPS34. كشف تحليل BioGPS أن بيزو1 يعبر عنه بشكل كبير في أنسجة العيون المختلفة، بما في ذلك ظهارة صبغة الشبكية، القزحية، القرنية، وكأس العين (الشكل 1A

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يسبب ارتفاع الضغط داخل العين (IOP) إجهادا ميكانيكيا في رأس العصب البصري والريبروزا الطبقية، مما يساهم في تدهور خلايا العقدة الشبكية38,39. الصلبة المحيطية بالحليمة (PPS) هي نسيج رئيسي يحمل الأحمال يؤثر على ميكانيكا ONH40. أظهرت دراسات سابقة أن الإجهاد الميكانيكي يحفز تمايز الأرومات الليفية الصلبية إلى الميوفيبروبلاست وإعادة تشكيل المصفوفة خارج الخلية (ECM)، مما يؤدي إلى تصلب الصلبة41...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون أنهم لا يملكون مصالح متنافسة.

شكر وتقدير

وقد حظي هذا العمل بدعم من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (المنحة رقم 82401257).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.3% carbomer solution (Carbomer 940 polymer)Solarbio, Shanghai, China—20 μL
10% chloral hydrateMacklin, Shanghai, China—3 mL/kg
Alexa Fluor 488-conjugated goat anti-mouse secondary antibodyThermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA —
Alexa Fluor 594-conjugated goat anti-rabbit secondary antibodyThermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA—
BioFlex six-well culture plates (coated with collagen I)Flexcell Int Corp, Hillsborough, NC, USA—
Chlortetracycline hydrochlorideZhenhua Pharmaceutical, Yunnan, China—
COL1 primary antibodyNovus Biologicals, CO, USA—
DMEMGibco, Grand Island, NY, USA—
FBSGibco Life Technologies, Australia—
GAPDH primary antibodyBioworld, MN, USA—
GraphPad Prism version 8.4Inc., San Diego, CA, USA—
Nikon Eclipse E800 microscopeNikon, Melville, NY, USA—
Nitrocellulose membranesPierce, Rockford, IL, USA—
Penicillin-streptomycinHyclone, South Logan, UT, USA—
Piezo1 primary antibodyNovus Biologicals, CO, USA—
Rebound tonometer (TonoLab)Icare, Espoo, Finland—
RIPA bufferThermo Fisher Scientific, Shanghai, China—
The Flexcell FX-5000 Tension SystemFlexcell International Corporation—Used to apply mechanical cyclic stretch to HSF cells.
TropicamideBausch Lomb Freda, Shandong, China—
YAP primary antibodyCell Signaling Technology, Danvers, USA—
α-SMA primary antibodyAbcam, Cambridge, UK—

