مقالة منهجية

شرب الكحول المتقطع الآلي في فئران مبنية اجتماعيا عبر نظام اختبار الذكاء

142 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/71345

⸱

يونيو 5, 2026

 ,  ,  , 
1Section on Neurobiology of Compulsive Behaviors, National Institute on Mental Health, Intramural Research Program, National Institutes of Health

في هذه المقالة

ملخص

يقدم هذا البروتوكول طرقا لتقييم آلي عالي الإنتاجية وعالي الإنتاجية لسلوكيات شرب الكحول في الفئران المبنية اجتماعيا يتم عبر نظام اختبار IntelliCage. تم تزويده بمنهجية مفصلة لنموذج شرب الكحول المتقطع التشغيلي، إلى جانب الملفات التجريبية والكود لتحليل البيانات الناتجة.

الملخص

على الرغم من العوامل المعروفة في العزلة الاجتماعية في سلوك القوارض، يعتمد العديد من الباحثين على فئران تعيش بمفردها لتقييم تفضيل الكحول في النماذج ما قبل السريرية لاضطراب تعاطي الكحول (AUD). يصف هذا البروتوكول مهمة اجتماعية لشرب الكحول تسمح بتقييم آلي عالي الإنتاجية لسلوكيات شرب الكحول لدى الفئران دون التأثيرات المربكة للتوتر الناتج عن العزلة الاجتماعية. يمكن نظام اختبار IntelliCage الباحثين من تقييم سلوك شرب الكحول العامل في ما يصل إلى 16 فأرا من نفس الجنس في الوقت نفسه، كل فأر يعرف بشكل فريد باستخدام جهاز تعريف الترددات الراديوية المزروع تحت الجلد. يتم التحكم في الوصول إلى زجاجات الشرب برمجيا ويمكن تعديله بشكل فردي لكل فأرة. في هذا النموذج المزمن والمتقطع للكحول، تقوم الفئران طوعا بحركات الأنف التشغيلية للوصول إلى زجاجات تحتوي على 20٪ كحول لمدة ستة أسابيع متتالية. زجاجات الكحول متاحة فقط كل يومين لمدة 24 ساعة في كل مرة، ويمكن اختيارها مع الكينين لتقييم الشرب غير الحساس للعقاب. يتم تسجيل الزيارات لكل زاوية تشغيل، وحركات الأنف، وبيانات اللعق تلقائيا لكل فأرة. ستسمح الطرق التجريبية التفصيلية والكود مفتوح المصدر لتحليل البيانات المسجلة للباحثين بتقييم سلوكيات شرب الكحول ذات الصلة ب AUD بطريقة أكثر كفاءة وذات صلة بالحياة الذاتية.

المقدمة

تعد الدراسات في النماذج ما قبل السريرية ضرورية لتطوير فهم أعمق للآليات العصبية البيولوجية التي تكمن وراء سلوكيات تشبه اضطراب تعاطي الكحول (AUD). ومع ذلك، تتطلب العديد من المقاييس التقليدية لشرب الكحول لدى القوارض، مثل اختباراتاختيار 1,2 ذات زجاجتين واختبارات الشرب في الظلام 3,4,5، قياسا يدويا لأحجام السوائل بين القوارض المبنية على حدة، وهي طريقة منخفضة الإنتاجية وعرضة للأخطاء. يمثل الاعتماد الأخير لأنظمة ليكوميتر مفتوحة المصدر التي تستخدم إما تقنيات 6,7,8,9,10 السعوية أو11,12 الكهرومغناطيسية لأتمتة عد اللعق تقدما كبيرا في معدل الإنتاجية والدقة والحساسية التقنية لمنهجية شرب الكحول. ومع ذلك، لا تزال معظم أنظمة عدادات الليزر في الأقفاص المنزلية تتطلب وجود القوارض في منازل فردية، مما يسبب إجهاد العزل13,14. على الرغم من أن النتائج المبلغ عنها تختلف بشكل كبير15,16، إلا أن القوارض عادة ما تفضل الكحول أكثر عندما تكون في المنزل منفردا 17,18,19,20. ومع ذلك، تختلف تأثيرات العزلة الاجتماعية على شرب الكحول حسب عمر الحيوان، وجنسه، وبيئة السكن، والتعرض السابق للتوتر 20,21,22. للعزلة الاجتماعية القدرة على التفاعل بشكل كبير مع التلاعبات التجريبية للحد من صحة النتائج السلوكية المقيمة الشبيهة باضطراب الوقود الوقودي.

تحل أنظمة مراقبة الأقفاص المنزلية الجديدة المؤتمتة بالكامل، مثل نظام اختبار IntelliCage (TSE Systems 23,24,25) أو البدائل مفتوحة المصدر LIQ PARTI 20 وFARESHARE26، هذه المشكلة من خلال دمج قياس القياس مع تتبع التعرف على الترددات الراديوية (RFID) للحيوانات المتعددة في مجموعات ملاجئ. تمكن أنظمة مراقبة الأقفاص المنزلية هذه من تحديد سلوكيات شرب الكحول بشكل أكثر كفاءة وتكرارا، دون التعقيدات الناتجة عن العزلة الاجتماعية. لذا، فهي مثالية للدراسات التأكيدية عالية الإنتاجية للتلاعبات التجريبية التي تؤثر على التعرض للسلوكيات الشبيهة ب AUD. من بين هذه المواد، يتميز نظام اختبار IntelliCage بدمج زوايا قابلة للبرمجة والتشغيل للوصول إلى زجاجات الشرب في البوابة، مما يسمح للباحثين بتقييم سلوكيات البحث في غياب الوصول إلى الأدوية، وتعديل نسب العمليات للحيوانات الفردية، وأكثر من ذلك.

هنا، يقدم المؤلفون نموذجا تشغيليا لشرب الكحول المتقطع يتم تشغيله عبر نظام اختبار IntelliCage بين فئران اجتماعية27,28. يسمح هذا النموذج بالتقييم الآلي طويل الأمد لشرب الكحول لدى ما يصل إلى 16 فأرا من نفس الجنس، يتم تحديد كل فأر بشكل فريد بواسطة أجهزة إرسال واستقبال RFID مزروعة تحت الجلد. كما هو موضح أدناه، يتم تدريب الفئران على الوخز الأنفي بشكل تشغيلي بنسبة ثابتة (FR)-3 للوصول إلى زجاجات الرش. بعد فترة تدريب قصيرة، يتم استبدال زجاجات الرشفة في اثنين من الزوايا الأربعة التشغيلية بزجاجات كحول بنسبة 20٪ (95٪ إيثانول [190 درجة] في ماء الصنبور، v/v). الفئران لديها وصول مستمر للماء، لكنها تحصل على الكحول بشكل متقطع كل يومين لمدة 24 ساعة (من 12:30 ظهرا حتى 12:30 ظهرا). يتم قياس كمية اللعق الكحولي على مدار ستة أسابيع، مع اختبار تزوير الكينين لمدة يومين (0.5 ملم، 1.0 ملم) في منتصف التجربة لتقييم الشرب غير الحساس للعقوبة. يتم تسجيل بيانات الزيارة، والنوزبوك، واللعق لكل فأرة (الشكل 1)، ويتم استخراجها باستخدام برنامج TSE الخاص، ثم تحليلها لاحقا باستخدام خط أنابيب مفتوحالمصدر 29 للحصول على رؤى حول سلوكيات شبيهة ب AUD.

يكمل هذا البروتوكول استخدامات أخرى منشورة لنظام اختبار IntelliCage لتقييم السلوكيات الشبيهة ب AUD 30,31,32,33,34,35,36,37,38,39، بالإضافة إلى سلوكيات تشبه اضطرابات تعاطي المواد 40,41,42 . تماشيا مع التقارير التي تشير إلى أن جداول الوصول المتقطع تزيد من استهلاك الكحول الطوعي لدى القوارض 1,43,44,45,46,47، فإن هذا البروتوكول يؤدي إلى مستويات عالية من استهلاك الكحول الطوعي في معظم الفئران. ومع ذلك، كما يشير المؤلفون طوال البروتوكول، يمكن تعديل معلمات التجارب بسهولة لمعالجة الأسئلة التجريبية. بشكل عام، توفر هذه المنهجية حلا فعالا ومرنا للباحثين لدراسة الآليات الكامنة وراء AUD.

figure-introduction-1
الشكل 1: تتبع آلي بالكامل لزيارات الفئران، وحركات الأنف، واللعق عبر تحديد RFID فريد. (أ) رسم كرتوني لزرع جهاز إرسال واستقبال RFID للفأر. تزرع أجهزة الاستقبال RFID تحت الجلد في المنطقة الظهرية العنقية لتمكين تتبع الأفراد في نظام مراقبة الأقفاص المنزلي الآلي. (ب) مخطط لمراحل جمع البيانات خلال نموذج الكحول المتقطع المؤتمت والتشغيلي. يتم قراءة هوية الحيوان، وتسجل زيارة الزاوية عبر هوائي حلقي مزدوج RFID وقراءات حساس درجة الحرارة، وكلاهما يجب أن يكون إيجابيا لتسجيل الزيارة (على اليسار). بعد ذلك، يتم تدريب الفئران على وخز أنفها وفق جدول FR-3 للوصول إلى زجاجات الشرب (الوسطى). الفحص الناجح للأنف يؤدي إلى وصول زجاجة الشفط لمدة 5 ثوان، وعندها يتم تسجيل لعقات الفأر عبر مقياس ليكومتر قائم على السعة (على اليمين). الرسوم المتحركة المصنوعة من قوالب BioRender المعدلة من قبل لوسي أندرسون، ومرخصة بموجب CC BY 4.0 (https://BioRender.com/ko79xuy). يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع الإجراءات التجريبية من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية في المعاهد الوطنية للصحة (IACUC) وامتثلت لسياسة خدمة الصحة العامة بشأن الرعاية الإنسانية واستخدام الحيوانات المختبرية.

