يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

طريقة قطع داخل الغرفة للتقدير الكمي اللحظي للمواد المتطايرة الناتجة عن جرح الأوراق والتبادل الغازي

96 مشاهدة

⸱

سبتمبر 11, 2026

 ,  ,  , 
1Institute of Agricultural and Environmental Sciences, Estonian University of Life Sciences, 2Estonian Academy of Sciences

في هذه المقالة

ملخص

يوفر هذا البروتوكول نهجاً قياسياً للقطع داخل الغرفة لتحديد بداية وتوقيت ذروة وحركية الانبعاثات المتطايرة الناجمة عن الجروح، بالتزامن مع قياسات تبادل الغازات.

الملخص

تلعب المركبات العضوية المتطايرة (VOCs) التي تطلقها أوراق النباتات أدواراً رئيسية في إرسال إشارات الإجهاد، والتفاعلات بين النبات والغلاف الجوي، والدفاع النباتي. ومن بين هذه المركبات، تَنبعث المركبات العضوية المتطايرة المستحثة بالجروح (wVOCs) خلال ثوانٍ من حدوث تلف ميكانيكي، أو افتراس عشبي، أو اضطراب بيئي. وتعتمد ديناميكيات انبعاثها بشكل قوي على توقيت وشدة وطريقة تمزق الأنسجة. ومع ذلك، لا يزال التحديد الكمي الدقيق يمثل تحدياً بسبب الآثار الميكانيكية الاصطناعية، وظروف التعرض المتغيرة، والفترات الزمنية الفاصلة بين الإصابة والقياس. تقدم هذه الدراسة بروتوكولاً قياسياً لاستئصال الأوراق داخل غرفة مخصصة للمراقبة الآنية للمركبات العضوية المتطايرة المستحثة بالجروح وتبادل الغازات. وقد تم دمج قاطع جراحي في غرفة محمولة لتبادل الغازات لتمكين إجراء قطوع نظيفة ومحكومة داخل غرفة محكمة الإغلاق تحت ظروف مستقرة من الضوء والرطوبة وCO2 ودرجة الحرارة. وقام مقياس طيف الكتلة بزمن الطيران بنقل البروتونات (PTR-TOF-MS) بقياس الانبعاثات المتطايرة باستمرار عند مخرج الغرفة، مما قلل من التأخير وتشوه الإشارة. ويسمح هذا الإعداد بتحديد بداية الانبعاث، وتوقيت الذروة، وأقصى معدل ارتفاع، وإجمالي الإطلاق بدقة زمنية عالية. وقد أظهر تطبيق هذه الطريقة على Quercus rubra وAcer platanoides وGossypium hirsutum قدرتها على تمييز أنماط انبعاث متباينة مستحثة بالجروح عبر أنواع مختلفة من الأوراق. ومن خلال القضاء على التأخيرات المرتبطة بأخذ العينات التقليدي، تحدد هذه الطريقة المسار الحركي الكامل للانبعاثات المستحثة بالجروح وتتجاوز القيود الرئيسية للطرق السابقة. كما أنها توفر إطاراً قوياً لدراسة استجابات الإجهاد السريعة في فيزيولوجيا النبات، والكيمياء الحيوية البيئية، والتفاعلات بين النبات والغلاف الجوي.

المقدمة

تستجيب النباتات للإصابة عن طريق إطلاق إشارة كيميائية سريعة، ولكن يظل التقاط هذه الإشارة بدقة تحدياً تقنياً. ففي غضون ثوانٍ من التعرض لآفات العواشب، أو أضرار الرياح، أو الاضطراب الميكانيكي، تطلق النباتات دفعة عابرة من المركبات العضوية المتطايرة (VOCs) التي تنشط الدفاعات الداخلية وتهيئ النباتات المجاورة1,2,3,4. وتشمل هذه المركبات العضوية المتطايرة المستحثة بالجروح (wVOCs) المواد المتطايرة للأوراق الخضراء (GLVs)، والميثانول، والكحوليات والألدهيدات قصيرة السلسلة، والتربينويدات، ومشتقات الأوكسيليبين. وتنشأ هذه المركبات إما من التخليق الحيوي الجديد في خلايا النسيج المتوسط أو من تمزق هياكل التخزين مثل القنوات الراتنجية والشعيرات النباتية. وباعتبارها إشارات إجهاد فورية، تعمل الـ wVOCs على تنسيق الدفاعات الفسيولوجية، والوساطة في التواصل بين النباتات، والتفاعل مع كيمياء الغلاف الجوي1,5,6,7.

