مقالة منهجية

طريقة القياس عن بُعد باستخدام سترة لمراقبة التكيف القلبي التنفسي أثناء التمرين في الجرذان

0 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/71616

⸱

سبتمبر 25, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1TIMC CNRS, UMR 5525, Vet Agro Sup, Grenoble INP, Universite Grenoble Alpes, 2Etisense SAS

في هذه المقالة

ملخص

يتيح بروتوكول القياس عن بُعد غير الباضع باستخدام السترة هذه المراقبة المتزامنة للتكيف القلبي التنفسي والحركي أثناء التمرين في الجرذان. ومن خلال تجنب الزرع الجراحي، يسمح هذا النهج بإجراء قياسات فسيولوجية متكررة في نفس الحيوانات، مما يوفر أداة موثوقة لأبحاث فسيولوجيا التمرين والتدريس.

الملخص

لا يعد تقييم التكيف القلبي التنفسي أثناء التمرين أمراً حاسماً لدراسة التكيف الفسيولوجي مع التدريب البدني فحسب، بل هو ضروري أيضاً للأبحاث قبل السريرية، حيث يمكن للقياسات في حالة الراحة أن تحجب الظواهر الفسيولوجية الكامنة. ومع ذلك، فإن الطرق التقليدية قبل السريرية، مثل أجهزة القياس عن بُعد المزروعة جراحياً أو الغرف المحكمة، تفرض قيوداً مهمة. وللتغلب على هذه المعوقات، نقدم منهجية خالية من الجراحة تستخدم نظام قياس عن بُعد بواسطة سترة، مما يتيح المراقبة المتزامنة لمعدل ضربات القلب (HR)، ومعدل التنفس (RespR)، والنشاط الحركي (AL) في الجرذان أثناء التمرين القسري على جهاز سير treadmill. يطبق البروتوكول عملية تأقلم من مرحلتين مصممة لضمان كل من الأداء الجري المناسب للحيوانات وسلامة البيانات: أولاً، التعود على ارتداء سترة القياس عن بُعد، التي تدمج مستشعرات تخطيط تحجم التنفس الحثي وأقطاب تخطيط كهربائية للقلب السطحية؛ وثانياً، التعود على تمرين السير لمدة أسبوعين (خمسة أيام في الأسبوع). نحن نفصل إجراءات المعدات وخطوات مراقبة الجودة الأساسية، بما في ذلك التحقق من الإشارة في الوقت الفعلي، لتقليل إجهاد الحيوان وضمان الحصول على بيانات فسيولوجية موثوقة ومنخفضة الضجيج. كما نقدم أمثلة إشارات تمثيلية لمساعدة المستخدمين على تحقيق جودة بيانات عالية، خاصة أثناء بروتوكولات التمرين، وأيضاً في السياقات التجريبية الأخرى. وعند تنفيذه بشكل صحيح، يتيح هذا البروتوكول مراقبة متسقة بسرعات تصل إلى 40 cm.s⁻1، مما يسمح بقياس التغيرات في HR و RespR و AL مقارنة بخط الأساس. ومن خلال إلغاء الحاجة إلى التدخلات الجراحية، يلتزم هذا البروتوكول بقوة بالمبادئ الأخلاقية لـ 3Rs (التقليل، والتحسين، والاستبدال). وبينما تركز التقنيات المقدمة على التمرين، فإن لها تطبيقات محتملة في مجالات متنوعة، بما في ذلك التوصيف القلبي التنفسي الشامل، والتدريب على التعامل مع الحيوانات، ومراقبة الرفاهية، والفسيولوجيا، أو الفارماكولوجيا، أو التعليم.

المقدمة

يُعد تطوير نماذج توفر رؤى قيمة حول المشهد الديناميكي لفسيولوجيا التمرين أمراً ذا أهمية كبرى في العديد من المجالات، مثل التدريب والأداء، أو الوقاية من الأمراض وإعادة التأهيل. ومن بين التأثيرات الفسيولوجية المرتبطة بالتمرين، يمثل فهم تكيفات وظائف القلب والجهاز التنفسي عنصراً حاسماً في السياقات الرياضية (التدريب/الأداء) والسريرية (الوقاية/إعادة التأهيل) لتطوير برامج تدريب/إعادة تأهيل محددة ومخصصة. لذا، فمن الضروري الاستمرار في فك رموز آليات التكيفات القلبية التنفسية مع التمرين. وتحقيقاً لهذه الغاية، تُستخدم النماذج الحيوانية، بما في ذلك القوارض، على نطاق واسع حالياً في الأبحاث قبل السريرية المصممة لدراسة تأثير التمرين على وظائف القلب والجهاز التنفسي. وبالفعل، فهي لا تتيح تقييم التكيفات القلبية التنفسية مع التمرين فحسب1، بل إنها ضرورية أيضاً لدراسة الظواهر المرضية الفسيولوجية التي قد تكون خفية في حالة الراحة2,3. ومع ذلك، فإن الحصول على بيانات فسيولوجية ذات صلة أثناء التمرين يمثل تحدياً تكنولوجياً كبيراً. ولكي تكون البيانات المجمعة ذات مغزى فسيولوجي، يجب أن تكون عملية الحصول عليها غير باضعة قدر الإمكان. ومن الناحية المثالية، يجب إجراء المراقبة دون التدخل في أنشطة المريض أو الحيوان، وألا تتأثر القياسات بالتشويش الناتج عن الحركة. وحالياً، في الأبحاث قبل السريرية، لا يوجد جهاز قياس واحد يلبي هذه المتطلبات الأساسية بشكل كامل.

علاوة على ذلك، يجب أن يلتزم الجهاز المثالي بالمبادئ الأخلاقية لـ 3Rs (التقليل، والتحسين، والاستبدال)، والتي توجه الأبحاث حيوانية ما قبل السريرية4. وتؤكد هذه المبادئ، جنباً إلى جنب مع السياق الاجتماعي والاقتصادي الحالي لاستخدام الحيوانات في البحث والتدريس، على الحاجة إلى تطوير أدوات ونماذج استقصائية تتيح استخداماً أكثر كفاءة ومسؤولية للحيوانات. وتحقيقاً لهذه الغاية، يبدو أن تطوير واستخدام الأجهزة والمستشعرات القابلة للارتداء يمثل أولوية.

في الوقت الحالي، لا يمكن استخدام الطرق الرئيسية المتاحة للتقييم المباشر لوظائف القلب والتنفس في القوارض بشكل فعال في بروتوكولات التمرين بسبب قيود عملية. على سبيل المثال، تُعرف غرف قياس حجم التنفس لكامل الجسم غير المقيدة بأنها نهج دقيق وغير جراحي لإجراء قياسات طولية متكررة لوظيفة التنفس في الحيوانات المستيقظة5. ورغم أنها توفر قياسات موثوقة في ظروف الراحة، إلا أن الحركة النشطة تولد شوائب في الضغط وضوضاء في الإشارة يمكن أن تؤثر سلبًا على تفسير بيانات الجهاز التنفسي أثناء التمرين. وبالمثل، يُعتبر القياس اللاسلكي عن بُعد المزروع المعيار الذهبي لدراسة وظائف القلب في القوارض التي تتحرك بحرية6، ويمكن استخدامه لمراقبة تخطيط كهربائية القلب (ECG) والمعايير الديناميكية الدموية2,7. ومع ذلك، فإن هذا النهج يصاحبه قيود مهمة، تتعلق أساسًا بالزرع الجراحي للمستشعرات وجهاز الإرسال. وبشكل خاص، يجب إدارة الألم بعد الجراحة والاعتلال الناتج عن الجرح الجراحي أو الجهاز المزروع نفسه من خلال بروتوكولات رعاية مناسبة6,8,9. وفي الآونة الأخيرة، ركز عدد متزايد من الدراسات على الطرق غير الجراحية؛ فقد أُجريت دراسات باستخدام أجهزة تخطيط كهربائية القلب اللاسلكية القابلة للارتداء والمستخدمة خارجيًا في خنازير غينيا10، أو جهاز كشف نشاط التنفس القائم على تأثير Doppler بدون تلامس11، أو المستشعرات الحيوية القابلة للارتداء12. ومع ذلك، ظلت تقنيات المراقبة هذه حتى الآن في مرحلة إثبات المفهوم، وهي بحاجة إلى مزيد من التطوير قبل أن يكون من الممكن استخدامها على نطاق أوسع. أما القياس اللاسلكي عن بُعد باستخدام السترة (Jacketed telemetry)، والذي يُستخدم عادةً كحل غير جراحي لتقييم القلب والجهاز التنفسي في الحيوانات الكبيرة مثل الكلاب أو الرئيسيات13,14، فقد تم تكييفه مؤخرًا لاستخدامه مع جرذان المختبر15,16,17 والخنازير الصغيرة اليافعة18. يتكون النظام الموضح في الشكل 1A–F من جهاز لاسلكي غير جراحي ومنخفض القيود يتم تثبيته في سترة يرتديها الحيوان. وهو يتيح مراقبة مشتركة لنشاط القلب عن طريق تخطيط كهربائية القلب السطحي، ووظيفة التنفس عن طريق قياس حجم التنفس الحثي (RIP)، والنشاط الحركي عن طريق قياس التسارع. وقد أثبتت الدراسات السابقة قدرة هذا النظام على مراقبة متغيرات القلب والجهاز التنفسي بفعالية مقارنة بالطرق الجراحية15,16. ومؤخرًا، تم الإبلاغ عن استخدامه كنهج مراقبة تكميلي غير جراحي في سياقات مختلفة، بما في ذلك التقييم الدوائي في الظروف الاجتماعية17,19 أو نماذج أمراض القلب20.

figure-introduction-1
الشكل 1: عرض للمكونات الرئيسية لنظام القياس عن بُعد المزود بسترة. (A) سترة مجهزة موضوعة على أنبوب التثبيت الخاص بها، (B) رقع Ag/AgCl لمراقبة تخطيط كهربائية القلب (ECG)، (C) باعث لاسلكي لجمع البيانات ونقلها، (D) حيوان يرتدي السترة والباعث، (E) نظام استحواذ لتخزين البيانات وتشغيل برنامج القياس عن بُعد، (F) جهاز كمبيوتر متصل عبر كابل Ethernet، يعرض برنامج القياس عن بُعد من خلال واجهة مستخدم (UI) ويب. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

بناءً على دراسة تقييم سابقة21 وبروتوكول تعويد22، يقدم البروتوكول المقترح هنا منهجية دقيقة غير باضعة باستخدام نظام قياس عن بُعد بسترة تتيح المراقبة المتزامنة لمعدل ضربات القلب، ومعدل التنفس، والنشاط الحركي في الجرذان أثناء التمرين التدريجي.