1. تجهيز الجهاز

ملاحظة: يتكون كل جهاز من نظام اختبار IntelliCage من قفص منزلي بلاستيكي كبير (39 سم × 58 سم × 21 سم) يمكن أن يعيش فيه ما يصل إلى 16 فأرا من نفس الجنس. تراوحت أحجام الدفعات السابقة بين 8–16 فأر لكل قفص. الجهاز مزود بأربع زوايا عاملة، جميعها متصلة بمعالج دقيق مركزي على الغطاء العلوي. يمكن الوصول إلى طعام القوارض من قادوس معدني كبير موضوع في وسط الغطاء. داخل القفص، تتجول الفئران بحرية بين الزوايا التشغيلية ومساحة المعيشة المركزية المجهزة بفراش ومواد إثراء. كل زاوية عاملة تحتوي على مدخل دائري صغير لا يستوعب دخول فأرة واحدة فقط في كل مرة. يتم قراءة هوية الفأرة وتسجيلها بناء على هوائي حلقي RFID مزدوج وقراءات حساس درجة الحرارة، وكلاهما يجب أن يكون إيجابيا لتسجيل الزيارة. داخل كل زاوية عاملة، تعرض للفئران منفذان للأنف، كل منهما يتحكم في الوصول إلى أحد بابين محركين. توفر هذه الأبواب القابلة للبرمجة والآلية الوصول إلى واحدة من زجاجتين للرشتات. يقوم الباحثون ببرمجة شروط الوصول إلى زجاجة الرشفة يدويا، بالإضافة إلى حساسية أجهزة قياس الليكومات القائمة على السعة. يتم تسجيل بيانات الزيارة، والنوز، واللعق بشكل فردي لكل فأرة ويتم نقلها عبر معالج مركزي إلى جهاز كمبيوتر يتم تحميل نظام البرمجيات الخاص ب TSE عليه. على الرغم من أنه لن يناقش في هذا البروتوكول، إلا أن كل غرفة عاملة تحتوي أيضا على صمام نفخ هواء قابل للبرمجة لاستخدامه في التكييف الهجومي.

  1. جهز قفص منزلي بلاستيكي بخمسة وسادات من ألياف القطن المضغوط (15.24 × 25.4 سم)، ومربعين قطنيين صغيرين (5.08 × 5.08 سم)، وأربعة هياكل حفر بلاستيكية للفراش والإثراء.
    ملاحظة: يوصى باستخدام وسائد ألياف القطن المضغوط لسببين: (1) لتجنب الغبار أو رقائق المواد المستخدمة شائعا من التأثير على آلية الأبواب، و(2) للسماح بسهولة في التعرف على القتال بين الحيوانات.
  2. ضع الغطاء العلوي ذو الزوايا التشغيلية داخل قفص المنزل البلاستيكي.
  3. إذا تم فصلها، يتم توصيل جميع الزوايا التشغيلية بالمعالج المركزي باستخدام الكابلات المقدمة، ثم توصيل المعالج المركزي بجهاز كمبيوتر محمل مسبقا ببرنامج TSE باستخدام كابلات CAN.
    1. إذا كنت تستخدم عدة أجهزة، قم بتوصيل جميع الأقفاص بنفس الكمبيوتر بشكل تسلسلي.
  4. وصل المعالج الدقيق بمصدر الطاقة وتأكد من أن أضواء LED في كل زاوية تشتغل وأن جميع الأبواب الثمانية المحركاتية تتحرك.
  5. املأ ثماني زجاجات رشفة بسعة ~250 مل لكل منها من ماء الصنبور (أو سائل آخر)، ثم اضغط بأمان على الأغطية لضمان الإغلاق الصحيح، ثم لفها بلطف في فتحات قياس الليكوم، لضمان اتصال محكم مع جهاز قياس الليكومتر.
    ملاحظة: يمكن تحسين حساسية حساس الزيارة، ودفع الأنف، واللعق اختياريا من خلال تجربة تجريبية. لضبط حساسية كل زاوية، اتبع تعليمات الشركة المصنعة الموضحة في ملف "المساعدة" لبرنامج "Controller". جميع الدراسات استخدمت الإعدادات التالية: زيارة - 816 ON/768 OFF; نوز بوك - 21 ضربة على الهجوم / 26 نقطة الإجازة؛ ليكوميتر - 69 تشغيل/80 إراحة/15 وقت مستقطع.
  6. املأ قاوة الطعام بطعام القوارض.
  7. شغل الكمبيوتر، افتح تطبيق "Controller"، وحمل ملف التجربة المطلوب.

2. تحضير الحيوانات

ملاحظة: يجب زرع أجهزة إرسال واستقبال RFID على الحيوانات قبل أسبوع على الأقل من بدء اختبارات السلوك للسماح بوقت كاف للتعافي. استخدم فئران عمرها ~50 يوما على الأقل، ووزن الجسم يزيد عن 15 جرام. زرع فئران أصغر يزيد من خطر إصابة الفأر أثناء الحقن. اعتمادا على سلالة الفئران، قد تصبح العدوانية مشكلة في الظروف التي تعيش في مجموعات السكن، خاصة بين الذكور. قلل من هذا الخطر عن طريق إسكان جميع الفئران معا خلال فترة المراهقة. لم يلاحظ المؤلفون عدوانية كبيرة في الدراسات التي شملت الفئران البرية البالغة (~PND 80–150) من النوع البري C57BL/6، لكن هذا لا يضمن تعميم هذا البروتوكول على أنماط جينية أخرى أو أعمار أو ترتيبات سكنية.

  1. زرع الفئران تحت الجلد باستخدام أجهزة إرسال واستقبال RFID في المنطقة الظهرية العنقية للتعرف الفريد.
    1. اطبع جدول بيانات يسرد جميع الحيوانات التجريبية مع وجود فراغ بجانب كل معرف حيوان لوضع ملصق باركود يسرد رمز RFID الخاص به.
    2. اجمع جميع الحيوانات والإمدادات اللازمة: أجهزة إرسال الاستقبال براديو الراديو، جهاز حقن الاستقبال القابل لإعادة التحميل بتقنية RFID، ونظام الحث للأزوفلوران.
    3. ضع الفأر الأول في غرفة الحث وتخدر باستخدام الإيزوفلوران المبخر (مقياس تدفق الأكسجين: 1.5 مل/دقيقة، الإيزوفلوران: 1.5–3.5٪) حتى يبدأ الفأر بأخذ أنفاس طويلة متقطعة ولا يستجيب لقرص إصبع القدم.
      1. أثناء انتظار تخدير الفأر، قم بتحميل جهاز إرسال RFID على الحاقن عن طريق تثبيت الإبرة المحملة مسبقا على قاعدة الحقن ثم إخراج الحقنة ببطء حتى يرى الشريحة تتحرك.
      2. قم بتطبيق الرمز الشريطي الذي يحدد رمز RFID على جدول البيانات المطبوع بجانب معرف الحيوان المناسب.
    4. قم بإزالة الفأر من غرفة الحث وزرع جهاز الإرسال RFID المحمل مسبقا تحت الجلد في المنطقة الظهرية العنقية.
      1. بعد التأكد أولا من أن الفأرة لا تستجيب لضغط إصبع القدم، استخدم إبهام وسبابة اليد غير المسيطرة لقرص مؤخرة الفأر مباشرة فوق لوحي الكتف.
      2. باستخدام اليد المسيطرة، أدخل إبرة الحقن تحت الجلد في الطرف الخلفي من مؤخرة الفأر، مع التأكد من إبقاء الإبرة مرفوعة فوق العمود الفقري وموازية لتجنب إيذاء الفأر.
      3. مع وجود طرف الحقنة داخل مؤخرة الفأر ومثبتة بإحكام بين الإبهام والسبابة، حرك اليد المسيطرة بحذر حتى يتمكن الشخص من الضغط على مكبس الحقنة.
      4. قم بإخراج جهاز الإرسال RFID، مع إبقاء أصابع اليد غير المسيطرة مضغوطة حول الخشبة حتى يتمكن المرء من الشعور بمجرد خروج الشريحة من طرف المحقنة.
      5. مع إبقاء الطرف مضغوطا، أزل الحقنة ببطء. اترك الحافة فقط بعد إزالة الحقن بالكامل لتجنب سقوط جهاز الترانسبوندر.
        ملاحظة: اختياريا، يمكن إضافة عقدة خياطة واحدة لإغلاق الجلد أثناء تخدير الفأرة.
    5. أعد الفأر إلى قفصه المنزلي وراقب التعافي من التخدير حتى يصبح الخروج بالكامل.
    6. راقب الفأر لأي علامات ضعف جسدي، بما في ذلك الشلل الجزئي أو العرج أو الدوران، والتي قد تشير إلى حقنة غير محددة. إذا استمرت الإعاقات لأكثر من 24 ساعة أو أثرت بشكل كبير على صحة الحيوان، قم بالقتل الرحيم بطريقة إنسانية.
      1. وجه قارئ الترانسبوندر RFID فوق المنطقة الظهرية العنقية للفأر وافحص الفحص لتأكيد نجاح الوضع.
    7. اختياريا، خذ عينة نسيجية لتحديد الجينات.
      1. كرر ذلك مع جميع الفئران التجريبية.
  2. بعد يوم واحد من زرع جهاز إرسال الاستقبال RFID الأولي، استخدم قارئ الترانسبوندر RFID للتحقق من عدم فقدان أي فئران لأجهزة إرسال RFID الخاصة بها. إذا فقدت أي فئران أجهزة الإرسال والاستقبال الخاصة بها، كرر العملية باستخدام جهاز إرسال واستقبال جديد وحدث السجلات وفقا لذلك.
    ملاحظة: عادة، إذا كان جهاز الإرسال RFID الخاص بالفأر سيسقط من جهاز الإرسال الخاص به، فسيحدث ذلك خلال 24 ساعة من الانغراس. قد يحدث هذا بسبب وضع غير صحيح لجهاز إرسال الاستقبال RFID و/أو تنظيف أو خدش الفأر في موقع الحقن. تجنب إعادة الحقن في جروح الحقن السابقة واستبعد الفئران بعد ثلاث عمليات زرع غير ناجحة عبر RFID.
  3. قبل إعادة تخزين الفئران في جهاز IntelliCage، تحقق من إمكانية قراءة جميع أجهزة إرسال RFID بنجاح. وزن وسجل أوزان جميع الفئران.