نظراً لأن الرعي الطبيعي يجمع بين الضرر الميكانيكي والمحفزات اللعابية والميكروبية، تستخدم الدراسات التجريبية الجروح المحاكات لعزل الاستجابات الناتجة عن الإصابة الفيزيائية وحدها8. ومع ذلك، فإن الطبيعة العابرة للمركبات العضوية المتطايرة المحفزة بالجروح (wVOCs) تجعل من الصعب التقاطها بطبيعتها. وغالباً ما تفتقر الطرق التقليدية، مثل أخذ عينات الحيز الرأسي الساكن المقترنة بتقنية الكروماتوغرافيا الغازية-مطياف الكتلة (GC-MS)، إلى رصد دفق الانبعاث الأولي وتؤدي إلى تشويه ملفه الحركي9,10. كما أن تأخيرات التوازن، ودرجات حرارة التحضين المرتفعة، وخطوط أخذ العينات الممتدة تزيد من زمن الاستبقاء وتؤدي إلى تشويه الإشارة المسجلة، خاصة بالنسبة للمركبات التفاعلية مثل السيسكيتربينات9,11,12. وتؤدي هذه العوامل مجتمعة إلى تقليل مقدار الإشارة وطمس الديناميكيات الزمنية للانبعاثات المتطايرة المحفزة بالجروح، مما يعقد تفسير استجابات النبات للإجهاد.

تؤدي العديد من الدراسات أيضاً إلى مقاطعة عملية القياس من أجل إحداث جروح في الأوراق خارج الغرفة. وتتسبب هذه المقاطعة في زعزعة استقرار تدفق الغاز، وتغيير توقيت الجرح، وتقليل التحكم في دقة الشق13,14,15. ونتيجة لذلك، غالباً ما تضيع الدقائق الأولى التي تلي الإصابة أو تتشوه13، وهي الفترة التي تصل فيها معدلات الانبعاث إلى ذروتها وتظهر فيها الأنماط الحركية المميزة3,6,16,17. وقد نقلت بعض المنهجيات عملية استئصال الأوراق إلى داخل غرف ذات حجم كبير باستخدام شفرات Teflon أو ثقابات ميكانيكية12,18,19. ومع ذلك، أدت هذه التجهيزات غالباً إلى عدم استقرار في الإغلاق، وعدم اتساق في أطوال القطع، وشقوق غير متساوية بسبب انزياح القاطع أو الاختلافات في صلابة الأوراق. كما أدى حجم الغرفة الكبير إلى تأخير تجدد الهواء وتوسيع نطاق الإشارة المتطايرة16. ومجتمعة، تمنع هذه القيود التجريبية التوصيف الدقيق للديناميكيات الزمنية للانبعاثات الناجمة عن الجروح تحت ظروف فسيولوجية مستقرة.

للتغلب على هذه التحديات، تقدم هذه الدراسة بروتوكولاً لإحداث جروح في الوقت الفعلي داخل الغرفة، يدمج قاطعاً جراحياً في نظام تبادل غازي مقترن بمطياف الكتلة بزمن الطيران لتفاعل نقل البروتون (PTR-TOF-MS). يتيح هذا البروتوكول إجراء جرح للأوراق والكشف عن المركبات المتطايرة بشكل متزامن تحت ظروف بيئية مضبوطة، مع قياس تدفقات المواد المتطايرة وتبادل الغازات في الوقت ذاته بدقة زمنية عالية. ومن خلال إجراء عملية استئصال الأوراق داخل غرفة القياس، يقلل البروتوكول من تأخيرات أخذ العينات المرتبطة بالأساليب التقليدية، ويحافظ على الديناميكيات الزمنية للمركبات المتطايرة الناتجة عن الجروح والتي تنبعث بسرعة، كما يوضح إجراء قطع موحد عبر أوراق ذات خصائص ميكانيكية مختلفة. وتسمح هذه الدقة الزمنية بالتوصيف المباشر لبداية وتوقيت ذروة وحركية انبعاث المواد المتطايرة المستحثة بالجروح والخاصة بكل نوع.

تم تقييم البروتوكول باستخدام ثلاثة أنواع ذات خصائص تشريحية وفسيولوجية متباينة (Quercus rubra، وAcer platanoides، وGossypium hirsutum) لإثبات مدى قابليته للتطبيق على أنواع مختلفة من الأوراق. ويؤكد تطبيق ظروف قياس متطابقة على جميع الأنواع أن البروتوكول قادر على تحليل ديناميكيات المركبات العضوية المتطايرة (VOCs) الناجمة عن الجروح عبر مجموعة واسعة من أنماط الانبعاث مع تقليل التباين التجريبي. ويعد هذا النهج قابلاً للتطبيق بشكل واسع في الدراسات التي تتطلب قياسات ذات دقة زمنية عالية للمركبات العضوية المتطايرة الناجمة عن الجروح تحت ظروف بيئية محكومة. وتوفر هذه الميزات مجتمعة إطاراً معيارياً لاستقصاء استجابات النبات السريعة للإجهاد، وتسهل تطبيق البروتوكول عبر مختلف الأنواع والأنظمة التجريبية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

زُرعت جميع النباتات تحت ظروف بيئية محكومة في غرف نمو. والكواشف والمعدات المستخدمة مدرجة في الـ جدول المواد.