البروتوكول

أُجريت جميع التجارب وفقاً للوائح الأوروبية (L276-33 2010/63/EU) والفرنسية (AGRG1231951D) المتعلقة بحماية واستخدام حيوانات المختبر. وقد تمت الموافقة على الإجراءات التي أُجريت داخل الجسم الحي في هذه الدراسة من قبل لجنة الأخلاقيات رقم 012 (جامعة غرينوبل ألبس)، المعتمدة من قبل وزارة التعليم العالي والبحث الفرنسية، بموجب المراجع APAFIS#31347-2021042914221915 v2 و APAFIS #52237-2024112821304952 v5.

figure-protocol-1
الشكل 2: نظرة عامة على البروتوكول التجريبي. (أ) البروتوكول التجريبي الشامل بما في ذلك مرحلتا التأقلم والتمرين. الجدول الزمني استرشادي ويجب تعديله بناءً على الملاحظات المباشرة والتأقلم الفعال خلال التجربة. ومن الجدير بالذكر أنه يمكن تأقلم الحيوانات على التعامل معها خلال فترة "التكيف في منشأة الحيوانات". (ب) بروتوكول التمرين النموذجي، والذي يتضمن تثبيت الجهاز لمدة 60 min، وتسجيل خط الأساس بعد 3 min من الراحة على جهاز المشي الكهربائي، وفترة إحماء، وتمرين تزايدي، ومرحلة استشفاء. يُشار إلى فترات تحليل البيانات بمربعات حمراء فاتحة. مراحل السرعة المحددة هي مجرد مقترحات ويجب مواءمتها بناءً على نموذج الحيوان المحدد والأهداف التجريبية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

1. النموذج الحيواني

  1. استخدم جرذانًا تم الحصول عليها من موردين معتمدين وتم تعويدها على ظروف الإيواء (1 bar؛ 24 °C؛ 40–70% رطوبة؛ دورة ضوء/ظلام لمدة 12 h) لمدة أسبوع واحد في أزواج داخل أقفاص تقليدية مع إتاحة الوصول الحر إلى الغذاء والماء، وتوفير مواد إثراء (مواد تعشيش، وأجسام للقرض، وأنفاق كرتونية).
  2. قم بتمييز الحيوانات بشكل فردي (باستخدام الحبر على الذيل).

2. إجراءات المعدات

  1. إزالة الفراء: الوقت المستغرق 1-2 دقيقة لكل حيوان
    1. قم بقص شعر الحيوان مرة واحدة أسبوعياً لضمان تسجيل ناجح لتخطيط كهربائية القلب (ECG).
    2. لتقليل الإجهاد والتخدير في يوم التجربة، يتم تنفيذ هذا الإجراء في اليوم السابق؛ كما يمكن إجراؤه في اليوم ذاته.
    3. الطريقة أ (تخدير اختياري): يتم إعطاء مزيج تخدير غازي (1.5-5% أيزوفلوران، 20% أكسجين، وهواء) ووضع الجرذ في وضعية الاستلقاء البطني (الاستلقاء على البطن).
    4. حافظ على أقل مدة ممكنة للتخدير، وعادة ما تكون من 2 إلى 5 دقائق، بحيث تكون كافية فقط لقص الفراء.
    5. قُم بقص الشعر بعناية من المنطقة الظهرية والجانبية للصدر (الشكل 3أ)، وباستخدام أداة قص الشعر، يتم وضع علامة حبر على الذيل.
      ملاحظة: عادةً ما يحدث التعافي الكامل والقدرة على المشي في غضون 5-10 دقائق بعد التوقف عن التخدير.
    6. تأكد من وصول الحيوان إلى هذه الحالة قبل إعادته إلى قفص الإيواء الخاص به.
    7. الطريقة (ب) (بدون تخدير): بدلاً من ذلك، يتم تثبيت الجرذ يدوياً لأقل وقت ممكن لإنهاء عملية قص الفراء، وعادةً ما يكون ذلك في أقل من دقيقتين.
    8. يجب تثبيت الحيوان بإحكام ولكن برفق، مع تجنب الضغط المفرط على الصدر.
    9. قُم بقص الشعر بعناية من المنطقة الظهرية والجانبية للصدر (الشكل 3أ)، وباستخدام أداة قص، يتم وضع علامة حبر على الذيل.
      ملاحظة: إذا ظهرت على الحيوان علامات ضيق شديد، يجب إطلاقه فوراً ومنحه فترة تعافٍ قبل محاولة إجراء العملية مرة أخرى. ويُوصى بالاستعانة بشخص آخر عند استخدام هذه الطريقة.
    10. نظف المنطقة المحلوقة بالماء لإزالة الزهم الذي يفرزه الجرذ.’الجلد والتأكد من جفاف المنطقة تماماً. جفف المنطقة باستخدام الشاش.
  2.  معدات الحيوان: التوقيت 3-5 دقائق لكل حيوان
    ملحوظة: توضح الخطوات التالية عملية إلباس الحيوان السترة، وتركيب المستشعرات وجهاز القياس عن بُعد، وذلك لتقليل الحاجة إلى التقييد البدني.
    1. اختر حجم السترة المناسب بناءً على وزن الحيوان، وجنسه، وسلالته المحددة، باتباع مخططات الاختيار وجداول المقاسات الخاصة بالشركة المصنعة.23.
    2. ضع السترة المزودة بالأجهزة بعناية على أداة تركيب السترة (مع مراعاة عدم إتلاف المستشعرات والكابلات).
    3. ضع حقيبة الظهر فوق الثلمة الموجودة في الجزء العلوي من أداة التركيب (الشكل 4أ). ضع أداة التركيب على قاعدتها المستطيلة (الشكل 4ب) وضع الجرذ أمام الفتحة الأوسع (جهة مدخل القمع) (الشكل 4ج).
    4. إذا رفض الجرذ المرور عبر أداة التثبيت، فقم بتحفيز الحيوان بوضع نفق إثراء أو قفص السكن الخاص به أمام المخرج.
    5. بمجرد بروز رأس الحيوان من الجانب الآخر وظهور قوائمه الأمامية: استخدم إحدى اليدين لإمساك الجرذ وأداة التركيب معاً؛ واستخدم اليد الأخرى لتوجيه القوائم عبر كل ثقب موجود في الجانب الأمامي للسترة لتحديد موضعها وتثبيتها بشكل صحيح على الحيوان (الشكل 4-د).
    6. مرر الغطاء بلطف إلى أسفل جسم الحيوان، مع إزالة أداة التركيب تدريجيًا أثناء ذلك، واسمح للحيوان بالمرور تمامًا عبر الأداة باتجاه المخرج.
    7. تأكد من وضع السترة بشكل صحيح دون وجود أي ثنيات في الجلد، وتحقق من أن المقاس مناسب وفقاً لتوصيات التحقق من ملاءمة السترة.
    8. استبدل السترة بالمقاس المناسب إذا لزم الأمر. ويجب استبعاد الحيوانات التي لا يمكن تركيب السترة لها بشكل آمن أو مريح رغم تعديل المقاس من الدراسة.
    9. عندما يصل الحيوان إلى المستوى المطلوب من أداة التثبيت، قم بإزالة عنصر التحفيز من أمام نظره في حال استخدامه.
      ملاحظة: سيمنع هذا الجرذ من الاستمرار في المرور عبر الأداة.
    10. بعد وضع الجرذ على طاولة المختبر، قم بفك رباط الحقيبة (الشكل 4E) وبسط الغطاء (الشكل 4F).
    11. أدخل قطب تخطيط كهربية القلب من كلوريد الفضة/الفضة (Ag/AgCl) المزود بالملصق الأحمر (الموجب) عبر الفتحة اليسرى للسترة، والمميزة بعلامة زائد حمراء (الشكل 4G)، وأدخل القطب الأسود (السالب) في الفتحة اليمنى.
    12. ضع الأقطاب الكهربائية في القطب الثاني (Lead II) عن طريق وضع القطب الأسود (السالب) خلف الطرف الأمامي الأيمن، والقطب الأحمر (الموجب) عند الجدار الصدري الجانبي الأيسر ضمن المنطقة المحلوقة، أسفل حزام الصدر الخاص بجهاز RIP.الشكل 3ب،ج).
    13. ضع هلام تخطيط كهربائية القلب (0.1 إلى 0.3 مل) على النقطة السوداء الموجودة في كل قطب كهربائي باستخدام المحقنة والقسطرة لضمان ترسيب دقيق للهلام. اضغط برفق لضمان التصاق الأقطاب الكهربائية تماماً بجلد الحيوان (الشكل 4H).
    14. قم بتوصيل المستشعرات المستخدمة (أقطاب تخطيط التحجم/تخطيط كهربائية القلب) بالباعث، ثم ضع جهاز الإرسال عن بُعد وحزمة البطارية في حقيبة الظهر الموجودة على ظهر الحيوان (الشكل 4I-J).
    15. اطوِ الجزء الخلفي من السترة للأسفل لحماية الإلكترونيات/الكابلات، مما يقلل الاحتكاك ويحافظ على حمايتها. اطوِ حقيبة الظهر باتجاه الجزء الخلفي من الجرذ (فوق السترة المطوية) وثبتها في الجزء القاصي/الخلفي من السترة باستخدام الخطاف (الشكل 4K).
      ملاحظة: يُوضع الجل بعد إدخال الأقطاب الكهربائية لمنع انزلاقها أثناء تمريرها عبر فتحات السترة. ولا يُنصح بوضع الجل مسبقاً، لأن ذلك يقلل من الاحتكاك ويجعل تحديد الموضع الدقيق للأقطاب الكهربائية أكثر صعوبة بشكل ملحوظ.
  3. بدء اكتساب الإشارة والتحقق من جودتها
    1. ضع نظام القياس عن بُعد في الغرفة ذاتها التي يتم فيها التسجيل (على مسافة تصل إلى 10 أمتار) وفي خط رؤية مباشر، مع وضع الوحدة بشكل مثالي فوق الحيوان أو في المستوى ذاته.
    2. قم بتشغيل النظام وافتح برنامج القياس عن بُعد.
    3. ابدأ عملية الاستحواذ وفقاً لإجراءات الشركة المصنعة24تحقق من جودة إشارات تخطيط كهربائية القلب (ECG) والتنفس، وقم بإجراء أي تعديلات ضرورية (انظر الشكل 5).