المراجع

  1. Weinreb RN, Aung T, Medeiros FA. The pathophysiology and treatment of glaucoma: a review. JAMA. 2014;311:1901-1911.
  2. Tham YC, et al. Global prevalence of glaucoma and projections of glaucoma burden through 2040: a systematic review and meta-analysis. Ophthalmology. 2014;121:2081-2090.
  3. The AGIS Investigators. The Advanced Glaucoma Intervention Study (AGIS): 7. The relationship between control of intraocular pressure and visual field deterioration. Am J Ophthalmol. 2000;130:429-440.
  4. Kass MA, et al. The Ocular Hypertension Treatment Study: a randomized trial determines that topical ocular hypotensive medication delays or prevents the onset of primary open-angle glaucoma. Arch Ophthalmol. 2002;120:701-713.
  5. Wang R, Seifert P, Jakobs TC. Astrocytes in the optic nerve head of glaucomatous mice display a characteristic reactive phenotype. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2017;58:924-932.
  6. Burgoyne CF, Downs JC, Bellezza AJ, Suh JK, Hart RT. The optic nerve head as a biomechanical structure: a new paradigm for understanding the role of IOP-related stress and strain in the pathophysiology of glaucomatous optic nerve head damage. Prog Retin Eye Res. 2005;24:39-73.
  7. Sigal IA. Interactions between geometry and mechanical properties on the optic nerve head. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2009;50:2785-2795.
  8. Nguyen C, et al. Measuring deformation in the mouse optic nerve head and peripapillary sclera. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2017;58:721-733.
  9. Sigal IA, Flanagan JG, Tertinegg I, Ethier CR. Finite element modeling of optic nerve head biomechanics. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2004;45:4378-4387.
  10. Coudrillier B, et al. Effects of peripapillary scleral stiffening on the deformation of the lamina cribrosa. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2016;57:2666-2677.
  11. Sigal IA, Flanagan JG, Ethier CR. Factors influencing optic nerve head biomechanics. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2005;46:4189-4199.
  12. Sigal IA, et al. IOP-induced lamina cribrosa deformation and scleral canal expansion: independent or related? Invest Ophthalmol Vis Sci. 2011;52:9023-9032.
  13. Norman RE, et al. Finite element modeling of the human sclera: influence on optic nerve head biomechanics and connections with glaucoma. Exp Eye Res. 2011;93:4-12.
  14. Thornton IL, Dupps WJ, Sinha Roy A, Krueger RR. Biomechanical effects of intraocular pressure elevation on optic nerve/lamina cribrosa before and after peripapillary scleral collagen cross-linking. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2009;50:1227-1233.
  15. Wu HJ, Kuchtey J, Kuchtey RW. Increased susceptibility to glaucomatous damage in microfibril deficient mice. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2020;61:28.
  16. Hommer A, et al. Estimation of ocular rigidity based on measurement of pulse amplitude using pneumotonometry and fundus pulse using laser interferometry in glaucoma. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2008;49:4046-4050.
  17. Ebneter A, Wagels B, Zinkernagel MS. Non-invasive biometric assessment of ocular rigidity in glaucoma patients and controls. Eye (Lond). 2009;23:606-611.
  18. Quigley HA, Dorman-Pease ME, Brown AE. Quantitative study of collagen and elastin of the optic nerve head and sclera in human and experimental monkey glaucoma. Curr Eye Res. 1991;10:877-888.
  19. Coudrillier B, et al. Biomechanics of the human posterior sclera: age- and glaucoma-related changes measured using inflation testing. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2012;53:1714-1728.
  20. Downs JC, et al. Viscoelastic material properties of the peripapillary sclera in normal and early-glaucoma monkey eyes. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2005;46:540-546.
  21. Boote C, et al. Scleral structure and biomechanics. Prog Retin Eye Res. 2020;74:100773.
  22. Oglesby EN, et al. Scleral fibroblast response to experimental glaucoma in mice. Mol Vis. 2016;22:82-99.
  23. Qu J, et al. High-magnitude and/or high-frequency mechanical strain promotes peripapillary scleral myofibroblast differentiation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2015;56:7821-7830.
  24. Shelton L, Rada JS. Effects of cyclic mechanical stretch on extracellular matrix synthesis by human scleral fibroblasts. Exp Eye Res. 2007;84:314-322.
  25. Qiu C, et al. The dynamic scleral extracellular matrix alterations in chronic ocular hypertension model of rats. Front Physiol. 2020;11:682.
  26. Poole K, et al. Tuning Piezo ion channels to detect molecular-scale movements relevant for fine touch. Nat Commun. 2014;5:3520.
  27. Coste B, et al. Piezo1 and Piezo2 are essential components of distinct mechanically activated cation channels. Science. 2010;330:55-60.
  28. Li J, et al. Piezo1 integration of vascular architecture with physiological force. Nature. 2014;515:279-282.
  29. Berridge MJ, Lipp P, Bootman MD. The versatility and universality of calcium signalling. Nat Rev Mol Cell Biol. 2000;1:11-21.