1. بناء وتركيب قاطع الأوراق داخل الغرفة

  1. صناعة قاطع أوراق دوار مصمم ليتناسب مع الأبعاد الداخلية (4 cm × 2 cm) لرأس القياس القياسي.
  2. تثبيت شفرة حلاقة بقضيب من الفولاذ المقاوم للصدأ (بقطر 1 mm) باستخدام لحام الفضة لضمان الاستقرار الميكانيكي.
    تحذير: شفرات الحلاقة حادة للغاية. يجب ارتداء قفازات مقاومة للقطع أثناء التعامل معها. بعد الاستخدام، يتم التخلص من شفرات الحلاقة وفقاً لإجراءات السلامة المختبرية المؤسسية الخاصة بالأجسام الحادة. يتم إجراء لحام الفضة تحت تهوية مناسبة مع ارتداء نظارات واقية.
  3. إدخال القضيب الحامل للشفرة في إبرة حقنة من الفولاذ المقاوم للصدأ (القطر الخارجي 1.6 mm) للسماح بالدوران المحوري الحر.
  4. سد كلا طرفي الإبرة باستخدام سدادة من polytetrafluoroethylene (PTFE) منخفضة الانبعاثات للحفاظ على الظروف المحكمة للهواء مع الحفاظ على القدرة على الدوران.
  5. تركيب مقبض تدوير يدوي عند الطرف القريب من القضيب لتمكين الدوران المتحكم فيه للقاطع الداخلي.
  6. تثبيت دعامتين مرنتين مصنوعتين من صفيحة نحاس زنكي زنبركية (بسمك 0.2 mm) على السطح الخارجي للإبرة لتثبيت القاطع في النصف السفلي من الغرفة.
  7. عمل شق مثلثي في حشية الغرفة السفلية للسماح بإدخال الشفرة دون ملامسة سطح الورقة.
  8. سد نقطة الإدخال باستخدام معجون سد منخفض الانبعاثات لمنع تسرب الغاز.
    ملاحظة: قبل المتابعة، تأكد من أن تركيب القاطع لم يؤثر سلباً على إحكام غلق الغرفة. تحقق من أن الغرفة تغلق تماماً، وأن المزدوجة الحرارية تظل ملامسة لسطح الورقة، وأن نظام تبادل الغازات يشير إلى تدفق هواء مستقر دون وجود دليل على التسرب. لا تتابع إلا بعد التأكد من استقرار ظروف الغرفة. اختر طول الشفرة لإحداث قطع بطول 10 mm تقريباً. يظهر آلية القطع المتكاملة وموضعها داخل غرفة الورقة في الشكل 1B.

إعداد أخذ عينات الكروماتوغرافيا الغازية-مطياف الكتلة (GC-MS) للتحليل الكيميائي؛ منفذ PTR-TOF-MS.
الشكل 1: نظام تبادل غازي معدل مع قاطع أوراق مدمج داخل الغرفة وخطوط أخذ عينات للمواد المتطايرة.​  (A) نظرة عامة على نظام التبادل الغازي المعدل، توضح منفذ أخذ عينات PTR-TOF-MS وخط أخذ عينات GC–MS الموضوع بالقرب من مخرج الغرفة لجمع المواد المتطايرة. (B) عرض مقرب للغرفة المفتوحة يوضح آلية القطع المدمجة والمنطقة التي توضع فيها الورقة أثناء إحداث الجرح. القاطع مدمج بإحكام داخل الغرفة، مما يسمح بجرح الورقة دون فتح الغلاف أثناء القياس. يتيح هذا التكوين مراقبة انبعاثات المواد المتطايرة والتبادل الغازي في الوقت الفعلي تحت ظروف بيئية محكومة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

2. تهيئة مسارات أخذ عينات المواد المتطايرة

  1. قم بتركيب وصلة تائية من التفلون (Teflon T-piece) بقطر داخلي 1/16″ أو 1/8″ بجوار مخرج الغرفة (الشكل 1A) لتقليل طول الأنابيب بين الغرفة ومحلل المواد المتطايرة.
  2. صِل المخرج بنظام تجميع المركبات العضوية المتطايرة (VOC) باستخدام أنابيب خاملة (على سبيل المثال FEP أو PTFE؛ بقطر داخلي 1.6 mm). قم بتركيب الوصلة التائية مباشرة بجوار مخرج الغرفة للحفاظ على أقصر طول ممكن للأنابيب بين الغرفة ومحلل المواد المتطايرة، مما يقلل من الحجم الداخلي، وزمن المكوث، وفقد الامتصاص.
  3. حافظ على تدفق الهواء في الغرفة عند 750 µmol s-1.
    ملاحظة: تؤدي الأنابيب الخاملة القصيرة إلى تقليل الامتصاص وزمن المكوث للمركبات التفاعلية.