figure-protocol-2
الشكل 3: مناظر لجرذ تحت التخدير. (A) منطقتا الصدر الظهرية والجانبية توضحان مكان إزالة الفراء (الخطوة 2.1): 1) يشير الخط المتقطع إلى الحد العلوي الأدنى، و2) تشير السهام مزدوجة الرأس إلى الحد الأدنى لطول المنطقة التي يتم قص الشعر منها. (B) الموضع الموصى به لأقطاب Lead II مع وضع القطب الأسود (السالب) خلف الطرف الأمامي الأيمن والقطب الأحمر (الموجب) على الجدار الصدري الجانبي الأيسر ضمن المنطقة المقصوصة، أسفل حزام RIP الصدري. (C) موضع أقطاب Lead I، حيث تظهر الأقطاب موضوعة أفقيًا عبر الصدر، القطب الأحمر (الموجب) خلف الطرف الأمامي الأيسر والقطب الأسود (السالب) خلف الطرف الأمامي الأيمن. عادةً ما يعطي تكوين Lead II أعلى سعة لـ QRS وأوضح دقة لموجة P في الجرذان. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-protocol-3
الشكل 4: إجراء خطوة بخطوة لتجهيز الجرذ بالسترة والأقطاب الكهربائية والجهاز الإلكتروني (القسم 2). (A-B) ضع السترة على أنبوب التثبيت. (C-D) وجه الحيوان عبر أنبوب التثبيت إلى داخل السترة. (E-F) قم بفك حقيبة الظهر وبسط السترة. (G) أدخل قطب تخطيط كهربية القلب (ECG) المزود بملصق أحمر (موجب) عبر الفتحة اليسرى للسترة، والمميزة بعلامة زائد حمراء، وأدخل (0.1 إلى 0.3 mL من الهلام الموصل). (H) قم بالتدليك بلطف لضمان التصاق الأقطاب الكهربائية تماماً بجلد الحيوان. (I-J) قم بتوصيل المستشعرات المستخدمة (تخطيط حجم الأوعية / أقطاب ECG) بجهاز الإرسال وضعه في الجيب. (K) ثبت حقيبة الظهر باستخدام الخطاف الأحمر. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

3. إجراءات إزالة المعدات وتخزينها​المدة - التوقيت: دقيقة واحدة لكل حيوان

  1. ضع الجرذ على طاولة المختبر أو أمسكه باليد. قم بفصل الخطاف من حقيبة الظهر. افرد الجزء الخلفي من السترة للوصول إلى الفتحات والأقطاب الكهربائية، ثم قم بإزالتها بعناية.
  2. أخرج مجموعة جهاز الإرسال والبطارية من حقيبة الظهر، وقم بفصل الكابلات عن هذه المجموعة.
  3. أخرج القوائم الأمامية من الفتحات. اسمح للجرذ بالتحرك للأمام أثناء الإمساك بالسترة مع حقيبة الظهر.
  4. بعد الانتهاء، أعد وضع الأغطية البلاستيكية على الأقطاب الكهربائية لمنع جفاف الهلام. افحص مستشعرات الكابلات؛ واستبدل السترات في حال كانت تالفة أو متهالكة. اترك السترة تجف قبل تخزينها في حقيبتها الخاصة.
  5. نظف الأجهزة باستخدام مطهر خالٍ من الكحول ومسحة؛ وتأكد من جفاف جميع الأجزاء. افصل جهاز الإرسال عن البطارية لمنع تفريغ الشحن.
    ملاحظة: يمكن إعادة استخدام السترة على نفس الحيوان إذا كان المقاس مناسباً لوزن الحيوان ولم تكن المستشعرات تالفة (راجع القسم المقابل في المناقشة لمزيد من المعلومات).

4. التأقلم على ارتداء سترة القياس عن بعد

ملاحظة: تم تنظيم الجلسات وفقاً للإجراء التالي.

  1. قم بتجهيز الحيوان وفقاً للإجراءات المفصلة في "معدات الحيوانات" قسم.
  2. تأكد من أن السترة مثبتة بإحكام ولكن بشكل مريح. ابدأ التسجيل وأعد الحيوان إلى قفصه المخصص.
  3. في اليوم الأول من التعود، يجب تقليل الفترة التي يرتدي فيها الحيوان الجهاز إلى بضع ساعات. مع إجراء فحوصات سريرية متكررة لمراقبة الحيوان.’الحالة. زد تدريجياً المدة اليومية التي يرتدي فيها الحيوان الجهاز.
  4. قلل وتيرة الملاحظة تدريجياً في حال عدم ملاحظة أي علامات على الانزعاج. استمر في هذا التدرج حتى يتطابق وقت التعود مع مدة التسجيل المستهدفة في الدراسة.
  5. أوقف التسجيل وقم بإزالة المعدات عن الحيوان وفقاً للإجراء الموصى به. افحص جودة البيانات المسجلة وقيم حالة الحيوان.’والتعافي العام قبل إعادته إلى غرفة الإيواء.
    ملاحظة: توفر الخطوات الموصوفة سابقاً إطاراً عاماً، على أن يتم تطويعها وفقاً للاحتياجات المحددة للدراسة.

5.  التعود على تمرين جهاز المشي

  1. تجهيز الحيوان (وفقاً لقسم "تجهيز الحيوان" الموصوف سابقاً). ابدأ التسجيل.
  2. إعادة الحيوان إلى قفصه لفترة استقرار ما بعد التجهيز مدتها 60 min لضمان الاستقرار الفسيولوجي الكامل بعد تركيب السترة وفقاً للتوصيات المحددة مسبقاً17,18,19.
  3. نقل الحيوان إلى جهاز المشي المتوقف والانتظار لمدة 3 min. ابدأ مرحلة السرعة البطيئة الأولى عند 5 أو 10 cm.s-1 لمدة 1.5 min.
  4. إخضاع الحيوان لزيادات تدريجية في سرعة الجري، تزداد بمقدار 5 cm.s-1 كل 2 min، وتحفيز الحيوان على الجري خلال المراحل المبكرة باستخدام الصدمات الكهربائية من جهاز المشي بكثافة نموذجية تبلغ 0.2 mA.
  5. في نهاية التمرين، أعد الحيوان إلى قفصه. انتظر لمدة 30 min قبل إزالة معدات التجهيز من الحيوان.
  6. كرر بروتوكول التعود على تمرين جهاز المشي هذا على مدار أسبوعين، بواقع 5 أيام في الأسبوع مع زيادة تدريجية في سرعة الجري ومدة التمرين.
    ملاحظة: يجب أن تتراوح المدة الإجمالية لهذه العملية من 5 min (في اليوم الأول من التعود) لتصل تدريجياً إلى 25 min (في اليوم الأخير من التعود).
  7. مراقبة سرعة الجري التي تم الوصول إليها وكذلك عدد الصدمات لضبط كثافة ومدة التمرين على مدار فترة التعود التي تستغرق أسبوعين.
  8. كنقطة نهاية إنسانية، أوقف الجلسة إذا تعرض الحيوان لـ 10 صدمات أو إذا بلغت المدة التراكمية للصدمات 10 s. أعد الحيوان إلى قفصه وراقب سلوكه بصرياً.
    ملاحظة: تظهر صورة تمثيلية لجرذ يجري على جهاز المشي وهو يرتدي نظام القياس عن بُعد المجهز بالسترة في  الشكل 6.

figure-protocol-4
الشكل 5: مخططات تخطيط كهربائية القلب (ECG) والتنفس النموذجية أثناء التحقق من جودة الإشارة (الخطوة 2.3). تم تسجيل تخطيطات ECG بتردد 500 Hz/24-bit وأحجام التنفس بتردد 200 Hz/32-bit، (A) يظهر المخطط تخطيط ECG عالي الجودة (موجات P و QRS و T واضحة، ضوضاء منخفضة، نافذة زمنية 3 s بسعة > 0.5 mV). (B) يظهر المخطط إشارة تنفس عالية الجودة (دورات واضحة أثناء الراحة، نوافذ زمنية 20 s، بسعة > 0.5 arb.u.). (C) يظهر المخطط تخطيط ECG منخفض الجودة (تداخل عالٍ مثل ضوضاء 50/60 Hz بسعة > 0.5 mV، أو انزياح خط الأساس، أو مركب QRS صغير/مسطح، نوافذ زمنية 1.5 s). (D) يظهر المخطط إشارة تنفس منخفضة الجودة (انزياح عالٍ في خط الأساس بسعة > 5 arb.u.، مما يعيق عملية التحديد، نوافذ زمنية 12 s). تعكس إشارة التنفس التغيرات النسبية في محيط الصدر والبطن التي يتم قياسها بواسطة تخطيط تحريض التنفس (RIP)؛ ويتم التعبير عنها بوحدات اعتبارية (arb.u.) حيث لم يتم إجراء معايرة للحجم في هذا البروتوكول. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