3. إعداد الملفات التجريبية

ملاحظة: يتم التحكم وتشغيل نظام اختبار IntelliCage عبر واجهات المستخدم الرسومية التي توفرها TSE. هناك ثلاثة تطبيقات تستخدم لإجراء تجارب IntelliCage: "المصمم"، "المتحكم في الجهاز"، و"المحلل". يتم تشغيل مراحل مختلفة من التجربة عبر ملفات تجربة مختلفة، يتم تصميمها في تطبيق "المصمم" ثم تشغل في تطبيق "المتحكم العام". تم وصف معلومات مفصلة حول كيفية تصميم وتكييف ملفات التجارب سابقا.48,49. تم توفير قوالب لأربعة ملفات تجارب استخدمت في الدراسة (Habituation.experiment، Water Training.experiment، Intermittent Alcohol.experiment، Open Bar.experiment) للمساعدة في تكرار البروتوكولات. في هذه الملفات، تحدث تغييرات الطور في الساعة 12:30 ظهرا. اختار المؤلفون هذا التوقيت لأن الحيوانات كانت توضع في دورة إضاءة من 6:00 صباحا حتى 6:00 مساء. سمح ذلك بمرحلة مظلمة متواصلة لقياس سلوكيات الشرب. ومع ذلك، قد يرغب الباحثون في تغيير هذا التوقيت ليتوافق مع منهجيات شرب الكحول الأخرى، مثل إجراءات "الشرب في الظلام"50.

  1. قم بإعداد ملفات التجارب في تطبيق "المصمم".
    ملاحظة: إذا كنت تعمل مع ملفات القالب، احذف الحيوانات الأربعة النموذجية قبل الدخول إلى المجموعة الحالية. أيضا، أعد تسمية أسماء المجموعات حسب التصميم التجريبي وأضف المجموعات حسب الحاجة. تأكد من أن المجموعات الجديدة تبدأ بنفس المجموعة الموجودة في القالب.
    1. افتح ملف Habituation.experiment في تطبيق "Designer" وأدخل بحذر معرف الحيوان، ورمز جهاز الإرسال RFID، والمجموعة/النمط الجيني لكل فأر. احفظ الملف باسم جديد للحفاظ على ملف القالب.
      ملاحظة: إذا تم تصنيف رموز الترانسبوندر بتقنية RFID بشكل خاطئ، فلن يتم تسجيل البيانات. تعيين الحيوانات في مجموعات تجريبية ذات صلة سيساعد في مراقبة سلوكها وفي النهاية تحليل البيانات.
    2. تصدير معلومات الحيوان كملف حيواني.
    3. لكل مرحلة من التجربة، افتح ملف التجربة المقابل وحمل ملف الحيوانات. احفظ وأعد تسميته بشكل مناسب.
    4. إذا كنت تصمم ملفات على جهاز كمبيوتر منفصل، قم بتنزيل ملفات التجارب على فلاش ميدر محمول لنقلها إلى غرفة السلوك.
  2. قم بتنزيل جميع ملفات التجارب على الحاسوب المتصل بجهاز IntelliCage وافتح الملف الأول في تطبيق "Controller". تحقق من أن جميع المعلومات تحمل بشكل صحيح.
  3. سواء على الورق أو إلكترونيا، أنشئ ملف سجل تجريبي يسجل فيه التاريخ والوقت الذي يمكن فيه بدء أو إيقاف مراحل مختلفة من التجربة. سيساعد هذا كثيرا في التحليل، حيث أن بعض حالات المخدرات (مثل الكحول المحتوي على الكينين) غير مسجلة في ملفات أرشيف IntelliCage.

figure-protocol-1
الشكل 2: الجدول الزمني التجريبي لنموذج شرب الكحول التشغيلي والمتقطع. (أ) مخطط لجهاز IntelliCage مع زجاجات احتواء على الكحول في زوايا من أربع. (ب) الجدول الزمني التجريبي الذي يصور جدول جميع المراحل التجريبية، كما استخدم في المنشور السابق23. أجرت المجموعة الأولى اختبار كحول مغش بالكينين بعد استنتاج الشرب المتقطع، بينما عادت المجموعتان الثانية والثالثة إلى شرب الكحول المتقطع بعد الغش. (ج) تقويم تجريبي مفصل يصور تغييرات البرمجيات لجميع المراحل التجريبية: التعود، التدريب على الماء، شرب الكحول المتقطع، اختبار الكحول المغمور بالكينين، وشرب الكحول "البار المفتوح"/الوصول الحر. يتم جدولة تغييرات الأقفاص مرة واحدة على الأقل أسبوعيا بعد إكمال وحدة "تشغيل الوصول إلى الكحول". الرسوم المتحركة المصنوعة من قوالب BioRender المعدلة من قبل لوسي أندرسون، ومرخصة بموجب CC BY 4.0 (https://BioRender.com/ko79xuy). يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

4. تشغيل التجربة

ملاحظة: يتكون نموذج شرب الكحول المتقطع العامل من خمس مراحل: (1) التعود، (2) تدريب الماء، (3) شرب الكحول المتقطع، (4) اختبار الكحول المشوه بالكينين، و(5) "بار مفتوح"/شرب الكحول بحرية الوصول المباشر. يتم تشغيل كل مرحلة من مراحل التجربة على ملفات تجربة مختلفة باستثناء اختبار الشرب المتقطع للكحول واختبار الكحول المغمور بالكينين، وكلاهما يستخدم المعايير المحددة في ملف الكحول المتقطع. خارج تغيير الأقفاص، يجب على الباحثين فحص الفئران ثلاث مرات على الأقل في الأسبوع لتقييم رفاهية الحيوانات والتأكد من أن البرنامج يعمل بشكل صحيح. يجب إزالة أي فئران تكتشف أنها مصابة أو غير بصحة جيدة من التجربة. للحصول على جدول تجريبي نموذجي، انظر الشكل 2.