3. تحضير المادة النباتية

  1. قم بزراعة Quercus rubra و Acer platanoides و Gossypium hirsutum في غرفة بيئية محكومة عند درجة حرارة 25 °C نهاراً / 20 °C ليلاً، ورطوبة نسبية 60%، وكثافة ضوئية 1000 µmol m-2 s-1، وفترة ضوئية 16 h/ 8 h لمدة 4 أشهر.
  2. حافظ على النباتات تحت تركيز CO2 الجوي المحيط (~430 ppm) طوال فترة التجربة.
  3. قم بري جميع النباتات كل يومين حتى تصل التربة إلى السعة الحقلية.
  4. اختر أوراقاً متمددة بالكامل وغير هرمة من مرحلة نمو متقاربة لإجراء التجارب.

4. تجارب جرح الأوراق وجمع المركبات العضوية المتطايرة (VOC)

  1. تغليف الورقة وضبط الظروف البيئية
    1. ضع ورقة متصلة ومتمددة بالكامل داخل الكيوفيت المجهزة بقطاعة داخلية.
    2. اضبط درجة حرارة الكتلة على 25 °C، والرطوبة النسبية للهواء على 60%، وشدة الضوء النشطينياً على 1000 µmol m-2 s-1 (90% أحمر، 10% أزرق)، وتدفق الهواء على 750 µmol s-1.
    3. اترك الورقة تتأقلم تحت الظروف البيئية المختارة حتى يتم الوصول إلى قيم الحالة المستقرة لصافي تمثيل CO2، والموصلية الثغرية، وإشارات المركبات العضوية المتطايرة (VOC) الأساسية، وعادة ما يحدث ذلك خلال 20–30 دقيقة بعد تغليف الورقة.
  2. إجراء قياسات التبادل الغازي، والفلورة، ومراقبة المركبات العضوية المتطايرة
    1. ابدأ القياسات المتزامنة للتبادل الغازي والمركبات العضوية المتطايرة باستخدام دقة 1 Hz.
    2. بعد إتمام قياسات التبادل الغازي، سجل عائد الفلورة في الحالة المستقرة (Fs) ثم طبق نبضة تشبع (8000 µmol m-2 s-1، 0.6 s) عبر مقياس الفلورة الخاص بالغرفة (3055-FL) لتحديد أقصى عائد للفلورة (Fm′) في الأوراق المتكيفة مع الضوء.
    3. أطفئ الضوء النشطينياً وعرّض الورقة للتكيف مع الظلام لمدة 20 دقيقة.
    4. سجل تنفس الورقة في الظلام.
    5. قس الفلورة الأولية (F₀) باستخدام ضوء قياس مُعدّل ضعيف (0.03 µmol m-2 s-1)، تتبعها نبضة تشبع للحصول على أقصى فلورة في الأوراق المتكيفة مع الظلام (Fm).
    6. أعد تشغيل الضوء النشطينياً.
    7. واصل قياسات المركبات العضوية المتطايرة والتبادل الغازي تحت نفس الظروف البيئية حتى يستقر الخط الأساسي لما قبل الجرح.
      ملاحظة: قبل إحداث الجرح، تأكد من استقرار الظروف البيئية المختارة ومن وصول صافي تمثيل CO₂، والنتح، وإشارات المركبات العضوية المتطايرة الأساسية إلى قيم الحالة المستقرة. لا تتابع الإجراء إلا بعد الحفاظ على هذه الظروف تحت إعدادات القياس المختارة.
  3. جرح الورقة وجمع المركبات العضوية المتطايرة
    1. أدخل خرطوشة المركبات العضوية المتطايرة الأولى في خط المخرج وقم بتوصيلها بمضخة أخذ عينات هواء محمولة ذات تدفق ثابت. اسحب هواء الغرفة عبر الخرطوشة بمعدل تدفق ثابت قدره 200 mL min-1. استخدم خرطوشة امتزاز من الفولاذ المقاوم للصدأ متعددة الطبقات (طول 10.5 cm، قطر داخلي 3 mm) مناسبة لالتقاط المتطايرات C3–C17، ومعبأة بـ Carbotrap C 20/40 mesh (0.2 g)، وCarbopack B 40/60 mesh (0.1 g)، وCarbotrap X 20/40 mesh (0.1 g)، مرتبة من أضعف إلى أقوى قوة امتزاز في اتجاه أخذ العينات.
      ملاحظة: قبل أخذ العينات، قم بتهيئ الخراطيش عن طريق تمرير الهيليوم عالي النقاء عبر الخرطوشة بمعدل 200 mL min-1 لمدة 3 ساعات عند 250 °C. يتيح أخذ العينات بالخرطوشة إجراء تحليل GC-MS لاحق خارج الخط لتحديد المركبات عند الحاجة وفقاً لأهداف التجربة. ورغم أن الجمع بالخراطيش يشكل جزءاً من سير العمل الموصوف هنا، فإن النتائج التمثيلية المعروضة في هذه الدراسة مشتقة من قياسات PTR-TOF-MS المستمرة. طابق اختيار المادة الممتزة مع نطاق التطاير وقطبية المركبات العضوية المتطايرة المستهدفة، وكذلك مع ظروف أخذ العينات.
    2. اجمع المركبات العضوية المتطايرة لما قبل الجرح لمدة 15 دقيقة بمعدل 200 mL min-1.
    3. استبدل الخرطوشة واجمع المركبات العضوية المتطايرة لمدة دقيقتين.
    4. أدر القطاعة الداخلية بزاوية 360° لقص الورقة دون فتح الغرفة وأعد الشفرة إلى وضعها الأصلي.
      ملاحظة: ضع الورقة داخل الغرفة بحيث يتم إجراء الشق في النصل المغلف مع الحفاظ على إحكام غلق الغرفة تماماً. كلما سمح حجم الورقة ومورفولوجيتها، تجنب القص عبر العرق الرئيسي وحافظ على اتساق موقع الشق قدر الإمكان بين العينات. نظراً لأن تلف العروق الرئيسية يمكن أن يزيد بشكل كبير من انبعاثات المتطايرات الناجمة عن الجرح، فإن التحديد المتسق لموقع الجرح يحسن من إمكانية تكرار التجربة5.
      تنبيه: تأكد من أن الغرفة مغلقة تماماً قبل القص.
    5. واصل جمع المركبات العضوية المتطايرة باستخدام نفس الخرطوشة لمدة 13 دقيقة.
    6. أدخل خرطوشة ثالثة واجمع المركبات العضوية المتطايرة لمدة 15 دقيقة.
    7. قم بتشغيل جهاز PTR-TOF-MS باستمرار خلال جميع الفترات للكشف في الوقت الفعلي.
      ملاحظة: قبل وبعد كل قياس للنبات، اجمع عينة خلفية من الغرفة الفارغة تحت نفس الظروف البيئية. استخدم قياسات الخلفية هذه لتصحيح الخط الأساسي لبيانات انبعاث المركبات العضوية المتطايرة أثناء تحليل البيانات.