6. المراقبة الفسيولوجية أثناء البروتوكول المثلث

  1. قم بتجهيز الحيوان (وفقاً لقسم "تجهيز الحيوان" الموصوف سابقاً). ابدأ التسجيل وانتظر استقرار الحالة بعد التجهيز في القفص الرئيسي (المدة الموصى بها: 60 min)، تليها فترة راحة لمدة 3 min على جهاز المشي قبل قياسات خط الأساس (BL) (الشكل 2B).
  2. اسمح للحيوان بالتكيف من خلال فترة إحماء بسرعة منخفضة (5 min بسرعة 5 cm.s-1) قبل بدء اختبار التمرين.
  3. عرض الحيوان لمستويات سرعة متتالية، عادةً ما تكون 10 و20 و30 و40 cm.s-1 بمدة 5 min لكل مستوى.
  4. بعد التمرين، أعد الحيوانات إلى أقفاصها وهي لا تزال مجهزة، مما يسمح بالمراقبة المستمرة لوظائف القلب والتنفس خلال فترة التعافي.
    ملاحظة: يعد البروتوكول المثلثي بروتوكول تمرين نموذجي لتقييم السرعة القصوى. ويتكون من زيادة تدريجية في السرعة (على سبيل المثال، من 10 إلى 40 cm.s-1 كحد أقصى) كل 5 min، مقتبساً عن Qin et al.25. يجب تخصيص اختيار مستويات السرعة، بما في ذلك عدد المراحل ونطاقاتها المحددة، وفقاً لأهداف الباحث ومستوى الإجهاد الفسيولوجي المطلوب.

7. تسجيل المتغيرات الفسيولوجية وتحليل البيانات

  1. جهز الحيوان بجهاز القياس عن بُعد المزود بغطاء، واستخدم برنامج القياس عن بُعد لمراقبة متغيرات مختلفة تشمل على سبيل المثال لا الحصر: معدل ضربات القلب (HR)، معبراً عنه بنبضة في الدقيقة (bpm) ويتم حسابه من تسجيل تخطيط كهربائية القلب (ECG)، ومعدل التنفس (RespR) بأنفاس في الدقيقة (brpm)، أو مستوى النشاط الحركي (AL) بوحدة mG.  
  2. أوقف التسجيل في نهاية التجربة بعد فترة التعافي.
    ملاحظة: تعبر mG عن figure-protocol-5  وتُعرّف على أنها figure-protocol-6 حيث figure-protocol-7، وهي المكونات الديناميكية للتسارع.
  3. اتبع المنهج الذي تم التحقق من صحته سابقاً21، حيث ثبت أن سير العمل المؤتمت يعطي بيانات فسيولوجية موثوقة دون تدخل يدوي.
  4. تحقق من ضبط عتبات الاستبعاد لفترة RR (من 85 ms إلى 6 s) ومدة الدورة التنفسية (من 0.15 إلى 10 s) على نطاق واسع في برنامج القياس عن بُعد لضمان سير عمل مؤتمت بالكامل لتنظيف البيانات، دون تحرير يدوي، وبالتالي الحد من القرارات التي تعتمد على المشغل.
  5. راجع جودة الإشارة، وإذا لزم الأمر، اضبط معاملات الكشف داخل البرنامج لتحسين كشف الدورة لحيوان معين دون تحرير الدورات الفردية يدوياً.
  6. احسب متوسط المتغيرات كل 10 s لكل حيوان وسجل النتائج كمتوسط ± SEM. حدد فترات الاهتمام المحددة داخل برنامج القياس عن بُعد.
  7. حدد الخط الأساسي على أنه آخر 30 s من فترة الراحة التي تستمر 3 min بعد وضع الحيوان على جهاز المشي، عندما ينخفض مستوى النشاط الحركي إلى أقل من 10 mG.
  8. بالنسبة لبروتوكول التمرين، حدد آخر 30 s من كل مستوى سرعة تم إكماله بنجاح. استبعد البيانات من أي مستوى فشل فيه الحيوان ومن جميع المستويات اللاحقة.
    ملاحظة: يؤدي استبعاد المستويات الفاشلة إلى تقليل تدريجي في حجم العينة عند مراحل السرعة الأعلى.

النتائج

تم الحصول على النتائج الموضحة في قسم "النتائج التمثيلية" من 20 جرذًا بالغًا من سلالة Wistar (ذكور؛ 250–400 g).

الشكل 5 يُوضح الفرق بين الإشارات التيليمترية (عن بُعد) النموذجية عالية الجودة ومنخفضة الجودة المسجلة من حيوان في حالة راحة. الشكل 5أ و الشكل 5ب تقديم أمثلة على عالي-بيانات عالية الجودة. تخطيط كهربائية القلب (ECG) في الشكل 5أ ذات جودة عالية، حيث تظهر فيها موجات/مركبات P و QRS و T بدقة ووضوح، مع حد أدنى من انزياح الخط القاعدي أو تداخل خطوط الطاقة. وبالمثل، فإن إشارة الجهاز التنفسي في الشكل 5ب تُظهر الجودة المتوقعة، مع دورات تنفسية واضحة وعالية الدقة. وعلى العكس من ذلك، الشكل 5ج و الشكل 5D عرض أمثلة على الإشارات منخفضة الجودة. يظهر تخطيط كهربائية القلب منخفض الجودة في شكل 5C تتميز بتداخل كهربائي عالٍ، مثل مثل ضوضاء خطوط الطاقة البارزة بتردد 50/60 هرتز، أو تذبذب خط الأساس الملحوظ. كما تظهر الإشارة مركبات واهنة أو غائبة (مركبات QRS صغيرة أو مسطحة)، مما يجعل الفصل الدقيق للدورات القلبية أمراً صعباً. أما إشارة التنفس رديئة الجودة في الشكل 5D ويعاني بالمثل من تذبذب عالٍ في خط الأساس وضعف في الدورات، مما يعيق بشدة التحديد الموثوق لدورات التنفس، حتى عندما يكون الحيوان مستقرًا.

figure-results-1
الشكل 6: صورة لجرذ Wistar أثناء التمرين (الخطوة 6). يقوم الجرذ بالتمرين على جهاز سير كهربائي أحادي المسار (سرعة السير = 20 cm.s-1) مجهز بسترة القياس عن بُعد، وأقطاب كهربائية، وجهاز إلكتروني. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

تم الحصول على البيانات المعروضة في الشكل 7A–C من أربعة ذكور من جرذان Wistar، تزن ما بين 330 و 340 g ويبلغ عمرها 10 أسابيع عند وصولها. تم تزويد الجرذان بسترة القياس عن بُعد لمدة 5 أيام متتالية (من اليوم 1 إلى اليوم 5). تضمنت كل جلسة تجهيز الحيوان يليه تسجيل لمدة 3 h في القفص المنزلي. وقد أُجري تحليل الفيديو يدويًا لتحديد السلوكيات المرتبطة بالتغيرات الفسيولوجية.

تسببت أول جلستي تعويد في إحداث إجهاد أكثر وضوحاً، تمثل في زيادة معدل ضربات القلب (HR) (ما بين 400 و500 bpm) ومعدل التنفس (RespR) خلال الساعة الأولى بعد تركيب الجهاز. وقد تزامنت فترات التنشيط الفسيولوجي العالي هذه مع نشاط استكشافي مكثف (الشم، والوقوف المتكرر على الأرجل الخلفية) والتنظيف الذاتي كما لوحظ عبر الكاميرا. وعلى العكس من ذلك، يُتوقع أن يؤدي بروتوكول التعويد لمدة 3–5 أيام الموصوف سابقاً، عند تنفيذه بشكل صحيح، إلى تخفيف هذا التحفيز الأولي.

في اليوم الثالث من مرحلة التعود، عاد معدل ضربات القلب (HR) ومعدل التنفس (RespR) إلى قيم الأساس بشكل أسرع، حيث استقرا عند 350 bpm و 100 brpm تقريبًا على التوالي، وذلك بعد حوالي 35 min من عملية التركيب.

figure-results-2
الشكل 7: الاستقرار الفسيولوجي على مدار أيام التعود المتتالية (الخطوة 4). توضح اللوحات (A) معدل ضربات القلب (HR; bpm)، و(B) معدل التنفس (RespR; brpm)، و(C) مستوى النشاط (AL; mG) خلال ساعة واحدة من الاستقرار بعد تركيب سترة القياس عن بُعد. جُمعت البيانات على مدار 5 أيام تعود متتالية (n=4؛ ذكور، مجموعة مستقلة). تُمثل البيانات كمتوسط ± SEM تم حسابه كل 5 min. تبرز الخطوط السميكة اليوم الأول من التعود (علامات دائرية أرجوانية) واليوم الأخير من التعود (علامات مثلثات خضراء). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

تم الحصول على النتائج من مجموعتين تجريبيتين تتكون كل منهما من ثمانية جرذان أكملت بنجاح إجراء التعود على جهاز المشي. وقد أُدرجت هذه الحيوانات في تجربتين مستقلتين أجراهما باحثون مختلفون. في المجموعة الأولى (المجموعة 1؛ الخطوط الزرقاء)، تمكنت جميع الحيوانات من الجري بالسترة حتى سرعة 30 cm.s-1، حيث أكمل 7 من أصل 8 حيوانات السرعة القصوى البالغة 40 cm.s-1 دون الوصول إلى الحد الأقصى من الصدمات الكهربائية. وعلى العكس من ذلك، في المجموعة الثانية (المجموعة 2؛ الخطوط البرتقالية)، توجب إيقاف 7 من أصل 8 حيوانات عند سرعة 20 cm.s-1 بسبب وصولها إلى معيار نقطة النهاية الأخلاقية الإنسانية المتمثلة في 10 صدمات كهربائية.