  1. تغييرات الأقفاص
    ملاحظة: قم بتغيير الأقفاص مرة واحدة على الأقل في الأسبوع. أثناء شرب الكحول، قم بهذه التغييرات فقط بعد الساعة 12:30 ظهرا خلال فترة "الوصول إلى الماء فقط" لتجنب مقاطعة شرب الكحول. لتسهيل ذلك، ستبدأ ملفات Intermittent Alcohol.experiment و Open Bar.experiment دائما ب "الوصول إلى الماء فقط". نظرا لحجم الأقفاص، يصعب التعامل مع الأقفاص المشغولة بمفردها. يوصي المؤلفون بوجود محقق إضافي على الأقل لمساعدة في تغيير الأقفاص. تحقق من الفأرة 24 ساعة بعد كل تغيير في القفص للتأكد من أن البرنامج يعمل بشكل صحيح وأنه لم يحدث أي عدوانية أو شجار كرد فعل بسبب ضغط تغيير القفص.
    1. قبل بدء تغيير القفص، حضر قفص بلاستيكي جديد ونظيف مع فراش ومواد تعشيش جديدة. املأ كل من ثماني زجاجات/قفص ب~250 مل من ماء الصنبور أو 20٪ كحول (95٪ إيثانول [190 درجة] في ماء الصنبور، v/v).
      ملاحظة: اختياريا، قد يضيف المحققون كمية صغيرة من مادة الفراش القديمة إلى القفص الجديد والنظيف. هذا يقلل من اضطراب التسلسلات الهرمية الجماعية الراسخة وقد يقلل من خطر القتال.
    2. توقف عن التجربة في تطبيق "Controller". بعد التأكد من عدم وجود فئران في الزوايا التشغيلية، أزل قادوس الطعام المعدني. اجعل شخص واحد يرفع جهاز المعالج الدقيق المعدني إلى أعلى درجة بحيث يمكن للشخص الثاني إخراج القفص البلاستيكي من تحته. تحقق من العدد الصحيح للفئران.
    3. أخرج الفئران واحدة تلو الأخرى من القفص المتسخ، ومسح جهاز الإرسال RFID، وسجل وزن الجسم. افحص كل فأر بصريا بحثا عن علامات إصابة أو مرض.
      ملاحظة: يوصي المؤلفون بتسجيل وزن الجسم في جدول بيانات إلكتروني (csv) حتى يمكن قراءته بسهولة في خط التحليل.
    4. ضع الفئران مؤقتا في وعاء نظيف بعد تسجيل أوزان الجسم.
    5. نظف الجزء العلوي والزوايا بمنشفة مبللة بالمطهر. كن حذرا جدا لمسح سطح وحافة الزاوية السفلية، دون السماح لأي سائل بالتسرب إلى الأجزاء الإلكترونية.
    6. ارفع جهاز المعالجة المعدنية الدقيقة إلى الأعلى بما يكفي لإدخال القفص البلاستيكي الجديد والنظيف إلى مكانه.
    7. لف زجاجات الرشفة الجديدة برفق في فتحات عداد الليكومتر، لضمان اتصال محكم مع جهاز قياس الليكومتر.
    8. نقل الفئران إلى جهاز جديد ونظيف.
    9. استبدل قادوس الطعام بقادوس طعام جديد ونظيف وطعام قوارض طازج.
    10. أعد تشغيل نفس التجربة في تطبيق "Controller" أو قم بتحميل ملف تجربة جديد وابدأ بتشغيل ملف تجربة جديد.
    11. تأكد من أن البرنامج يعمل بشكل صحيح وأن جميع الفئران تخضع للزيارات، والوخز بالأنف، واللعقات المسجلة بشكل مناسب.
      ملاحظة: برنامج "المتحكم" سيقدم تحذيرات تلقائيا عندما لا يسجل الحيوان أي لعقات خلال فترة 12 ساعة.
    12. نظف المعدات المتسخة. يمكن عادة غسل الأقفاص البلاستيكية، وزجاجات الشفرات، وهياكل الحفر البلاستيكية من خلال أنظمة غسل أقفاص تقليدية.
  2. اليوم 0: التعود
    ملاحظة: يتم تشغيل مرحلة التعود باستخدام ملف Habituation.experiment . خلال هذه المرحلة، تحتوي جميع زجاجات الشرب على ماء الصنبور. الفئران لديها وصول مجاني إلى جميع الزجاجات بدون حقن أنف عاملة. تفتح الأبواب الآلية عندما تدخل الفئران زاوية عاملة، مما يكشف عن الوصول إلى فوهات زجاجات الشب.
    1. بعد التحقق من وجود جهاز الإرسال والاستقبال بتقنية RFID وتسجيل أوزان جسم الفأر، قم بملء جميع زجاجات الشفرات الثمانية ب~250 مل من ماء الصنبور ولفه بلطف إلى فتحات ليكومتر.
    2. ضع حتى 16 فأرا من نفس الجنس في جهاز IntelliCage المعد.
    3. قم بتحميل ملف Habituation.experiment في تطبيق "Controller" وابدأ التسجيل.
    4. تحقق من أن جميع الأبواب الآلية تفتح بشكل صحيح عند دخول الفأر إلى الزاوية التشغيلية، وأن جميع الزيارات، والوخزات الأنفية، واللعق يتم تسجيلها بنجاح لكل فأرة. إذا لم يتم تسجيل أي زيارات أو حركات أنف أو لعق لفأر خلال فترة 6 ساعات، تحقق من ملف .animal بحثا عن الأخطاء.
  3. اليوم 1-3: تدريب على الماء
    ملاحظة: يتم تشغيل مرحلة تدريب الماء باستخدام ملف Water Training.experiment . يجب أن تحتوي جميع زجاجات الشرب على ماء الصنبور فقط. ستقوم هذه المرحلة بتدريب الفئران على الحفر على النزيف على FR-1 ثم لاحقا على جدول FR-3 للوصول إلى فوهات زجاجات الشب. بعد فتح الأنابيب بنجاح، ستفتح الأبواب الآلية لتوفير وصول زجاجة الشفط لمدة 5 ثوان. بمجرد أن يصل فأر فردي إلى معدل نجاح 60٪ أو أعلى، يتم نقله إلى جدول FR-3 لبقية مدة البرنامج. عادة ما تنتقل الفئران إلى جدول FR-3 خلال 24–72 ساعة. راقب أداء الحيوانات في "المراقب". إذا لم يصل الحيوان إلى جدول FR-3 خلال 72 ساعة، استبعده من التجارب المستقبلية.
    1. إذا بدت جميع الفئران مرطبة وغير مصابة بعد 24 ساعة من التعود، توقف عن تشغيل ملف Habitatuation.experiment وابدأ بتشغيل ملف Water Training.experiment .
    2. تحقق من تسجيل الزيارات، والضربات الأنفية، واللعق بنجاح بواسطة البرنامج لكل فأرة، وأن جميع الأبواب الآلية تفتح بشكل صحيح.
  4. اليوم 4+: شرب الكحول بشكل متقطع
    ملاحظة: يتم تشغيل مرحلة شرب الكحول المتقطع باستخدام ملف Intertterent Alcohol.experiment . في هذه المرحلة، يتم استبدال زجاجات الشرب في اثنين من الزوايا الأربع التشغيلية بزجاجات كحول بنسبة 20٪. الزوايا بين الماء والكحول محددة مسبقا عبر ميزة "العناصر" في ملف التجربة. في القالب، يتم توصيل الماء في الزوايا الأولى والثالثة (الموسومة ب "محايد") بينما الكحول في الزوايا الثانية والرابعة (الموسومة ب "غير صحيح"). الفئران لديها وصول مستمر للماء، لكنها تحصل على الكحول بشكل متقطع لفترات 24 ساعة (من 12:30 ظهرا حتى 12:30 ظهرا) كل يومين. تتوفر 5 ثوان من وصول زجاجة الرشرب على FR-3 لجميع الزوايا. خلال هذه المرحلة من التجربة، قم بتغيير الأقفاص خلال فترات "الوصول إلى الماء فقط" لتجنب مقاطعة شرب الكحول. يجب على الباحثين التأكد من أن مجموعات التجارب تظهر تفضيلا متساويا تقريبا لجميع الزوايا الأربع خلال تدريب الماء قبل تخصيص زوايا للكحول للشرب المتقطع. في كل مجموعة، أظهرت المجموعات التجريبية زيارات وضربات متساوية تقريبا عبر جميع الزوايا الأربعة خلال تدريب الماء. لهذا السبب، أبقى المؤلفون المهام الزاوية ثابتة بين المجموعات. يمكن للمجربين بسهولة مشاهدة نسبة الضربات والزيارات عبر الزوايا عبر برنامج "Controller". تأكد من مراقبة بيانات الزيارة واللعق بانتظام طوال التجربة لضمان عدم حدوث مشاكل (مثل أعطال المعدات أو احتكار الفئران في زوايا معينة).
    1. بعد أن تحقق جميع الفئران بنجاح جدول FR-3 للوصول إلى زجاجات الشب، حضر 20٪ كحول (95٪ إيثانول [190 درجة] في ماء الصنبور، v/v؛ ~250 مل/زجاجة).
    2. توقف عن تشغيل ملف Water Training.experiment .
    3. أزل زجاجات الشرب من الزاوية الثانية والرابعة (أو الزوايا التي حددتها في ملف التجربة، إذا كانت مختلفة) واستبدل كل واحدة ب ~250 مل من الكحول بنسبة 20٪.
    4. لف زجاجات الرشفة الجديدة التي تحتوي على الكحول بلطف داخل فتحات ليكومتر، لضمان اتصال محكم مع جهاز قياس الليكومتر.
    5. قم بتحميل ملف Intermittent Alcohol.experiment وابدأ التسجيل.
    6. تحقق من تسجيل الزيارات، والضربات الأنفية، واللعق بنجاح بواسطة البرنامج لكل فأرة، وأن جميع الأبواب الآلية تفتح بشكل صحيح.
    7. بعد الساعة 12:30 ظهرا في اليوم التالي، تحقق من أن البرنامج انتقل بنجاح من وحدة "الوصول إلى الماء فقط" إلى وحدة "الوصول إلى الكحول ON" وأنه تم تسجيل لعقات في الزوايا التشغيلية تحتوي على الكحول.
  5. اليوم 16+: اختبار الكحول المشوه بالكينين
    ملاحظة: يتم إجراء مرحلة اختبار الكحول المغمور بالكينين باستخدام ملف Intermittent Alcohol.experiment. في هذه المرحلة، يتم استبدال زجاجات الرشفة في زاويتين عاملتين كانا يحتويان سابقا على 20٪ كحول ب 0.5 ملليمول، ثم 1 ملليمول كينين مغشوش بنسبة 20٪ كحول لتقييم الشرب غير الحساس للعقوبة. وقد ثبت سابقا أن هذه التركيزات من الكينين هي 0.016٪ و0.032٪ كينين (مع الخصم)، وذلك في اختبارات أجريتها المجموعة27,28 وآخرون31 فأرا لديهم وصول مستمر للماء، لكن الوصول المتقطع إلى الكحول المغموس بالكينين لمدة 24 ساعة كل يومين (أي يوم واحد من 0.5 ململ من الكينين، ويوم واحد من الوصول إلى الماء فقط، يوم واحد من 1.0 ملليموتر كينين). يتم توفير الوصول وفق جدول FR-3 لجميع الزوايا. في هذه الدراسة، أجرت الفئران هذه المرحلة من المهمة بعد 16 أو 24 يوما متتاليا من شرب الكحول المتقطع النقي لمدة 16 أو 24 يوما. لم تجر تغييرات في الأقفاص في يوم الماء بين اختبارات الغش لتجنب التأثيرات المربكة للتوتر. بعد هذه المرحلة من التجربة، يمكن للفئران أن تبدأ إما في شرب الكحول ب "بار مفتوح"/الوصول الحر أو العودة إلى الشرب المتقطع لتقييم حالة الشرب المرتد بعد الغش.
    1. حضر 0.5 ملليمولار و1 ملليمولار كحول 20٪ مغشوش بالكينين (95٪ إيثانول [190 درجة] في ماء الصنبور، فولت/فولت؛ ~250 مل/زجاجة).
    2. قم بتغيير القفص، وأخرج جميع زجاجات الرش.
    3. املأ كل زجاجة رشفة في زوايا كحول ب~250 مل من محلول كحول 20٪ مغشوش بالكينين بسعة 0.5 ملم.
    4. لف زجاجات الرشفة الجديدة التي تحتوي على الكحول بلطف داخل فتحات ليكومتر، لضمان اتصال محكم مع جهاز قياس الليكومتر.
    5. قم بتحميل ملف Intermittent Alcohol.experiment وابدأ التسجيل.
    6. تحقق من تسجيل الزيارات، والضربات الأنفية، واللعق بنجاح بواسطة البرنامج لكل فأرة، وأن جميع الأبواب الآلية تفتح بشكل صحيح.
    7. بعد الساعة 12:30 ظهرا، تحقق من أن البرنامج انتقل بنجاح من وحدة "الوصول إلى الماء فقط" إلى وحدة "الوصول إلى الكحول في ON" وأنه تم تسجيل اللعقات في الزوايا التشغيلية التي تحتوي على الكحول.
    8. قبل الساعة 12:30 ظهرا في اليوم التالي، استبدل كل زجاجة في زاوية الكحول بمحلول ~250 مل من محلول 20٪ كحول مغشوش بالكينين بسعة 1 ملليمتر. لا حاجة لإيقاف تجربة مفتاح الزجاجة.
    9. قبل الساعة 12:30 ظهرا في اليوم التالي، أزل زجاجات الشفط التي تحتوي على كحول مغشوش واستبدل كل زجاجة ب ~250 مل من الكحول النقي بنسبة 20٪.
  6. اليوم 20+: "بار مفتوح"/وصول مجاني لشرب الكحول
    ملاحظة: يمكن اختياريا تشغيل يوم واحد من "البار المفتوح"/شرب الكحول بحرية الوصول ليكون وسيلة تحكم غير تشغيلية. يتم تشغيل هذه المرحلة باستخدام ملف Open Bar.experiment . في هذه المرحلة، تحتوي زجاجات الشفط في زوايا من بين الزوايا الأربعة على 20٪ كحول، والتي يمكن للفئران الوصول إليها لمدة 24 ساعة (من 12:30 ظهرا إلى 12:30 ظهرا). زيارة الزاوية ستفتح الأبواب دون الحاجة إلى وخز أنفي. في هذه الدراسة، أجرت الفئران هذه المرحلة من المهمة بعد مراحل اختبار شرب الكحول المتقطع أو اختبار الكحول المغشوش بالكينين.
    1. إذا لزم الأمر، حضر 20٪ كحول (95٪ إيثانول [190 درجة] في ماء الصنبور، v/v؛ ~250 مل/زجاجة).
    2. قبل الساعة 12:30 ظهرا في يوم الكحول التالي، توقف عن تشغيل ملف التجربة الحالي.
    3. إذا لزم الأمر، قم بإزالة زجاجات الشرب من زوايا الكحول واستبدل كل واحدة ب~250 مل من الكحول بنسبة 20٪.
    4. لف زجاجات الرشفة الجديدة التي تحتوي على الكحول بلطف داخل فتحات ليكومتر، لضمان اتصال محكم مع جهاز قياس الليكومتر.
    5. قم بتحميل ملف Open Bar.experiment وابدأ التسجيل.
    6. تحقق من تسجيل الزيارات، والوخز الأنفسي، واللعق بنجاح بواسطة البرنامج لكل فأرة، وأن جميع الأبواب الآلية مفتوحة بحرية.
    7. بعد الساعة 12:30 ظهرا، تحقق من أن البرنامج انتقل بنجاح من وحدة "الوصول إلى الماء فقط" إلى وحدة "الوصول إلى الكحول في ON" وأنه تم تسجيل اللعقات في الزوايا التشغيلية التي تحتوي على الكحول.