5. الكشف عن المواد المتطايرة وتشغيل الجهاز

  1. اضبط درجات حرارة المدخل وأنبوب الانجراف في جهاز PTR-TOF-MS على 80 °C، وتدفق المدخل على 100 mL min-1، وتدفق بخار الماء على 4.0 mL min-1، وتيار الأيونات على 4.0 mA، وضغط غرفة الانجراف على 2.1 mbar، ونسبة كثافة مجال أنبوب الانجراف على 115 Td، وضغط وحدة TOF-MS على 1.2 × 10-7 mbar.
  2. سجل الإشارات المتطايرة بدقة زمنية تبلغ 1 Hz مع فاصل عينة قدره 400 ps.
  3. قم بمعايرة جهاز PTR-TOF-MS قبل كل تجربة باستخدام خليط غاز قياسي معتمد يحتوي على مركبات عضوية تطايرية (VOCs) ممثلة للفئات الرئيسية للمواد المتطايرة في النباتات. قم بمعالجة بيانات المعايرة وحساب تركيزات المركبات العضوية المتطايرة باستخدام برنامج PTR-MS Viewer وفقاً للإجراءات الموضحة13,16.

6. تحليل عينات الخرطوشة بواسطة جهاز GC-MS خارج الخط

ملاحظة: يصف الإجراء التالي التحليل غير المتصل للعينات المجمعة في الخراطيش أثناء سير العمل المذكور أعلاه. يوفر تحليل GC-MS تحديداً تكميلياً للمركبات، بينما تستند النتائج الممثلة المعروضة في هذه الدراسة إلى قياسات PTR-TOF-MS المستمرة.