يوضح الشكل 8 أمثلة فردية من المجموعتين. لقد تم إنهاء بروتوكول التمرين للجرذ 0 قبل أوانه، حيث بدأت فترة التعافي بمجرد إيقاف جهاز المشي، وهو ما حدث قبل أن يتمكن الحيوان من إكمال مرحلة السرعة 20 cm.s-1. وعلى العكس من ذلك، أكمل الجرذ 1 بروتوكول التمرين بنجاح، مظهرًا تكيفًا فسيولوجيًا تدريجيًا بعد زيادة أولية عند بدء التمرين على جهاز المشي. تميز هذا التكيف بزيادة تدريجية في معدل ضربات القلب HR (الشكل 8A)، ومعدل التنفس RespR (الشكل 8B)، وطول التنفس AL (الشكل 8C) عبر مراحل السرعة المختلفة، مع استمرار النشاط الفسيولوجي المرتفع حتى الإكمال الناجح لمرحلة 40 cm.s-1. وعند إيقاف جهاز المشي، بدأت مرحلة التعافي، والتي تميزت بانخفاض في HR (الشكل 8A)، وRespR (الشكل 8B)، وAL (الشكل 8C)، والتي عادت تدريجيًا إلى مستويات الخط الأساسي.

figure-results-3
الشكل 8: الاستجابات الفسيولوجية الفردية أثناء بروتوكول التمرين المثلث (الخطوة 6). تُظهر اللوحات (A) معدل ضربات القلب (HR; bpm)، و(B) معدل التنفس (RespR; brpm)، و(C) مستوى النشاط (AL; mG) لحيوانين: الجرذ 1 (ذكر)، والذي أكمل مرحلة السرعة القصوى، مما يدل على التدريب السليم، والجرذ 0 (ذكر)، الذي توقف عن النشاط في مرحلة السرعة 20 cm.s-1. تشير الخطوط المتصلة إلى الفترات التي كان فيها الحيوان يجري، بينما تمثل الخطوط المنقطة فترة التعافي التي تلت توقف النشاط على جهاز المشي. تشير مرحلة الإحماء إلى فترة 5 min بسرعة 5 cm.s-1 بعد بدء تشغيل جهاز المشي وقبل البدء الفعلي للاختبار. تم تمثيل البيانات كمتوسط تم حسابه كل 30 s. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

كما هو موضح في الشكل 9، سُجلت قياسات خط الأساس للمجموعة 1 على جهاز المشي كالتالي: معدل ضربات القلب (HR) عند 395±14 bpm، ومعدل التنفس (RespR) عند 177±15 brpm، والتحميل الجانبي (AL) عند 15±2 mG. وقاس جهاز المراقبة زيادة فسيولوجية أولية تمثلت في: HR (+26%, +101 bpm) (الشكل 9A)، وRespR (+46%, +82 brpm) (الشكل 9B)، وAL (+1210%, +189 mG) (الشكل 9C) ناتجة عن بدء التشغيل على جهاز المشي مقارنة بخط الأساس. كما قِيست زيادة فسيولوجية ناتجة عن التمرين بسرعة 40 cm.s-1 للمجموعة 1: HR (+28%, +110 bpm) (الشكل 9A)، وRespR (+71%, +126 brpm) (الشكل 9B)، وAL (+2839%, +443 mG) (الشكل 9C) عند مقارنتها بـ BL. وسُجلت قيم BL مماثلة للمجموعة 2: HR عند 399±18 bpm، وRespR عند 150±15 brpm، وAL عند 11±3 mG. وقاس جهاز المراقبة زيادة فسيولوجية ناتجة عن التمرين حتى سرعة 20 cm.s-1 تمثلت في: HR (+23%, +90 bpm)، وRespR (+81%, +122 brpm)، وAL (+1555%, +171 mG) عند مقارنتها بخط الأساس. ولم يتم مقارنة القيم للسرعات الأعلى لهذه المجموعة نظراً لأن حيواناً واحداً فقط وصل إلى مراحل السرعة تلك (الشكل 9D).

على الرغم من هذه الاختلافات، أظهرت المجموعتان زيادة أولية كبيرة في HR وRespR وAL عند بدء استخدام جهاز المشي، تلتها زيادة تدريجية ومتماثلة في هذه المعايير مع زيادة سرعة جهاز المشي.

figure-results-4
الشكل 9: المعايير الفسيولوجية وملفات التعافي عبر المجموعات التجريبية المستقلة. تُظهر اللوحات (A) معدل ضربات القلب (HR; bpm)، و(B) معدل التنفس (RespR; brpm)، و(C) مستوى النشاط (AL; mG) خلال مرحلة سرعة التمرين القسري في البروتوكول المثلث (الخطوة 6) ومرحلة التعافي اللاحقة. البيانات معروضة للمجموعة 1 (باللون الأزرق؛ n = 8 ذكور) والمجموعة 2 (باللون البرتقالي؛ n = 8 ذكور)، والتي تم الحصول عليها من تجربتين مستقلتين أجراهما باحثون مختلفون في أوقات مختلفة. (D) عدد الحيوانات التي أكملت مرحلة السرعة. تم تمثيل البيانات كمتوسط ± SEM باستثناء اللوحة D التي تمثل تعداد الحيوانات. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

المناقشة

يُقدِّم هذا البروتوكول طريقة بسيطة وغير جارحة لمراقبة تكيُّف جهاز القلب والرئة في القوارض أثناء إجراء اختبار التمرين التدريجي (IET)25هذا الأسلوب ذو صلة كبيرة ليس فقط بدراسة فيزيولوجيا التمرين، ولكن أيضًا بالبروتوكولات التي تهدف إلى الكشف عن التغيرات الوظيفية الناتجة عن النماذج المرضية والتي قد لا تكون واضحة في حالة الراحة2,3.

على الرغم من أن البروتوكول مُصمم ليسهل تنفيذه، يجب إيلاء اهتمام خاص لاختيار المقاس المناسب للسترة. تمثل مراحل التعود على السترة وجهاز المشي الخطوات الأكثر أهمية. علاوةً على ذلك، فإن التحقق من جودة الإشارة قبل بدء التسجيل أمر ضروري. ولضمان موثوقية البيانات، قد تتطلب هذه الجوانب المختلفة إجراء تعديلات أو استكشاف الأخطاء وإصلاحها. وتُفصّل أدناه هذه نقاط التحقق.

التحقق من ملاءمة الجاكيت

إذا نجح الحيوان في إزالة غلافه خلال فترة التعود أو بدى غير مرتاح، فتحقق مجددًا من ملاءمة الحجم للتأكد من اختيار المقاس الصحيح، وذلك بالإشارة إلى التعليمات الصادرة عن الشركة المصنعة'توصيات تحديد الحجم23. إذا كان يمكن تزويد الحيوان بالسترة ولكن لا تزال هناك شكوك حول مدى ملاءمتها، فحاول تمرير إصبع بين السترة والحيوان’افحص كتف الحيوان للتأكد من أن الأحزمة الصدرية لا تضغط عليه بشكل مفرط’يجب أن يكون الجسم مرتخًٍا بشكل كافٍ بحيث يمر إصبع من خلاله بسهولة، ويجب أن تظل القماشة ناعمة عند شدّ الجاكيت بلطف. إذا كان إدخال الإصبع صعبًا أو لوحظ ضغط مفرط من القماشة، فيجب إزالة الجاكيت لأن الحيوان يكون عرضة للانضغاط. على النقيض، فإن الجاكيت الكبير جدًا لن يبقى في مكانه لفترة طويلة بعد تركيبه، ويُسهل على الحيوان خلعه. وحتى لو أمكن تركيب جاكيت كبير جدًا، فإنه يميل إلى الانزياح إلى الخلف خلف عضدي الكتف. وإذا تحرك الجاكيت ولو قليلًا، فقد يُدخل الحيوان أحد مخالبه من الحافة الخارجية ويُخلع الجهاز بأكمله في النهاية.

التأقلم & تركيب الجاكيت

تُعد مرحلة التأقلم خطوةً حرجة لتقليل التوتر في يوم التجربة. في الواقع، يمكن حتى للإجراءات غير الجراحية أو التعامل الروتيني أن يُحفِّز استجابات توتر مؤقتة26,27تتيح فترة التأقلم لكل من الحيوانات والقائمين على التجربة التعرف على الإجراء، وتمكن الحيوانات من التكيف التدريجي مع الوزن الإضافي لجهاز القياس عن بعد (حوالي 15 غرامًا)، والذي يمثل أقل من 10% من وزن جسم جرذ بالغ ضمن المدى الوزني الموصى به.