5. تحليل البيانات

ملاحظة: يتم تخزين بيانات كل تجربة داخليا حتى يتم إيقاف البرنامج. في ذلك الوقت، يتم إنشاء ملف أرشيف بيانات مضغوط وتخزينه على القرص الصلب المحلي في C:\Documents\NewBehavior\IntelliCage Plus\Archives. يتكون اسم الملف من تاريخ ووقت بدء البرنامج وينتهي في .zip.  تحتوي ملفات أرشيف البيانات على جميع المعلومات ذات الصلة بالتجربة، بما في ذلك زيارات الزوايا (وقت البداية، وقت النهاية، المدة، تسلسل الزيارات)، النوزبوكس (وقت البداية، وقت النهاية، المدة)، اللعقات (وقت البداية، وقت النهاية، المدة)، أوقات الضوء والظلام، وبيانات درجة الحرارة. يمكن قراءة هذا الأرشيف وتحليله باستخدام برنامج "المحلل". على الرغم من وجود حزم مفتوحة المصدر أخرى لتحليل مخرجات بيانات IntelliCage (Ruffini وآخرون، 2021؛ Gastaldi وآخرون، 2025)، أنشأ المؤلفون خط تحليل بيانات بلغة R باستخدام حزم متاحة للجمهور من tidyverse لتحليل بيانات نموذج شرب الكحول المتقطع. يشمل خط الأنابيب عدة خطوات مراقبة جودة، بما في ذلك تحليل نسبة إشغال الزوايا لكل فأرة؛ متوسط الزيارة، وخز الأنف، واللعق عبر الإيقاع اليومي؛ معدل اكتساب اللعق FR-3 لكل فأرة؛ وعدد اللعق اليومي لكل فأرة. بالإضافة إلى ذلك، يقدم المؤلفون تحليلات أساسية لإجراءات شرب الكحول. الأساس هو ملف قالب دفتر ملاحظات R يستخدم لغة ترميز Quarto التي تعالج ملفات البيانات ويمكن تكييفها لتناسب التغيرات الخاصة بمجموعة الحيوانات. يتم التحليل باستخدام النسخة المجانية من RStudio. يوجد ملف قالب مشروع ل R في مستودعGitHub رقم 29.

  1. تجميع جميع البيانات، بما في ذلك ملفات zip التي يتم إخراجها بواسطة تطبيق "Controller" وملف CSV الذي يحتوي على بيانات وزن جسم الفأرة.
    ملاحظة: الأوزان مطلوبة لتطبيع الكمية حسب وزن الجسم. في هذا السير العملي، كان من المنطقي أكثر جمع بيانات الوزن في ملف منفصل بدلا من إضافتها إلى كل ملف تجربة. يجب أن يتطابق العمود الأول مع معرف الحيوان من ملفات الأرشيف.
  2. حمل قالب مشروع R من مستودع GitHub.
    1. أعد تسمية المشروع ليتناسب مع التجربة.
    2. يأتي القالب مع ملفات بيانات نموذجية لتوضيح كيفية عمل التحليل، وتقع في المجلد الفرعي data/C1. استبدل ملفات الأرشيف بأرشيف بيانات مخصصة.
  3. أطلق RStudio وافتح المشروع.
    1. في قسم الملفات في النافذة في الزاوية اليمنى السفلية من RStudio، انتقل إلى مجلد qmd وافتح ملف IC_template.qmd.
    2. قم بتكرار ملف القالب وإعادة تسميته ليطابق التجربة.
    3. قم بضبط البيانات الوصفية في جزء رأس YAML من الملف المكرر وجزء الكود الأولي.
    4. قم بتعديل أسماء المجموعات في ملف IC_Commons.R في مجلد R لتطابق مع مجموعات التجريب. (يستخدم القالب مجموعتين: Control و LBN.)
  4. شغل ملف الدفتر.
    ملاحظة: يتم تقديم تعليمات أكثر تفصيلا مع ملفات README.md في مستودع GitHub.

figure-protocol-2
الشكل 3: وصول مماثل إلى الزوايا التشغيلية بين جميع الفئران خلال مراحل التدريب وفترات شرب الكحول المتقطعة. بين فئران المجموعة الأولى23، تظهر خريطة الحرارة الوقت الإجمالي الذي يقضيه في كل زاوية يوميا لكل فأر خلال (أ) التعود والتدريب على الماء مقابل (ب) أول أربعة أيام شرب الكحول المتقطع (n = 15 فهرنهايت، 16 م). الألوان الحمراء الداكنة تشير إلى وقت أطول في الزاوية يوميا. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-protocol-3
الشكل 4: الفئران تشارك في زيارات، وخز أنفها ولعقها بما يتوافق مع الإيقاع اليومي وتتمكن بنجاح من الوصول إلى زجاجات الشفط التشغيلية وفقا لجدول FR-3. بين فئران المجموعة الأولى23، متوسط كثافة زيارات الزوايا التشغيلية (أ)، (ب) وخزات الأنف، و(ج) اللعق عبر وقت الجلسة خلال أول ثمانية أيام من الاختبار. (د) الوقت حتى ينجح كل فأر في لعق نسبة FR-3 أثناء تدريب الماء. (ه) معدل نجاح الزيارات (= نسبة الزيارات التي أدت إلى اللعق / إجمالي الزيارات) بين الفئران أثناء التعود وتدريب الماء (يسار) مقابل أول أربعة أيام من شرب الكحول المتقطع (يمين). رموز الدائرة تدل على الإناث (n = 15); الرموز المربعة تدل على الذكور (n = 16). يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-protocol-4
الشكل 5: تشارك الفئران في معدلات لعق يومية مماثلة خلال مراحل التدريب وشرب الكحول المتقطع. بين (أ) الإناث (n = 15) و(B) الذكور (n = 16) في مجموعة واحدة من الفئران23، إجمالي عدد لعقات الماء (الأزرق) والكحول (الأحمر) اليومية خلال التعود والتدريب على الماء (اليوم -4–0) مقابل شرب الكحول المتقطع (اليوم 1–4). C تشير إلى الرفع بالتحكم؛ L تعني تربية LBN. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-protocol-5
الشكل 6: الفئران التي تعرضت لظروف صعبة في الحياة المبكرة تشرب الكحول أكثر من الضابطين في نموذج شرب الكحول المتقطع والتشغيلي. (أ) متوسط لعق الكحول يوميا تم تطبيعها حسب وزن الجسم (g؛ يقاس أسبوعيا) خلال 8 أيام من الوصول المتقطع للكحول بين الفئران الضابطة (الرمادية؛ اليسار) والفئران التي تربى على LBN (وردية؛ يمين). (ب) متوسط لعقات الكحول يوميا مطبيعيا حسب وزن الجسم قبل وأثناء وبعد التلوين في الكينين (0.5 ملم، 1 ملم). (ج) مخطط الكثافة يظهر متوسط استهلاك الكحول يوميا مطبعا حسب وزن الجسم خلال يوم واحد من الوصول إلى الكحول "بار مفتوح" FR-0. رموز الدائرة تدل على الإناث (n = 15); الرموز المربعة تدل على الذكور (n = 16). يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

النتائج

استخدم المؤلفون اختبار القفص المنزلي الآلي عبر IntelliCages لتقييم كيف تؤثر الشدائد المبكرة في الحياة (ELA) على قابلية التعرض للسلوكيات الشبيهة ب AUD27. ولتحفيز الشدائد، استخدموا نموذج محدودية الفراش والتعشيش (LBN)، وهو نموذج لندرة الموارد يسبب رعاية الأمومة غير المتوقعة والمجزأة 51,52,53,54,55,56. كانت الدراسة مبتكرة في تقييم تأثيرات ELA على سلوكيات شرب الكحول بين الفئران التي تعيش في بيئة اجتماعية، دون التأثيرات المربكة للتوتر الناتج عن العزلة الاجتماعية. كان هذا مهما نظرا لأن العزلة الاجتماعية في مرحلة البلوغ معروفة بتأثيرها المختلف على الفئران المعرضة للاضطراب العاطفي22,57. لتحقيق أقصى إنتاجية، قام المؤلفون بقياس سلوكيات شرب الكحول في أربع أجهزة IntelliCage، اثنان لكل جنس.

بدأ المؤلفون خط التحليل من خلال إجراء مراقبة جودة دقيقة للبيانات الخام. تظهر القطع المدرجة هنا بيانات تمثيلية من المجموعة الأولى (n = 15 F، 16 M) من الدراسةالمنشورة 23. يتم تضمين السكريبت لجميع التحليلات والرسم في مستودع GitHubرقم 29. تم استبعاد اليوم التجريبي 0 بسبب تغيير القفص، مما أدى إلى تعطيل جمع البيانات. من بين الاعتبارات لاستكشاف البيانات ومراقبة الجودة، ضمن المؤلفون أن جميع الفئران لديها وصول متساو تقريبا إلى جميع الزوايا التشغيلية خلال مرحلتي التدريب (الشكل 3A) وشرب الكحول المتقطع (الشكل 3B). هذا يستبعد التأثيرات الكبيرة للفئران التي "تحتكر" الزوايا العملية، مما يمنع فئران أخرى من الوصول إلى زجاجات الشرب الزجاجي. بعد ذلك، أكد المؤلفون أن الفئران شاركت في زيارات، وخز أنف، ولعق بإيقاع يومي متوقع عبر أيام التجارب (الشكل 4A–C) وأن جميع الفئران نجحت في اللعق الأول على نسبة FR-3 خلال ست ساعات من بدء الوحدة (الشكل 4D). بحلول نهاية مرحلة تدريب الماء، حققت جميع الفئران معدل نجاح لعق مرتفع نسبيا (= نسبة الزيارات التي أدت إلى اللعق / إجمالي الزيارات)، مما أكد أكثر نجاح التدريب بنهاية التدريب على الماء (الشكل 4E).