  1. قم بإجراء الامتصاص الحراري للخراطيش باستخدام وحدة امتصاص حراري آلية متصلة بنظام GC-MS وفقاً للإجراء الذي وصفه Kännaste et al.20.
  2. حدد المركبات من خلال المقارنة مع المعايير الأصلية ومكتبة NIST للأطياف الكتلية. قم بإجراء الكشف الطيفي الكتلي باستخدام تأين الاصطدام الإلكتروني (70 eV)، وأكد هويات المركبات عبر مطابقة كل من أزمنة الاستبقاء والأطياف الكتلية مع المعايير الأصلية عند توفرها.
    ملاحظة: يتبع أخذ عينات الخراطيش البروتوكول المعدل من Kännaste et al.20 لالتقاط المواد المتطايرة C3–C17.

7. تحليل البيانات

  1. اطرح خلفية الغرفة الفارغة من جميع آثار الانبعاثات قبل التحليل. حدد خط الأساس ما قبل الجرح لكل كتلة مراقبة على أنه متوسط الإشارة خلال فترة زمنية ثابتة مباشرة قبل القطع.
  2. استخدم وقت القطع كنقطة مرجعية مشتركة لجميع الكتل المراقبة. حدد بداية الانبعاث بأنها أول زيادة يمكن اكتشافها في إشارة المركبات العضوية المتطايرة (VOC) المصححة وفقاً لخط الأساس بعد قطع الورقة.
    ملاحظة: عُرِفت بداية الانبعاث بأنها أول زيادة متتالية فوق خط الأساس ما قبل الجرح وتستمر حتى مرحلة الصعود في دفق الانبعاث، وبذلك يتم استبعاد التقلبات المنعزلة التي تعزى إلى ضوضاء الجهاز.
  3. احسب الوقت اللازم للوصول إلى الذروة على أنه الفاصل الزمني بين وقت القطع وأقصى إشارة انبعاث. احسب أقصى ميل لدفق الانبعاث من المشتقة الأولى للإشارة المصححة وفقاً لخط الأساس باستخدام متوسط الميول الأمامية والخلفية بين نقاط البيانات المتجاورة13. حدد مقدار الذروة على أنه أقصى قيمة انبعاث مرصودة أثناء الدفق.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

لتقييم ما إذا كان موقع أخذ عينات المواد المتطايرة يؤثر على اكتشاف الإشارة، قارنا بين تكوينين باستخدام حقن غاز محكوم في غرفة الأوراق. في أحد الإعدادين، تم أخذ عينات من المواد المتطايرة مباشرة عند مخرج الغرفة في غرفة تبادل الغازات المعدلة (الشكل 1). وفي المقابل، في الإعداد الآخر، مر الهواء عبر أنابيب محلل تبادل الغازات قبل الوصول إلى الكاشف. وقد أتاح تسجيل كلتا الإشارتين في آن واحد إجراء مقارنة مباشرة للديناميكيات الزمنية لكل منهما.

أدى حقن المركبات المتطايرة النقية...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يتيح البروتوكول المقدم هنا تحليلاً عالي الدقة الزمنية للانبعاثات المتطايرة الناجمة عن الجروح تحت ظروف تجريبية مضبوطة. ومن خلال دمج عملية القطع مباشرة داخل غرفة الورقة والمراقبة المستمرة للإشارات المتطايرة (الشكل 1)، يلتقط النظام استجابة الانبعاث دون التشوهات التي قد تنتج عن تأخر أخذ العينات، أو فتح الغرفة، أو التعامل مع الورقة خارج إعداد القياس. ويمكن لهذه الاضطرابات أن تؤدي إلى إزاحة كل من التوقيت الظاهري وقيمة ذروة الانبعاثات في القياسات المعتمدة على الغلاقات3,...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يصرح المؤلفون بعدم وجود تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