بينما تم استخدام فترة تأقلم مدتها خمسة أيام في هذا البروتوكول، فإنها تمثل مدة تقريبية ويمكن تعديلها حسب الحاجة. في الواقع، النتائج في الشكل 7A–ج تُظهر النتائج أن قيم المعدل القلبي (HR)، ومعدل التنفس (RespR)، ومستويات النورإبينفرين (AL) المسجلة بعد ساعة من الاستقرار قد استقرت عند حالة توازن بعد ثلاثة أيام، مما يؤكد الدراسات السابقة17,19,21 الذي استخدم بروتوكولاً مدته ثلاثة أيام بنجاح. على أي حال، ينبغي اعتبار عدم تطبيع وظائف القلب والتنفس خلال جلسة التأقلم مؤشراً قوياً على عدم ارتياح الحيوان، وبالتالي على عدم كفاية التأقلم. إذا حدثت هذه الظاهرة بغض النظر عن مدى ملاءمة السترة، يُوصى بشدة بالتحقق من الجرذان' البيئة وظروف الإسكان للقضاء على عوامل الإجهاد المحتملة28,29. علاوةً على ذلك، من الضروري التمييز بين السلوكيات العابرة، مثل محاولات عضّ الغلاف أو إفراز البورفيرينات (دموع حمراء)، التي تُحفَّز بشكل أساسي بسبب التعرّض لموقف غير مألوف26، من التردد المستمر في ارتداء السترة، وهو ما يظل استثنائيًا. في الحالة الأولى، ينبغي أن تتناقص تكرارية هذه السلوكيات تدريجيًا مع تقدم التأقلم، مما يشير إلى أن الحيوان’ومن ثمَّة فإن القبول التدريجي للإجراء يُعدُّ عاملاً مهمّاً. وفي الحالة الثانية، لا يقلّ تردّد الحيوان في ارتداء السترة، وقد يُشكّل التعرّض المتكرّر تعزيزًا سلبيًّا. في التجارب المقدَّمة في هذه المقالة، حاول أحد الجرذان الستة عشرة فقط عضَّ السترة في اليوم الأول من فترة التأقلم، ولم يُلاحظ هذا السلوك في الجلسات اللاحقة. وعلى الرغم من أن جميع الحيوانات تحمّلت في النهاية ارتداء السترة، يبقى احتمال أن يرفض فردٌ معينٌ ارتداءها بشكلٍ متكرّر، مما يستدعي استبعاده.

تَعوِيد الجري على السير وبروتوكول المثلث

على الرغم من يُستخدم بروتوكول التعود المقترح بشكل شائع30,31؛ النتائج المتناقضة التي تم الحصول عليها من التجربتين المنفصلتين تعكس التباين الطبيعي في الاستجابات بين الأفراد والمجموعات. وعلى الرغم من الخضوع لنفس إجراء التعود القياسي، فقد وصلت المجموعة 2 إلى الحد الأخلاقي للصدمات الكهربائية عند مراحل سرعة أقل، مما يوحي بعدم كفاية التكيف للوصول إلى سرعات التمرين المستهدفة. ومن الجدير بالذكر أن معدل ضربات القلب كان أعلى في المجموعة 2 مقارنة بالمجموعة 1 عند السرعة 20 سم.ث⁻¹⁻1 على الرغم من قيم الأساس المتشابهة، ما قد يعكس استجابة متزايدة للإجهاد، أو لياقة قلبية تنفسية أقل، أو تباينًا فرديًا؛ إلا أن الحجم المحدود للعينة (ن=1 في المجموعة 2 بعد هذه السرعة) يحول دون إجراء أي تفسير قاطع. هذا يُبرز ضرورة المراقبة المستمرة أثناء التعود، من أجل تعديل البروتوكول ديناميكيًا ومراعاة العوامل البيئية أو الخصائص الخاصة بالزمرة التي تُسهم في التباين بين التجارب. ولضمان التحضير الكافي، يجب لكل حيوان'يجب تتبع تقدم الحيوانات وعدد الصدمات المستلمة على مدار الفترة العشرية طوال فترة التعود، مما يسمح بإجراء تعديلات على البروتوكول بناءً على تقييمات منتظمة للتقدم الفردي نحو السرعات القصوى المستهدفة في الاختبار التدريجي. كمؤشر عام، عادةً ما يحتاج الحيوانات إلى الجلسات الثلاث الأولى لتكيّفها مع الركض على جهاز المشي بسرعات منخفضة (أقل من 10)–20 سم.ث⁻¹⁻1)، قبل التسامح تدريجيًا مع سرعات أعلى (20–30 سم.ث⁻¹⁻1) على الجلسات الوسيطة (اليوم 3 إلى 6). بحلول جلسات التعود الأخيرة، ينبغي أن تكون الحيوانات المتأقلمة جيدًا قادرة على الحفاظ على السرعة المستهدفة (حوالي 40 سم.ث⁻¹)⁻1) قبل اليوم 10 طوال مدة الجلسة بالكامل دون الوصول إلى حد الصدمة. يُوصى بإجراء جلسة تدرّج تمهيدية للتحقق من كل حيوان'قُدرة الحيوان على الوصول إلى السرعة المستهدفة. تُعد هذه الخطوة فحصًا نهائيًا يسمح بتمديد فترة التأقلم للحيوانات التي لا تُكملها بشكل مرضٍ. في النهاية، من الضروري التأكيد على أن جلسات التأقلم تبقى دون الحد الأقصى؛ حيث لا ينبغي أن تمثل تدريبًا بدنيًا أو أن تؤثر على الأداء خلال اختبار التحمل اللاحق (IET)30,31. بدلاً من أن يمثل ذلك فشلاً منهجيًا، فإن تضمين كلا النتيجتين هنا أمر مقصود، لأنه يزوّد المستخدمين بتوضيح واقعي لمدى الاستجابات التي يمكن توقعها في الممارسة العملية. ويُخدم هذا البروتوكول غرضين معًا: تأقلم الحيوانات مع المعدات، وتحديد الحيوانات التي لا يمكنها أداء التمرين المطلوب. بينما 'غير العدّائين' غالبًا لا تُذكر في التقارير المنشورة، لكن الأدبيات تشير إلى أن أكثر من 10% من الجرذان قد تفشل في إتمام التأقلم32وبالتالي، ينبغي تحديد هؤلاء الأفراد مبكرًا واستبعادهم من الدراسة. نظرًا لإمكانية استبعاد الحيوانات بسبب عدم الامتثال للجهاز الرياضي أو رفض سترة المراقبة، يُوصى بتضمين حيوان أو اثنين إضافيين لكل مجموعة للحفاظ على حجم عينة كافٍ من الناحية الإحصائية.

جودة الإشارة

سيناريو شائع آخر لاستكشاف الأخطاء وإصلاحها يتضمن معالجة جودة إشارة التسجيل الضعيفة (كما هو موضح في الشكل 6, "النتائج النموذجية"). إذا استمرت جودة تخطيط القلب الكهربائي ضعيفة بعد 2–3 دقائق (الزمن اللازم لتكوين هلام الاتصال المناسب بين الجلد والقطبين الكهربائيين)، يمكن اتخاذ الإجراءات التصحيحية التالية: 1. التحقق من وجود تداخل: تأكد من عدم وجود طيات في الجلد أو في سترة الرصد أو من نمو فرو جديد يعوق تماس الأقطاب الكهربائية. 2. تحسين التوصيلية: قم بتدليك الجلد بلطف فوق الأقطاب الكهربائية. وإذا لزم الأمر، طبّق هلامًا موصلًا إضافيًا مباشرةً على النقاط السوداء الموجودة في منتصف الجانب اللاصق للأقطاب. 3. فحص المعدات: افحص الأقطاب والأسلاك بعناية بحثًا عن أي علامات تلف، وفكر في استبدال الأقطاب إذا بقيت جودة الإشارة ضعيفة أو إذا كان هناك تلف ظاهر. إذا كانت إشارة استجابة التمدد والانكماش الصدري (RIP) مشوشة، فتحقق أولًا من مقاس السترة وسلامة الحساسات المخاطة داخليًا. إذا كان المقياس غير مناسب أو كانت الحساسات تالفة، يجب استبدال السترة، لأن هذا هو الحل الفعّال الوحيد لاستعادة جودة الإشارة. قد تنخفض جودة الإشارة الكلية عند السرعات الأعلى مقارنةً بالتسجيلات الأساسية، وذلك بسبب الضوضاء الميكانيكية الناتجة عن الحركة والتي تظهر على شكل تذبذب متزايد في خط الأساس وآثار حركية. وقد وُصف تأثير هذه الآثار والأساليب المقابلة للتقليل منها بشكل مفصل في مصادر أخرى.21.

تستخدم هذه الدراسة سترة مخصصة للقوارض لتقييم وظائف فسيولوجية متعددة (القلب، التنفس، والحركة) أثناء ممارسة التمرين التدريجي على جهاز المشى الكهربائي. أظهرت الدراسات السابقة أن هذا الجهاز يُنتج نتائج مماثلة للطرق الغازية في تقييم الوظائف القلبية16,33,34 والتنفسي15 وظائف، والتي تُعتبر المعيار الذهبي. ومع ذلك، فإن معظم هذه الطرق الغازية تكون بشكل عام غير متوافقة مع بروتوكولات التمرين التي تُجرى على الحيوانات الحرة الحركة. ولا يُمكن استخدام مستشعرات التلمسح القابلة للزراعة إلا في هذه الحالة (للاطلاع على مراجعة، انظر35) يجعل هذا النوع من التجارب ممكنًا. ومع ذلك، يتطلب زرع هذه المستشعرات جراحة مكثفة، قد تؤثر على رفاهية الحيوان من خلال الألم ما بعد الجراحي، أو موقع الجروح الجراحية، أو عدم الراحة المرتبطة بحجم الجهاز، وقد تُحدث في النهاية تغيرات في الحيوان'النمط الظاهري أو القدرة على أداء التمرين8,9,36. في هذا السياق، يُعد الحفاظ على الحيوان’تمثّل المحافظة على السلامة البدنية أثناء التحقيق ميزة رئيسية كبيرة لهذه الطريقة. علاوةً على ذلك، فإن الأجهزة الخاصة بالأيض والتي تُشبه أجهزة الجري تسمح بقياس استهلاك الأكسجين (figure-discussion-1) وإنتاج ثاني أكسيد الكربون (figure-discussion-2)، فإنها لا توفر مؤشرات وظيفية مباشرة للأداء القلبي أو التنفسي. النظام اللاسلكي الخارجي المستخدم في هذا البروتوكول متوافق مع هذا الجهاز، ويعالج هذه الفجوة من خلال تكملة النقاط النهائية التي يمكن الوصول إليها من خلال هذه المنهجيات بشكل فعّال. وأخيرًا، وعلى الرغم من أن سرعة جهاز المشي غالبًا ما تُستخدم كمقياس بديل للعمل الميكانيكي المنجز أثناء اختبار التحمل المحفز داخليًا (IET)، فإن دمج مقياس التسارع يمكّن من قياس النشاط الحركي (actigraphy) بشكل مباشر، مما يوفّر بيانات أكثر ثراءً حول نشاط الحيوان ويسمح بتحليل الحركة يتجاوز مجرد قياس سرعة الحركة.