خلال التعود، وتدريب الماء، وبداية شرب الكحول المتقطع، حافظت الفئران على أعداد تقارير من اللعق اليومي تقريبا (الشكل 5A–B). على الرغم من أن بعض الفئران أظهرت انخفاضا في إجمالي اللعق اليومي في بداية تدريب الماء التشغيلي في اليوم التجريبي -3 (مثل P241260-1)، إلا أن معظم الفئران اكتسبت جدول لعقع الأنف FR-1 وFR-3 بسرعة كافية للحفاظ على معدلات اللعق الأساسية. لذا، من غير المرجح أن تكون الفئران قد تعرضت لجفاف مفرط أثناء التدريب على الماء. جميع الفئران تعلمت جدول FR-3 بمعدل معقول. بمجرد بدء شرب الكحول المتقطع في اليوم الأول التجريبي، اختارت معظم الفئران الانخراط في شرب الكحول، وإن كانت بمعدلات متفاوتة. بشكل عام، لم تزيد الفئران بشكل ملحوظ من إجمالي اللعق اليومي عند استهلاك الكحول. بدلا من ذلك، قامت الفئران بكميات أقل من اللعقات المائية لاستيعاب زيادة استهلاك الكحول.

على مدار جميع أيام الشرب المتقطع للكحول، اختلفت فئران الدفعة الأولى بشكل كبير في كميات الكحول اليومية مقارنة بوزن الجسم (الشكل 6A). وجد المؤلفون أن الفئران التي خضعت لنموذج LBN كانت أوزانها أقل بكثير من الفئران التي تم تبني العوامل المتبادلة23. لذا، عند فحص الفروق الجماعية في شرب الكحول، اختاروا تطبيع كميات الكحول اليومية حسب وزن الجسم، وهو ما قيمه المؤلفون أسبوعيا أثناء تغيير الأقفاص. عادة ما كانت الفئران التي تربى على LBN تشرب كمية كحول أكثر لكل جرام من وزن الجسم مقارنة بالفئران الضابطة أثناء الشرب المتقطع (الشكل 6A) والغش في الكينين (الشكل 6B). ظل هذا الاتجاه مستمرا خلال يوم واحد من الوصول المفتوح غير العامل (الشكل 6C). تتوافق هذه النتائج من المجموعة الأولى مع النتائج المنشورة، حيث أفاد المؤلفون بأن الفئران المعرضة للاضطراب الجنسي العاطفي شربت باستمرار كمية كحول أكثر لكل جرام من وزن الجسم مقارنة بالعوامل التي تم تبني المجموعات خلال الوصول المتقطع، وهو تأثير كان واضحا بشكل خاص لدى الذكورفي سن 23.

بفضل كفاءة أنظمة مراقبة الأقفاص المنزلية الآلية، أكدت الدراسة المنشورة ارتفاع شرب الكحول بين القوارض المعرضة للELA التي تعيش في بيئة اجتماعية بأحجام عينات قوية للغاية، تشمل كلا الجنسين (n = 54 ضابطة، 43 رطل رطل) 23. تمثل هذه النتائج خطوة إلى الأمام في نمذجة السلوكيات الشبيهة باضطراب الوطء المفرط التي شوهدت لدى مرضى اضطراب الإنسان المفرط في الظلام الذين لديهم تاريخ من تجارب الطفولة السلبية 58,59,60,61,62، وتفتح الباب لدراسات ميكانيكية مستقبلية تحدد علم الأعصاب الكامز وراء الزيادات في التعرض للضعف بعد اضطراب الهوية العاطفية.

المناقشة

كما يتضح من استخدام المؤلفين لتقنية IntelliCages لتقييم سلوكيات شبيهة ب AUD بشكل قوي في الفئران المعرضة ل ELA27 ، بالإضافة إلى الأعمال السابقة في الخطوط المعدلةوراثيا 28، تقدم أنظمة مراقبة الأقفاص المنزلية الآلية حلا فعالا ومرنا لدراسة النماذج ما قبل السريرية لاضطراب الوحدة الوراثية الوراثية. يزيد التقييم المتزامن لما يصل إلى 16 فأرا مشتركا في المنزل بشكل كبير من معدل إنتاج منهجية شرب الكحول مع تجنب التأثيرات المربكة للتوتر الناتج عن العزلة الاجتماعية. يسمح نموذج شرب الكحول المتقطع والعامل للمجربين بفحص جوانب متعددة من السلوك الشبيه ب AUD خلال فترة ~5–6 أسابيع واحدة، بما في ذلك الإفراط في الشرب المفرط، والتصعيد مع مرور الوقت، والشرب غير الحساس للعقوبات. على الرغم من أن النموذج يقدم طريقة واحدة لتقييم السلوك الشبيه ب AUD، إلا أن التصميم يمكن تكييفه بسهولة لقياس الشرب المتقطع بشكل مزمن، أو اختبار الشرب غير الحساس للعقوبة استجابة لنفخة هواء، أو إضافة نسبة تشغيل متغيرة، من بين احتمالات أخرى. بشكل عام، تزيد أنظمة مراقبة الأقفاص المنزلية الآلية بشكل كبير من معدل الإنتاجية والخصوصية التي يمكن للباحثين من خلالها تقييم سلوكيات شبيهة ب AUD، مما يغذي التعرف على دوائر وعلاجات جديدة أساسية.

كما هو الحال مع جميع التقنيات، يواجه المؤلفون أحيانا أعطالا ميكانيكية وتقنية. على الرغم من الإغراء للسماح للنظام بالعمل دون إشراف، من الضروري أن يستمر المحققون في مراقبة الجهاز بانتظام لضمان عمله بشكل صحيح. أدت الأعطال الميكانيكية العرضية للأبواب المغناطيسية إلى صعوبة الوصول إلى زجاجات الشفرات للفئران. حدث هذا بشكل نادر مع التنظيف والصيانة المناسبة، وعادة ما كان يسبب تعطيلا بسيطا لجمع البيانات. لتحديد الأخطاء بسرعة، من المهم مراقبة زجاجات الشرب بحثا عن الانخفاض المماثل في السوائل والتحقق بانتظام من تطبيق "Controller" للتحقق من تسجيل اللعق في جميع الزوايا لجميع الحيوانات. للحصول على نصائح أكثر شمولا، يقدم ماسودا وزملاؤه وصفا ممتازا لكيفية إعداد وصيانة IntelliCages48.

من الضروري أيضا مراقبة سلوك الحيوانات بانتظام لمراقبة القتال أو السلوكيات المربكة الأخرى. على الرغم من أن المؤلفين لم يواجهوا مشاكل كبيرة في القتال عند تشغيل هذا النموذج مع فئران C57/BL6، إلا أن الإسكان المشترك للذكور من الأنماط الجينية الأكثر عدوانية أدى إلى مشاكل كبيرة. راقب بانتظام وجود جفاف دم، أو حيوانات تعرج، أو أي علامات أخرى للقتال، خاصة بعد تغيير الأقفاص. إذا لاحظ أحدهم هذه العلامات، يجب إزالة الحيوان أو الحيوانات المخطئة فورا واستبعادهم من التجارب المستقبلية. استخدم قسم "أداء الفأر الفردي" في الكود المرفق لتقييم ما إذا كان العدوان قد أثر ولمدة طويلة على سلوك شرب الفئران الفردية. استبعد جميع الأيام المتأثرة من التحليل. كما ذكر سابقا، لا يمكن للمؤلفين ضمان تعميم البروتوكول على أنماط جينية مختلفة أو ترتيبات سكنية.

وبالمثل، واجه المؤلفون أحيانا مشاكل مع الفئران التي "تحتكر" الزوايا العملياتية، من خلال النوم في نفس الزاوية أو احتلالها لساعات طويلة. هذا السلوك يمنع الفئران الأخرى من الوصول إلى زجاجات الشرب في ذلك الركن. هذه الحالات قد تربك نتائج الشرب إذا لم يتم أخذها في الاعتبار بشكل صحيح في التحليل. استخدم قسمي "إشغال الزوايا (مدة الزيارات)" و"أداء الفأرة الفردية" في الكود المرفق لتحديد ما إذا كان "الاحتكاك" قد أثر بشكل كبير على سلوك الفأرة بما يكفي لاستبعاد بعض أيام التجريب. بشكل عام، يعد عدم القدرة على تسجيل أو قياس السلوكيات الاجتماعية أثناء التجارب قيودا رئيسيا لهذا النظام الآلي للمراقبة.

وأخيرا، كما هو الحال بشكل متزايد مع الأساليب المتقدمة في علم الأعصاب، تنتج أنظمة مراقبة الأقفاص المنزلية الآلية كميات كبيرة من البيانات. من خلال الشيفرة مفتوحة المصدر مثل تلك المعروضة هنا29 والتي طورها آخرون63,64، يمتلك المجربون أدوات متعددة تحت تصرفهم لتنظيم وتحليل البيانات الصادرة. ومع ذلك، فإن التعديلات على البروتوكول المعروض هنا ستتطلب تعديل الشيفرة. علاوة على ذلك، يمكن إجراء العديد من التحليلات الإضافية على كنز بيانات المخرجات غير المعروضة هنا.