نقر بتلقي تمويل من مجلس البحوث الإستوني (PRG2207) ووزارة التعليم والبحوث في إستونيا (مركز التميز Agro-CropFuture، "الإيكولوجيا الزراعية والمحاصيل الجديدة في المناخات المستقبلية"، TK200U1).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
نظام GC-MS مع جهاز نزع حراري TD-20ShimadzuGCMS-QP2010 Plus; TD-20نظام GC-MS مع جهاز نزع حراري TD-20. www.shimadzu.com
نظام تبادل الغازات GFS-3000Walz GmbHGFS-3000قياسات تبادل الغازات في الأوراق. www.walz.com
هيليوم عالي النقاء (99.999%)مورد محليN/Aيُستخدم لتهيئة خرطوشة الامتزاز والنزع الحراري بواسطة GC-MS. www.airliquide.com (أو مورد مكافئ).
معيار معايرة الإيزوبرينSigma-Aldrich Chemie GmbHCustomمعيار معايرة إيزوبرين مخصص (3.43 ppm). www.sigmaaldrich.com
معجون سد منخفض الانبعاثاتمورد محليN/Aيُستخدم لسد نقطة إدخال القاطع في الغرفة.
خرطوشة امتزاز متعددة الطبقات من الفولاذ المقاوم للصدأSupelcoCustomالطول 10.5 cm × القطر الداخلي 3 mm؛ محشوة بـ Carbotrap C (0.2 g, 20–40 mesh)، وCarbopack B (0.1 g, 40–60 mesh)، وCarbotrap X (0.1 g, 20–40 mesh). تُستخدم للتعريف الاختياري للمركبات العضوية المتطايرة (VOCs) عبر GC-MS خارج الخط. www.sigmaaldrich.com
مضخة محمولة لأخذ عينات الهواء بتدفق ثابتSKC Inc.210-1003MTXمضخة محمولة لأخذ عينات الهواء بتدفق ثابت.
مطياف الكتلة PTR-TOF 8000Ionicon Analytik GmbHPTR-TOF 8000الكشف عن المركبات العضوية المتطايرة (VOC). www.ionicon.com
سلك لحام فضيمورد محليN/Aيُستخدم لتثبيت شفرة حلاقة بقضيب من الفولاذ المقاوم للصدأ.
صفيحة نحاس زنبركية (سمك 0.2 mm)مورد محليN/Aدعامات مرنة تُستخدم لتثبيت القاطع.
قضيب من الفولاذ المقاوم للصدأ (قطر 1 mm)مورد محليN/Aقضيب دعم القاطع.
إبرة حقنة من الفولاذ المقاوم للصدأ (القطر الخارجي 1.6 mm)مورد محليN/Aغلاف لشفرة قاطع دوارة.
سدادات تيفلونمورد محليN/Aتُستخدم لسد غلاف القاطع مع السماح بالدوران.
وصلة تيفلون على شكل حرف Tمورد محليN/Aتُركب بالقرب من مخرج الغرفة لتقليل طول الأنابيب.
أنابيب تيفلون (FEP أو PTFE)مورد محليN/Aخط أخذ عينات المركبات العضوية المتطايرة (VOC) بين الغرفة والكواشف.
مزيج غاز معايرة المركبات العضوية المتطايرة (VOC)Ionimed GmbHCustom1 ppm من كل مركب في N2؛ يُستخدم لمعايرة PTR-TOF-MS. www.ionimed.com