بخلاف علم وظائف الأعضاء الرياضي، قد يكون لهذا النظام الاستشعاري المزود بسترة تطبيقات أوسع في البيئات التجريبية التي تتطلب مراقبة غير جراحية لوظائف القلب والجهاز التنفسي أثناء الحركة. وبعد التأقلم المناسب، تم تنفيذ تسجيلات طويلة الأمد تصل إلى 48 ساعة33، مما يفتح آفاقًا لدراسات الفسيولوجيا المرتبطة بالدورات اليومية أو النوم، فضلاً عن بروتوكولات المراقبة الطولية. وبالإضافة إلى بروتوكول التمرين المذكور هنا، تم تطبيق هذه التكنولوجيا بالفعل في سياقات أخرى، تشمل توصيف الصفات الظاهرية القلبية الوعائية في نماذج الأمراض، حيث تم مؤخرًا الإبلاغ عن معايير مشتقة من تخطيط القلب الكهربائي وتغير معدل ضربات القلب في نماذج الجرذان لاعتلال عضلة القلب الإقفاري20 واضطراب وظيفة القلب والأوعية الدموية المرتبط بالمرض الكلوي المزمن37، مما يوضح مدى قابليته للتطبيق خارج سياقات التمرين الحاد. قد يكون هذا النهج مفيدًا أيضًا في تطبيقات ما قبل السريرية الأخرى التي تتضمن نشاطًا تلقائيًا أو نشاطًا مُحفَّزًا بتحديات، بما في ذلك نماذج النوبات أو الصرع، ودراسات علم الصيدلة السلامة17,19ومراقبة التعافي بعد الجراحة38على الرغم من أن هذه التطبيقات لم تُقيَّم بشكل خاص في الدراسة الحالية، فإنها تُظهر مرونة منصة المراقبة غير الجراحية هذه وإمكاناتها الترجمية. تُعاني الطريقة الحالية من عدة قيود تتطلب أخذها بعين الاعتبار. أولاً، البروتوكول المقترح عام ومُصمم للحيوانات السليمة. وبالتالي، قد يختلف ملاءمة وتحمل الجاكيت باختلاف حجم الحيوان وتركيبه الجسدي والسلالة والجنس والحالة الفسيولوجية، مما قد يحد من إمكانية تطبيقه على الحيوانات الصغيرة جدًا أو البدينة أو المريضة. علاوةً على ذلك، يجب على الباحثين الذين يعملون مع نماذج محددة (مثل الحيوانات البدينة) أن يُعدّلوا برنامج التمرين بشكل مستقل عن نظام القياس.

يُوصى بشدة بإجراء اختبار أولي على مجموعة صغيرة من الحيوانات لتقييم دقيق للقيود المحتملة قبل تنفيذ التجربة الرئيسية. وتجدر الإشارة أيضًا إلى أن هذا البروتوكول تم تطويره باستخدام نظام استطلاع ذو سترة مخصصة تجارية. وعلى الرغم من أن المبادئ العامة الموضحة هنا قابلة للتطبيق على نطاق واسع، فقد تختلف خصائص الأداء مثل جودة الإشارة، ومدى ملاءمة السترة، وتنسيق إخراج البيانات، عن تلك الخاصة بمنصات الاستطلاع الأخرى. لذلك يُشجَّع الباحثون على التحقق من صحة نظامهم المحدد قبل إجراء التجربة الرئيسية. بالإضافة إلى ذلك، وفي ضوء الجوانب الأخلاقية والمجتمعية للبحث ما قبل السريري، قد يُثار التساؤل حول استخدام منبه كاره خفيف (تحفيز كهربائي منخفض الشدة) للتحكم في التمرين، كما هو معروض هنا. وعلى الرغم من تزايد الرقابة التنظيمية، لا يزال هذا الأسلوب هو الطريقة الأكثر انتشارًا. كما استُعرض مؤخرًا من قِبل أوкамوتو وآخرون39، لا يزال الخيار المفضل عندما يتطلب الأمر تحكماً دقيقاً في شدة ومدة التمرين. على العكس، عندما لا يكون التحكم الصارم في التمرين ضرورياً، تقترح بعض الدراسات استبدال التحفيز الكهربائي بمحفزات قد تكون أقل إزعاجاً، مثل الهواء المضغوط، أو المؤثرات اللمسية، أو الضوضاء (للاطلاع على مراجعة، انظر40وبالمثل، تم استكشاف استخدام النماذج القائمة على المكافأة كبديل للمنبهات السلبية على مدى أكثر من عقد من الزمان41؛ ومع ذلك، لم تُنشأ بعد بروتوكولات تدريب قياسية تعتمد فقط على التعزيز الإيجابي. وتتمثل التطبيقات المحتملة لهذه الطريقة في مجالات بحثية محددة وفي السياقات التعليمية على حد سواء. في البيئات البحثية، يمكن تطبيق هذا الأسلوب على نطاق واسع في الدراسات التي تتطلب بروتوكول تمارين خاضعًا للرقابة لتقييم وظيفة الجهاز القلبي التنفسي. وتشمل تطبيقاته الرئيسية ما يلي: أولاً، إجراء اختبارات تمارين يمكن مقارنتها بتلك المستخدمة لدى البشر لتقييم دقيق لقدرة التكيف للجهاز القلبي التنفسي في الظروف السليمة والمرضية؛ ثانيًا، توحيد بروتوكولات التدريب أو إعادة التأهيل عبر مختلف نماذج الحيوانات للأمراض التجريبية؛ ثالثًا، تسهيل المراقبة الطولية للتأثيرات الفسيولوجية الناتجة عن التدريب أو إعادة التأهيل على مدى فترات زمنية ممتدة؛ رابعًا، اكتشاف التغيرات الفسيولوجية، مثل تلك المرتبطة بقصور القلب، التي قد لا تكون ظاهرة لدى الحيوانات في حالة الراحة. ومن منظور تربوي، يُقدِّم هذا النموذج مزايا كبيرة للتدريب العملي في الجامعات، وبالتالي يلتزم مباشرة أو غير مباشرة بمبادئ الـ3Rs4 : “تحسين”, “اختزال” و “استبدال” في استخدام الحيوانات. ويشجع “تحسين” بفضل طبيعته غير الجراحية تمامًا، وبالتالي الحفاظ على الحيوان’سلامتها الفيزيائية، على عكس الطرق التقليدية لدراسة وظائف القلب والجهاز التنفسي. علاوة على ذلك، يسمح هذا النهج متعدد الأنماط للطلاب بدراستي وظائف القلب والجهاز التنفسي باستخدام نظام واحد خلال جلسة واحدة، مما يوفّر توضيحًا متكاملًا للتوازن الفسيولوجي. وهذا يساهم بشكل غير مباشر في “اختزال” في أعداد الحيوانات. وفي السياق التعليمي، يمكن لهذا النظام أن يدعم أيضًا “استبدال” من خلال تمكين إنشاء قواعد بيانات فسيولوجية واقعية تُكمّل التدريب العملي والتعلم القائم على المحاكاة في تعليم الفسيولوجيا لتوضيح طيف واسع من السيناريوهات الفسيولوجية42بالفعل، فإن سيناريوهات استكشاف الأخطاء وإصلاحها الموضحة في هذا البروتوكول تُعدّ ذات قيمة كبيرة لأغراض تعليمية، لأنها توفر أمثلة مستمدة من ظروف تجريبية حقيقية يمكن من خلالها توضيح التباين بين الأفراد والتحديات التقنية. ومع قيام الجامعات بزيادة استخدام أدوات المحاكاة كوسيلة مكملة أو بديلة لاستخدام الحيوانات، يصبح من المهم توفر مثل هذه الأمثلة. علاوةً على ذلك، يمكن أن يُزوّد إثراء التسجيلات الفسيولوجية ببيانات مرئية تم الحصول عليها خلال هذا البروتوكول الطلاب بسياق بصري، بما في ذلك أمثلة على الحيوانات غير المستجيبة، مما يعزز من التفسير والتعلّم.

الإفصاحات

تيموثي فليني وشارل إينارد هما موظفان ومساهمان في شركة ETISENSE SAS. وأغاتا كامبير موظفة في شركة ETISENSE SAS. وشركة ETISENSE SAS هي الشركة التي تصنع نظام القياس عن بُعد ذو الغلاف المستخدم في هذا البروتوكول.

شكر وتقدير

تم الحصول على هذه النتائج كجزء من مشروع LEARN (23FC3R-001)، والذي تم دعمه بمنحة FC3R "الأدوات الرقمية"42. وقد دعم هذا الدعم المالي من GIS FC3R، باستخدام أموال تديرها Inserm، تطوير منصة رقمية للتعليم العالي مخصصة لعلم الفسيولوجيا التجريبي.