على سبيل المثال، قد يهتم الباحثون بقياس كمية استهلاك الكحول (جرام من الكحول لكل كيلوغرام من وزن الفأر يوميا). يناقش المؤلفون هذا الأمر بإيجاز ويقدمون بعض الشيفرة الأولية لإجراء هذا التحليل في مستودعGitHub رقم 29. هناك، يستخدم المؤلفون عامل تحويل من اللعق إلى الحجم 1.94 ميكرولتر/لكن، متوافقا مع الحسابات التي أجرتها كاسيا رادفانسكا وزملاؤها30,37. على الرغم من أن عامل تحويل اللعق هذا استخدم لتقدير استهلاك الكحول من قبل آخرين في الميدان30، 37، 38، 39، تم حسابه بقياس استهلاك الماء. لذا، قد لا يكون مقياسا دقيقا لاستهلاك الكحول بنسبة 20٪ بسبب اختلافات التوتر السطحي بين الماء والكحول. استخدم آخرون في المجال عامل تحويل اللعق 3 ميكرولتر/ليك31، 34، 36، 38، مما يبرز الحاجة إلى حل هذا القياس. لا يمكن استبعاد احتمال أن تشارك الفئران في لعقات بأحجام مختلفة، مما يعقد هذا الحساب أكثر. إذا كان الباحثون مهتمين بالحصول على قياس دقيق لاستهلاك الكحول (ج/كغ/يوم)، يوصي المؤلفون بحساب عامل تحويل من اللعق إلى الحجم يتوافق مع تصميم التجربة.

في الختام، يوفر تقدم وزيادة سهولة الوصول لأنظمة مراقبة الأقفاص المنزلية الآلية للباحثين في AUD أدوات جديدة ومحسنة لتقييم شرب الكحول قبل السريري. تمكن نماذج شرب الكحول المتقطعة التشغيلية مثل هذه الباحثين من تقييم جوانب متعددة من السلوك الشبيه ب AUD في نفس الوقت بسرعة إنتاج أعلى بكثير وبأهمية إيثولوجية أكبر من المنهجية التقليدية. من خلال أنظمة اختبار IntelliCage والبدائل مفتوحة المصدر20,26، يمكن للباحثين فحص سلوكيات شرب الكحول المتوافقة مع AUD بشكل أكثر كفاءة ومرونة وكفاءة أكبر، مما يسرع من تحديد التدخلات الفعالة.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

شكر وتقدير

وقد دعم هذا العمل تمويل من برنامج البحوث الداخلية التابع للمعاهد الوطنية للصحة التابع للمعاهد الوطنية للصحة إلى إدارة المحاربين القدامى (ZIA AA000421؛ زيا MH002987). نود أن نشكر مريم بوكارسلي، أنو ماسكيري، وإيرين موراي على مساعدتهم في تطوير هذا البروتوكول.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الإيثانول، 190 برفوفمختبرات ديكون2801G
نظام اختبار إنتلي كيجأنظمة TSEhttps://www.tse-systems.com/products/intellicage/يتضمن قفص ثابت بحجم 2000P واحد (Tecniplast, 2000P001),  4 مباني فئران (Tecniplast, ACRE011)، و8 زجاجات رشفة (Techniplast, ACBT0252) وأغطية (Techniplast, ACCP3521)
برنامج IntelliCage ("مصمم"، "متحكم"، "محلل")أنظمة TSEhttps://www.tse-systems.com/products/intellicage/الإصدار 3.6.9.0
وسادات الإيزو، 6" × 10"شركة برينتري ساينتيفيك، إنك.ISO 6105وسادات ألياف القطن المضغوط (15.24 × 25.4 سم)
إيزوفلورانباكستر10019-360-40
إيزوفلوران VXP™ جهاز تبخير التعبئة جيداميدفيت91305535
حمية القوارض المختبريةلابرادايت5001
غرفة حث فأر/فئران متوسطة الإغلاقوورلد بريسيجن إنسترومنتسEZ-178
نيستليتسأنكارNES 3600مربعات قطنية صغيرة (5.08 × 5.08 سم)
OHAUS Compass & trade; مقياس CX - 2,200 جرام × 1 جراميولينH-8110لقياسات وزن جسم الفأر
PC + Displayسوبرميكروhttps://www.tse-systems.com/products/intellicage/تم بيعه كجزء من نظام اختبار IntelliCage
جهاز إرسال RFID (1.25 × 7 مم)أنظمة TSE290000-IC-60400
جهاز الإرسال والاستقبال RFIDAVIDAVID2028
قارئ الترانسبوندر RFIDأنظمة TSE290000-IC-50800
RStudioالوضعhttps://posit.co/download/rstudio-desktopالإصدار 2026.01.1+403; مع تايديفيرس (2.0.0) وكوارتو (1.9.37)
دأس Tri Pour للاستخدام مرة واحدةالبلاستيك الموحد45317لقياسات وزن جسم الفأر