المراجع

  1. Bergman ME, Huang XQ, Baudino S, Caissard JC, Dudareva N. Plant volatile organic compounds: emission and perception in a changing world. Curr Opin Plant Biol. 2025;85:102706.
  2. Luo R, Lun X, Gao R, Wang L, Yang Y, Su X, et al. A review of biogenic volatile organic compounds from plants: research progress and future prospects. Toxics. 2025;13(5):1-35.
  3. Molleman F, Mandal M, Sokół-Łętowska A, Walczak U, Volf M, Mallick S, et al. Simulated herbivory affects the volatile emissions of oak saplings, while neighbourhood affects flavan-3-ols content of their leaves. J Chem Ecol. 2024;50(5-6):250-261.
  4. Huang PC, Berg-Falloure KM, Gao X, Meeley R, Kolomiets MV. Pentyl leaf volatiles promote insect and pathogen resistance via enhancing ketol-mediated defense responses. Plant Physiol. 2025;197(2):1-18.
  5. Portillo-Estrada M, Niinemets Ü. Massive release of volatile organic compounds due to leaf midrib wounding in Populus tremula. Plant Ecol. 2018;219(9):1021-1028.
  6. Engelberth M, Engelberth J. Leaf developmental stages strongly modulate indole emissions in response to simulated insect herbivory. Plants (Basel). 2025;14:3761.
  7. Matsui K. How and why plants came to smell green: the origins, biosynthesis, and roles of green leaf volatiles. J Exp Bot. 2025;76:1-14.
  8. Waterman JM, Cazzonelli CI, Hartley SE, Johnson SN. Simulated herbivory: the key to disentangling plant defence responses. Trends Ecol Evol. 2019;34(5):447-458.
  9. Tholl D, Boland W, Hansel A, Loreto F, Röse USR, Schnitzler JP. Practical approaches to plant volatile analysis. Plant J. 2006;45(4):540-560.
  10. Ormeño E, Goldstein A, Niinemets Ü. Extracting and trapping biogenic volatile organic compounds stored in plant species. TrAC Trends Anal Chem. 2011;30(7):978-989.
  11. Chang YY, Huang YM, Chang HT. Using headspace gas chromatography-mass spectrometry to investigate the volatile terpenoids released from the Liquidambar formosana leaf and its essential oil. Forests. 2024;15(9):1-12.
  12. Niinemets Ü, Kuhn U, Harley PC, Staudt M, Arneth A, Cescatti A, et al. Estimations of isoprenoid emission capacity from enclosure studies: measurements, data processing, quality and standardized measurement protocols. Biogeosciences. 2011;8(8):2209-2246.
  13. Portillo-Estrada M, Kazantsev T, Talts E, Tosens T, Niinemets Ü. Emission timetable and quantitative patterns of wound-induced volatiles across different leaf damage treatments in aspen (Populus tremula). J Chem Ecol. 2015;41(12):1105-1117.
  14. Waterman JM, Cofer TM, Von Laue OM, Mateo P, Wang L, Erb M. Leaf size determines damage- and herbivore-induced volatile emissions in maize. Plant Cell Environ. 2025;48(5):3766-3777.
  15. Yuan Y, Mao Y, Yuan H, Guo M, Zhou G, Niinemets Ü, et al. Impacts of mechanical injury on volatile emission rate and composition in 45 subtropical woody broad-leaved storage and non-storage emitters. Plants (Basel). 2025;14(5):1-40.
  16. Rasulov B, Talts E, Niinemets Ü. A novel approach for real-time monitoring of leaf wounding responses demonstrates unprecedentedly fast and high emissions of volatiles from cut leaves. Plant Sci. 2019;283:256-265.
  17. Portillo-Estrada M, Okereke CN, Jiang Y, Talts E, Kaurilind E, Niinemets Ü. Wounding-induced VOC emissions in five tropical agricultural species. Molecules. 2021;26(9):1-20.
  18. Mithöfer A, Wanner G, Boland W. Effects of feeding Spodoptera littoralis on lima bean leaves. II. Continuous mechanical wounding resembling insect feeding is sufficient to elicit herbivory-related volatile emission. Plant Physiol. 2005;137(3):1160-1168.
  19. Brilli F, Ruuskanen TM, Schnitzhofer R, Müller M, Breitenlechner M, Bittner V, et al. Detection of plant volatiles after leaf wounding and darkening by proton transfer reaction time-of-flight mass spectrometry (PTR-TOF). PLoS One. 2011;6(5):e20419.
  20. Kännaste A, Copolovici L, Niinemets Ü. Gas chromatography-mass spectrometry method for determination of biogenic volatile organic compounds emitted by plants. In: Rodríguez-Concepción M, editor. Plant Isoprenoids Methods and Protocols. New York (NY): Humana Press; 2014. p. 161-169.
  21. Schaub A, Blande JD, Graus M, Oksanen E, Holopainen JK. Real-time monitoring of herbivore-induced volatile emissions in the field. Physiol Plant. 2010;138(2):123-133.
  22. Fall R, Karl T, Hansel A, Jordan A, Lindinger W. Volatile organic compounds emitted after leaf wounding: on-line analysis by proton-transfer-reaction mass spectrometry. J Geophys Res Atmos. 1999;104(D13):15963-15974.
  23. Kaur D, Schedl A, Lafleur C, Martinez Henao J, van Dam NM, Rivoal J, et al. Arabidopsis transcriptomics reveals the role of Lipoxygenase2 (AtLOX2) in wound-induced responses. Int J Mol Sci. 2024;25(11):5898.
  24. Gentner DR, Ormeño E, Fares S, Ford TB, Weber R, Park JH, et al. Emissions of terpenoids, benzenoids, and other biogenic gas-phase organic compounds from agricultural crops and their potential implications for air quality. Atmos Chem Phys. 2014;14(11):5393-5413.
  25. Harley P, Deem G, Flint S, Caldwell M. Effects of growth under elevated UV-B on photosynthesis and isoprene emission in Quercus gambelii and Mucuna pruriens. Glob Chang Biol. 1996;2(2):149-154.
  26. Lobo-do-Vale R, Schenk HJ, Kübert A, Lintunen A. Gas phase in plants: integrating physiology, ecology and environmental sciences. Tree Physiol. 2026;46(13):1-4.
  27. Niinemets Ü. Whole plant photosynthesis. In: Flexas J, Loreto F, Medrano H, editors. Terrestrial Photosynthesis in a Changing Environment A Molecular Physiological and Ecological Approach. Cambridge: Cambridge University Press; 2012. p. 399-423.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

المركبات العضوية المتطايرةالمركبات العضوية المتطايرة المستحثة بالجروحالرصد في الوقت الحقيقيإشارات الإجهاد النباتيمطياف الكتلة بزمن الطيران بنقل البروتوناتالدفاع النباتيالتفاعلات بين النبات والغلاف الجوي

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.