  30. Ranzato E, et al. Platelet lysate promotes in vitro wound scratch closure of human dermal fibroblasts: different roles of cell calcium, P38, ERK and PI3K/AKT. J Cell Mol Med. 2009;13:2030-2038.
  31. He J, et al. Mechanical stretch promotes hypertrophic scar formation through mechanically activated cation channel Piezo1. Cell Death Dis. 2021;12:226.
  32. Qiu C, et al. Mechanical strain induces distinct human scleral fibroblast lineages: differential roles in cell proliferation, apoptosis, migration, and differentiation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2018;59:2401-2410.
  33. Cinar E, et al. Piezo1 regulates mechanotransductive release of ATP from human RBCs. Proc Natl Acad Sci U S A. 2015;112:11783-11788.
  34. Wu C, et al. BioGPS: building your own mash-up of gene annotations and expression profiles. Nucleic Acids Res. 2016;44:D313- D316.
  35. Hu D, et al. Mechanical strain regulates myofibroblast differentiation of human scleral fibroblasts by YAP. Front Physiol. 2021;12:712509.
  36. Bae C, Sachs F, Gottlieb PA. The mechanosensitive ion channel Piezo1 is inhibited by the peptide GsMTx4. Biochemistry. 2011;50:6295-6300.
  37. Liu S, et al. Piezo1 impairs hepatocellular tumor growth via deregulation of the MAPK-mediated YAP signaling pathway. Cell Calcium. 2021;95:102367.
  38. Crawford Downs J, Roberts MD, Sigal IA. Glaucomatous cupping of the lamina cribrosa: a review of the evidence for active progressive remodeling as a mechanism. Exp Eye Res. 2011;93:133-140.
  39. Sigal IA, et al. Predicted extension, compression and shearing of optic nerve head tissues. Exp Eye Res. 2007;85:312-322.
  40. Bellezza AJ, Hart RT, Burgoyne CF. The optic nerve head as a biomechanical structure: initial finite element modeling. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2000;41:2991-3000.
  41. Girard MJ, et al. Biomechanical changes in the sclera of monkey eyes exposed to chronic IOP elevations. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2011;52:5656-5669.
  42. Morozumi W, et al. Piezo channel plays a part in retinal ganglion cell damage. Exp Eye Res. 2020;191:107900.
  43. Solis AG, et al. Mechanosensation of cyclical force by PIEZO1 is essential for innate immunity. Nature. 2019;573:69-74.
  44. Wong TY, et al. Mechanical stretching simulates cardiac physiology and pathology through mechanosensor Piezo1. J Clin Med. 2018;7:410.
  45. Choi HJ, Sun D, Jakobs TC. Astrocytes in the optic nerve head express putative mechanosensitive channels. Mol Vis. 2015;21:749-766.
  46. Morozumi W, et al. Piezo 1 is involved in intraocular pressure regulation. J Pharmacol Sci. 2021;147:211-221.
  47. Watson PG, Young RD. Scleral structure, organisation and disease. A review. Exp Eye Res. 2004;78:609-623.
  48. Hinz B. Myofibroblasts. Exp Eye Res. 2016;142:56-70.
  49. Bergmeier V, et al. Identification of a myofibroblast-specific expression signature in skin wounds. Matrix Biol. 2018;65:59-74.
  50. DeLeon-Pennell KY, Barker TH, Lindsey ML. Fibroblasts: the arbiters of extracellular matrix remodeling. Matrix Biol. 2020;91-92:1-7.
  51. Liu L, et al. Matrix-transmitted paratensile signaling enables myofibroblast-fibroblast cross talk in fibrosis expansion. Proc Natl Acad Sci U S A. 2020;117:10832-10838.
  52. Blythe NM, et al. Mechanically activated Piezo1 channels of cardiac fibroblasts stimulate p38 mitogen-activated protein kinase activity and interleukin-6 secretion. J Biol Chem. 2019;294:17395-17408.
  53. Berridge MJ, Bootman MD, Roderick HL. Calcium signalling: dynamics, homeostasis and remodelling. Nat Rev Mol Cell Biol. 2003;4:517-529.
  54. Chung CC, et al. Vascular endothelial growth factor enhances profibrotic activities through modulation of calcium homeostasis in human atrial fibroblasts. Lab Invest. 2020;100:285-296.
  55. Wada K, et al. Hippo pathway regulation by cell morphology and stress fibers. Development. 2011;138:3907-3914.
  56. Codelia VA, Sun G, Irvine KD. Regulation of YAP by mechanical strain through Jnk and Hippo signaling. Curr Biol. 2014;24:2012-2017.
  57. Hu D, et al. Identification of key genes and pathways in scleral extracellular matrix remodeling in glaucoma: potential therapeutic agents discovered using bioinformatics analysis. Int J Med Sci. 2021;18:1554-1565.
  58. Pathak MM, et al. Stretch-activated ion channel Piezo1 directs lineage choice in human neural stem cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 2014;111:16148-16153.
  59. Fu Y, et al. Targeting mechanosensitive Piezo1 alleviated renal fibrosis through p38MAPK-YAP pathway. Front Cell Dev Biol. 2021;9:741060.
  60. Zhu L, Ren S, He S, Liu M, Hou F. Piezo in the eye: expression, distribution and roles in ocular diseases. Front Physiol. 2025;16:1651258.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

تنشيط Piezo1تمايز الخلايا الليفية العضليةارتفاع ضغط العينتعبير الكولاجينتعبير YAPالخلايا الليفية للصلبةالتمدد الميكانيكي الدوري
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.