المراجع

  1. Melendez, R. I. Intermittent (Every-Other-Day) Drinking Induces Rapid Escalation of Ethanol Intake and Preference in Adolescent and Adult C57BL/6J Mice. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 35 (4), 652-658 (2011).
  2. Xiao, T., Chen, Y., Boisvert, A., Cole, M., Kimbrough, A. Chronic Intermittent Ethanol Vapor Exposure Paired with Two-Bottle Choice to Model Alcohol Use Disorder. Journal of Visualized Experiments (JoVE). (196), e65320 (2023).
  3. Rhodes, J. S., Best, K., Belknap, J. K., Finn, D. A., Crabbe, J. C. Evaluation of a simple model of ethanol drinking to intoxication in C57BL/6J mice. Physiology & Behavior. 84 (1), 53-63 (2005).
  4. Thiele, T. E., Crabbe, J. C., Boehm, S. L. “Drinking in the Dark” (DID): A Simple Mouse Model of Binge-Like Alcohol Intake. Curr Protoc Neurosci. 68, 9.49.1-9.49.12 (2014).
  5. Huynh, N., Arabian, N. M., Asatryan, L., Davies, D. L. Murine Drinking Models in the Development of Pharmacotherapies for Alcoholism: Drinking in the Dark and Two-bottle Choice. Journal of Visualized Experiments (JoVE). (143), e57027 (2019).
  6. Longley, M., Willis, E. L., Tay, C. X., Chen, H. An open source device for operant licking in rats. PeerJ. 5, e2981 (2017).
  7. Melo, M. C., Alves, P. E., Nogueira Cecyn, M., Eduardo, P. M. C., Abrahao, K. P. Development of an Eight-Wireless Automated Cage System with Two Lickometers Each for Rodents. eNeuro. 9 (4), ENEURO.0526-21.2022 (2022).
  8. Petersen, N., Adank, D. N., Raghavan, R., Winder, D. G., Doyle, M. A. LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home Cage Device): An Open-Source Tool for Recording Undisturbed Two-Bottle Drinking Behavior in a Home Cage Environment. eNeuro. 10 (4), (2023).
  9. Hou, S., Soto, N. M. A., Glover, E. J., Hou, S., Soto, N. M. A., et al. Modeling Alcohol Consumption in Rodents Using Two-Bottle Choice Home Cage Drinking and Microstructural Analysis. Journal of Visualized Experiments (JoVE). (213), e67486 (2024).
  10. Wilcox, M. V., Cuzon Carlson, V. C., Sherazee, N., Sprow, G. M., Bock, R., et al. Repeated binge-like ethanol drinking alters ethanol drinking patterns and depresses striatal GABAergic transmission. Neuropsychopharmacology. 39 (3), 579-594 (2014).
  11. Godynyuk, E., Bluitt, M. N., Tooley, J. R., Kravitz, A. V., Creed, M. C. An Open-Source, Automated Home-Cage Sipper Device for Monitoring Liquid Ingestive Behavior in Rodents. eNeuro. 6 (5), (2019).
  12. Frie, J. A., Khokar, J. Y. An open source automated two-bottle choice test apparatus for rats. HardwareX. 5, e00061 (2019).
  13. Ieraci, A., Mallei, A., Popoli, M. Social Isolation Stress Induces Anxious-Depressive-Like Behavior and Alterations of Neuroplasticity-Related Genes in Adult Male Mice. Neural Plast. 2016, 6212983 (2016).
  14. Hebda-Bauer, E. K., Dokas, L. A., Watson, S. J., Akil, H. Adaptation to single housing is dynamic: Changes in hormone levels, gene expression, signaling in the brain, and anxiety-like behavior in adult male C57Bl/6J mice. Horm Behav. 114, 104541 (2019).
  15. Johnson, M. C., Zweig, J. A., Zhang, Y., Ryabinin, A. E. Effects of social housing on alcohol intake in mice depend on the non-social environment. Front Behav Neurosci. 18, (2024).
  16. Logue, S., Chein, J., Gould, T., Holliday, E., Steinberg, L. Adolescent mice, unlike adults, consume more alcohol in the presence of peers than alone. Developmental Science. 17 (1), 79-85 (2014).
  17. Holgate, J. Y., Garcia, H., Chatterjee, S., Bartlett, S. E. Social and environmental enrichment has different effects on ethanol and sucrose consumption in mice. Brain Behav. 7 (8), e00767 (2017).
  18. Panksepp, J. B., Rodriguez, E. D., Ryabinin, A. E. Sweetened-ethanol drinking during social isolation: Enhanced intake, resistance to genetic heterogeneity and the emergence of a distinctive drinking pattern in adolescent mice. Genes Brain Behav. 16 (3), 369-383 (2017).
  19. Johnson, M. C., Zweig, J. A., Zhang, Y., Ryabinin, A. E. Effects of social housing on alcohol intake in mice depend on the non-social environment. Front Behav Neurosci. 18, 1380031 (2024).
  20. Petersen, N., Adank, D. N., Quan, Y., Edwards, C. M., Hallal, S. D., et al. A Novel Mouse Home Cage Lickometer System Reveals Sex- and Housing-Based Influences on Alcohol Drinking. eNeuro. 11 (10), (2024).
  21. Lander, S. S., Linder-Shacham, D., Gaisler-Salomon, I. Differential effects of social isolation in adolescent and adult mice on behavior and cortical gene expression. Behavioural Brain Research. 316, 245-254 (2017).
  22. Kuhlman, K. R. Pitfalls and potential: Translating the two-hit model of early life stress from pre-clinical non-human experiments to human samples. Brain Behav Immun Health. 35, 100711 (2023).
  23. Lipp, H. P. High-throughput and Automated Behavioural Screening of Normal and Genetically Modified Mice. Bus Brief Future Drug Discov. , (2005).
  24. Kiryk, A., Janusz, A., Zglinicki, B., Turkes, E., Knapska, E., et al. IntelliCage as a tool for measuring mouse behavior - 20 years perspective. Behav Brain Res. 388, 112620 (2020).
  25. Iman, I. N., Yusof, N. A. M., Talib, U. N., Ahmad, N. A. Z., Norazit, A., et al. The IntelliCage System: A Review of Its Utility as a Novel Behavioral Platform for a Rodent Model of Substance Use Disorder. Front Behav Neurosci. 15, 683780 (2021).
  26. Frie, J. A., Khokhar, J. Y. FARESHARE: An open-source apparatus for assessing drinking microstructure in socially housed rats. NPP—Digit Psychiatry Neurosci. 2 (1), 1 (2024).
  27. Anderson, L. G., Tischer, A. E., Bock, R., Michaelides, M., Alvarez, V. A. Early life adversity increases striatal dopamine D1 receptor density and promotes social alcohol drinking in mice, especially males. Transl Psychiatry. , (2026).
  28. Bocarsly, M. E., Shaw, M. J., Ventriglia, E., Anderson, L. G., Goldbach, H. C., et al. Preexisting risk-avoidance and enhanced alcohol relief are driven by imbalance of the striatal dopamine receptors in mice. Nat Commun. 15 (1), 1-17 (2024).
  29. Bock, R., Anderson, L., Averbeck, T. . IntelliCage Intermittent Drinking Analysis Template [R]. , (2026).
  30. Radwanska, K., Kaczmarek, L. Characterization of an alcohol addiction-prone phenotype in mice. Addiction Biology. 17 (3), 601-612 (2012).
  31. Smutek, M., Turbasa, M., Sikora, M., Piechota, M., Zajdel, J., et al. A Model of Alcohol Drinking under an Intermittent Access Schedule Using Group-Housed Mice. PLOS ONE. 9 (5), e96787 (2014).
  32. Mijakowska, Z., Łukasiewicz, K., Ziółkowska, M., Lipiński, M., Trąbczyńska, A., et al. Autophosphorylation of alpha isoform of calcium/calmodulin-dependent kinase II regulates alcohol addiction-related behaviors. Addiction Biology. 22 (2), 331-341 (2017).
  33. Holgate, J. Y., Garcia, H., Chatterjee, S., Bartlett, S. E. Social and environmental enrichment has different effects on ethanol and sucrose consumption in mice. Brain and Behavior. 7 (8), e00767 (2017).
  34. Koskela, M., Piepponen, T. P., Andressoo, J. O., Võikar, V., Airavaara, M. Towards developing a model to study alcohol drinking and craving in female mice housed in automated cages. Behavioural Brain Research. 352, 116-124 (2018).
  35. Beroun, A., Nalberczak-Skóra, M., Harda, Z., Piechota, M., Ziółkowska, M., et al. Generation of silent synapses in dentate gyrus correlates with development of alcohol addiction. Neuropsychopharmacology. 43 (10), 1989-1999 (2018).
  36. Simmons, K. E., Healey, K. L., Li, Q., Moore, S. D., Klein, R. C. Effects of sex and genotype in human APOE-targeted replacement mice on alcohol self-administration measured with the automated IntelliCage system before and after repeated mild traumatic brain injury. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 45 (11), 2231-2245 (2021).
  37. Pagano, R., Salamian, A., Skonieczna, E., Wojtas, B., Gielniewski, B., et al. Molecular fingerprints in the hippocampus of alcohol seeking during withdrawal. Res Sq. , rs.3.rs-3337670 (2023).
  38. Stefaniuk, M., Pawłowska, M., Barański, M., Nowicka, K., Zieliński, Z., et al. Global brain c-Fos profiling reveals major functional brain networks rearrangements after alcohol reexposure. Neurobiol Dis. 178, 106006 (2023).
  39. Frycz, B. A., Nowicka, K., Konopka, A., Hoener, M. C., Bulska, E., et al. Activation of trace amine-associated receptor 1 (TAAR1) transiently reduces alcohol drinking in socially housed mice. Addiction Biology. 28 (7), e13285 (2023).
  40. Skupio, U., Sikora, M., Korostynski, M., Wawrzczak-Bargiela, A., Piechota, M., et al. Behavioral and transcriptional patterns of protracted opioid self-administration in mice. Addiction Biology. 22 (6), 1802-1816 (2017).
  41. Ismail, N. I. W., Jayabalan, N., Mansor, S. M., Müller, C. P., Muzaimi, M. Chronic mitragynine (kratom) enhances punishment resistance in natural reward seeking and impairs place learning in mice. Addiction Biology. 22 (4), 967-976 (2017).
  42. Ajonijebu, D. C., Abboussi, O., Mabandla, M. V., Daniels, W. M. U. Differential epigenetic changes in the hippocampus and prefrontal cortex of female mice that had free access to cocaine. Metab Brain Dis. 33 (2), 411-420 (2018).
  43. Kimbrough, A., Kim, S., Cole, M., Brennan, M., George, O. Intermittent Access to Ethanol Drinking Facilitates the Transition to Excessive Drinking After Chronic Intermittent Ethanol Vapor Exposure. Alcohol Clin Exp Res. 41 (8), 1502-1509 (2017).
  44. Gage, G. A., Muench, M. A., Jee, C., Kearns, D. N., Chen, H., et al. Intermittent-Access Operant Alcohol Self-Administration Promotes Binge-like Drinking and Drinking Despite Negative Consequences in Male and Female Heterogeneous Stock Rats. Neuropharmacology. 235, 109564 (2023).
  45. Hwa, L. S., Chu, A., Levinson, S. A., Kayyali, T. M., DeBold, J. F., et al. Persistent escalation of alcohol drinking in C57BL/6J mice with intermittent access to 20% ethanol. Alcohol Clin Exp Res. 35 (11), 1938-1947 (2011).
  46. Miczek, K. A., Akdilek, N., Ferreira, V. M. M., Kenneally, E., Leonard, M. Z., et al. Excessive alcohol consumption after exposure to two types of chronic social stress: intermittent episodes vs. continuous exposure in C57BL/6J mice with a history of drinking. Psychopharmacology (Berl). 239 (10), 3287-3296 (2022).
  47. Ko, Y. E., Hwa, L. S. Serotonin regulation of intermittent and continuous alcohol drinking in male and female C57BL/6J mice with systemic SB242084 and buspirone. Alcohol Alcohol. 58 (3), 280-288 (2023).
  48. Masuda, A., Kobayashi, Y., Itohara, S. Automated, Long-term Behavioral Assay for Cognitive Functions in Multiple Genetic Models of Alzheimer’s Disease, Using IntelliCage. Journal of Visualized Experiments (JoVE). (138), e58009 (2018).
  49. Kahnau, P. General Instructions for Using the IntelliCage with Mice. Curr Protoc. 6 (2), e70314 (2026).
  50. Thiele, T. E., Navarro, M. “Drinking in the dark” (DID) procedures: a model of binge-like ethanol drinking in non-dependent mice. Alcohol. 48 (3), 235-241 (2014).
  51. Rice, C. J., Sandman, C. A., Lenjavi, M. R., Baram, T. Z. A novel mouse model for acute and long-lasting consequences of early life stress. Endocrinology. 149 (10), 4892-4900 (2008).
  52. Ivy, A. S., Brunson, K. L., Sandman, C., Baram, T. Z. Dysfunctional nurturing behavior in rat dams with limited access to nesting material: a clinically relevant model for early-life stress. Neuroscience. 154 (3), 1132-1142 (2008).
  53. Baram, T. Z., Davis, E. P., Obenaus, A., Sandman, C. A., Small, S. L., et al. Fragmentation and unpredictability of early-life experience in mental disorders. Am J Psychiatry. 169 (9), 907-915 (2012).
  54. Molet, J., Maras, P. M., Avishai-Eliner, S., Baram, T. Z. Naturalistic rodent models of chronic early-life stress. Dev Psychobiol. 56 (8), 1675-1688 (2014).
  55. Walker, C. D., Bath, K. G., Joels, M., Korosi, A., Larauche, M., et al. Chronic early life stress induced by limited bedding and nesting (LBN) material in rodents: critical considerations of methodology, outcomes and translational potential. Stress. 20 (5), 421-448 (2017).
  56. Demaestri, C., Gallo, M., Mazenod, E., Hong, A. T., Arora, H., et al. Resource scarcity but not maternal separation provokes unpredictable maternal care sequences in mice and both upregulate Crh-associated gene expression in the amygdala. Neurobiology of Stress. 20, 100484 (2022).
  57. Peña, C. J. Early-life stress sensitizes response to future stress: Evidence and mechanisms. Neurobiology of Stress. 35, 100716 (2025).
  58. Dube, S. R., Felitti, V. J., Dong, M., Chapman, D. P., Giles, W. H., et al. Childhood abuse, neglect, and household dysfunction and the risk of illicit drug use: the adverse childhood experiences study. Pediatrics. 111 (3), 564-572 (2003).
  59. Anda, R. F., Felitti, V. J., Bremner, J. D., Walker, J. D., Whitfield, C., et al. The enduring effects of abuse and related adverse experiences in childhood. Eur Arch Psychiatry Clin Neurosci. 256 (3), 174-186 (2006).
  60. Pilowsky, D. J., Keyes, K. M., Hasin, D. S. Adverse Childhood Events and Lifetime Alcohol Dependence. Am J Public Health. 99 (2), 258-263 (2009).
  61. Kirsch, D., Nemeroff, C. M., Lippard, E. T. C. Early Life Stress and Substance Use Disorders: Underlying Neurobiology and Pathways to Adverse Outcomes. ADV RES SCI. 1 (1), 29-47 (2020).
  62. Leza, L., Siria, S., López-Goñi, J. J., Fernández-Montalvo, J. Adverse childhood experiences (ACEs) and substance use disorder (SUD): A scoping review. Drug Alcohol Depend. 221, 108563 (2021).
  63. Ruffini, N., Müller, M. B., Schmitt, U., Gerber, S. IntelliPy: a GUI for analyzing IntelliCage data. Bioinformatics. 37 (21), 3972-3973 (2021).
  64. Daguano Gastaldi, V., Hindermann, M., Wilke, J. B. H., Ronnenberg, A., Arinrad, S., et al. A comprehensive and standardized pipeline for automated profiling of higher cognition in mice. Cell Reports Methods. 5 (3), 101011 (2025).

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

السلوك الإجرائينظام IntelliCageاضطراب استخدام الكحولالتقييم الآليالوصول المتقطع إلى الكحولجهاز إرسال واستقبال RFIDالشرب الطوعيالاختبار عالي الإنتاجية

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.