تم استخدام الذكاء الاصطناعي التوليدي لتحرير اللغة وتحسين المخطوطة لتعزيز الوضوح وسهولة القراءة. وقد قام المؤلفون بمراجعة المخرجات وتحريرها حسب الحاجة، وهم يتحملون المسؤولية الكاملة عن المحتوى النهائي للمخطوطة.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
كاميرا عين السمكة 6 MPXReolink, Hong Kong, ChinaFE-Wتُستخدم لمراقبة الحيوانات أثناء فترة التعود.
ماكينة حلاقةAesculap Schermaschinen, Suhl, GermanyClipper Aesculap Exacta GT416تُستخدم لإزالة الشعر. ويمكن استخدام ماكينة حلاقة بديلة تعمل بسلك أو بالبطارية وبقدرة حلاقة تبلغ 0.1 mm.
كمبيوتر مزود بمتصفح ويبأي موردN/Aيُستخدم لفتح برنامج القياس عن بُعد وتسجيل الفيديو. يمكن استخدام أي كمبيوتر مزود بمتصفح ويب حديث.
أقطاب تخطيط كهربائية القلب السطحية اللاصقة المخصصة للاستخدام مرة واحدةETISENSE, Lyon, FranceELEC-R-1PAIRأقطاب Ag/AgCl سطحية يتم وضعها تحت السترة لتسجيل ECG. 
جل تلامس ECG ASEPT INMED, QUINT-FONSEGRIVES, FranceUni Gel ECG, 251005يُستخدم لتحسين التلامس والالتصاق لأقطاب ECG. يمكن استخدام أي جل تلامس ECG.
محطة تخدير غازيTEM SEGA, Saint-Médard-en-Jalles, FrancePortico veterinary gas anesthesia station with ISOTEC 3 evaporatorتُستخدم لتخدير الحيوان أثناء حلاقة الشعر. يمكن استخدام أي محطة تخدير مكافئة للقوارض.
شاشأي موردN/Aيُستخدم لتجفيف المنطقة المحلوقة بعد التنظيف. أي شاش ماص معقم أو غير معقم يكون مناسباً.
سترة مجهزة بأدوات ETISENSE, Lyon, FranceJKT-RAT-T1سترة قياس عن بُعد مزودة بحساسات تنفسية تُستخدم لتثبيت الأقطاب وجهاز الإرسال في مكانهما. تتوفر بأحجام مختلفة اعتماداً على وزن الحيوانات وسلالاتها، يرجى الرجوع إلى جداول الاختيار الخاصة بالشركة المصنعة لاختيار الحجم المناسب23.
قثطرة وريدية بدون إبرةTERUMO, Laguna, PhilippinesSURFLO 22G 0,85x25 SR+OX2225C1تُستخدم لوضع الجل بدقة. يمكن إعادة استخدامها. يمكن استخدام أي مزيج مكافئ من الحقنة والقثطرة.
إيزوفلورينVirbac, Santé Animale, FranceVetflurane, 401346تركيبة بيطرية من الإيزوفلورين تُستخدم للتخدير الغازي أثناء حلاقة الشعر (1.5–5% في 20% أكسجين وهواء). يمكن استخدام أي إيزوفلورين بيطري مكافئ آخر. يُستخدم وفقاً للوائح المحلية.
أداة تركيب السترة ETISENSE, Lyon, FranceFTUB-R-BDأداة اختيارية، تُستخدم لتسهيل تركيب السترة على الحيوان بأقل قدر من التقييد.
جهاز مشي آلي BIOSEB, Vitrolles, FranceBX-TMجهاز مشي آلي أحادي أو متعدد المسارات يطلق صدمات كهربائية بقوة 0.2 mA.
قلم تخطيط دائمأي موردN/Aيُستخدم لتمييز الذيل لتحديد هوية كل حيوان بشكل فردي. أي قلم تخطيط دائم غير سام ومقاوم للماء يكون مناسباً.
مطهر للأسطحFranklab, Montigny le Bretonneux, FranceFB Spray, 10515يُستخدم لتنظيف الأجهزة بعد الاستخدام. يمكن استخدام أي مطهر أسطح خالٍ من الكحول.
حقنة بدون إبرة (1 أو 5 mL)BD, Pont-de-Claix, FranceBD Plastipak,303172تُستخدم لوضع الجل بدقة. يمكن إعادة استخدامها. يمكن استخدام أي مزيج مكافئ من الحقنة والقثطرة.
برنامج القياس عن بُعدETISENSE, Lyon, FranceLASA software v2.17 or later versionبرنامج لتحليل واكتساب البيانات الفسيولوجية قائم على الويب.
نظام قياس عن بُعد لاكتساب البيانات الفسيولوجيةETISENSE, Lyon, FranceDECRO systems : SYS-NANOACQ4, SYS-S2, SYS-S1 or equivalent يتوفر بتكوينات مختلفة اعتماداً على عدد الحيوانات.
جهاز إرسال عن بُعد، وحزمة بطاريات لاكتساب البيانات الفسيولوجيةETISENSE, Lyon, FranceEMET-HD-ACQ-REVGجهاز إرسال عن بُعد يسجل ECG، وإشارات التنفس، والتسارع ثلاثي الأبعاد، مع بطارية قابلة للشحن (عمر بطارية مستمر لمدة 12 ساعة). 
برنامج تسجيل الفيديوReolink, Hong Kong, ChinaReolink Client v8.17.6 or later versionيُستخدم لتسجيل الفيديو. يتوفر إصدار لنظام Windows أو Mac

المراجع

  1. Yan Z, et al. Cardiac effects of treadmill running at different intensities in a rat model. Front Physiol. 2021;12:774681.
  2. Kuczmarski JM, Unrath K, Thomas GD. Exaggerated cardiovascular responses to treadmill running in rats with peripheral arterial insufficiency. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2018;314(1).
  3. Dellavechia-De-Carvalho C, Rebelo MA, De-Moraes C, Papoti M. Aerobic capacity evaluation of Sprague Dawley rats in treadmill running: comparison between protocols. Braz J Med Biol Res. 2025;58.
  4. Russell W, Burch R. The principles of humane experimental technique. Methuen & Co. Ltd.; London; 1959.
  5. Hoymann HG. Lung function measurements in rodents in safety pharmacology studies. Front Pharmacol. 2012;3:156.
  6. Kramer K, Kinter LB. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 2003;13(3):197-205.
  7. Brown MB, et al. Novel assessment of haemodynamic kinetics with acute exercise in a rat model of pulmonary arterial hypertension. Exp Physiol. 2015;100(6):742-754.
  8. Hale E, et al. The rat telemetry assay and venous catheter access buttons for use in cardiovascular safety pharmacology assessments - surgical methods, refinements and colony maintenance. J Pharmacol Toxicol Methods. 2024;127:107517.
  9. Schuler B, et al. Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice. BMC Vet Res. 2009;5:28.
  10. Amrani A-IE, et al. Jacketed external telemetry in the guinea-pig. Toxicol Lett. 2012;211.
  11. Zeng T, Mott C, Mollicone D, Sanford LD. Automated determination of wakefulness and sleep in rats based on non-invasively acquired measures of movement and respiratory activity. J Neurosci Methods. 2012;204(2):276-287.
  12. Cotur Y, et al. Bioinspired stretchable transducer for wearable continuous monitoring of respiratory patterns in humans and animals. Adv Mater. 2022;34(33):2203310.
  13. Chui RW, et al. Assessment of two external telemetry systems (PhysioJacketTM and JETTM) in beagle dogs with telemetry implants. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(1):58-68.
  14. Authier S, et al. Safety pharmacology investigations in toxicology studies: an industry survey. J Pharmacol Toxicol Methods. 2013;68(1):44-51.
  15. Flenet T, et al. High-resolution respiratory inductive plethysmography in rats: validation in anesthetized conditions. Physiol Meas. 2017;38(7):1362-1372.
  16. Fontecave-Jallon J, et al. Inductive plethysmography in rats: towards a new standard for longitudinal non-invasive cardiac output monitoring in preclinical studies. Physiol Meas. 2018;39(9):095006.
  17. Fares R, et al. Non-invasive jacketed telemetry in socially housed rats for a combined assessment of respiratory system, electrocardiogram and activity using the DECRO system. J Pharmacol Toxicol Methods. 2022;117:107195.
  18. Penard L, et al. Implementation of cardiorespiratory monitoring in the juvenile minipig using a noninvasive jacketed telemetry system. Birth Defects Res. 2021;113(10):806.
  19. Fares R, Champeroux P. Simultaneous assessment of central nervous and respiratory systems using jacketed telemetry in socially housed rats: application of the 3Rs principles in core battery safety pharmacology studies. J Pharmacol Toxicol Methods. 2023;121:107268.
  20. Detrait M, et al. Cardiac sympathetic denervation mitigated ischemic cardiomyopathy progression in a rat model of sleep apnea. J Am Heart Assoc. 2025;14(11).
  21. Tanguy S, et al. Jacketed telemetry in rats: a novel non-invasive method for cardiorespiratory phenotyping during treadmill exercise. Lab Anim. 2025;59(2):215-225.
  22. Fares RP, Boire A, Eynard C, Flenet T. Simultaneous non-invasive telemetric electrocardiogram and respiratory measurement with a connected jacket (DECRO system) in rats. Research Square. 2020:10.21203/rs.3.pex-860/v1.
  23. ETISENSE. DECRO - Rat jacket specification and size selection. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/rat-table-selection-of-jackets.
  24. ETISENSE. DECRO - How to start and stop a data acquisition. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/make-and-stop-a-data-acquisition.
  25. Qin F, et al. Maximum oxygen consumption and quantification of exercise intensity in untrained male Wistar rats. Sci Rep. 2020;10(1):11520.
  26. Mason G, et al. Non-invasively assessing disturbance and stress in laboratory rats by scoring chromodacryorrhoea. Altern Lab Anim. 2004;32(1 Suppl):153-159.
  27. Delaunois A, Dedoncker P, Hanon E, Guyaux M. Repeated assessment of cardiovascular and respiratory functions using combined telemetry and whole-body plethysmography in the rat. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(2):117-129.
  28. National Research Council Committee on Recognition and Alleviation of Distress in Laboratory Animals. Recognition and alleviation of distress in laboratory animals. National Academies Press; Washington, DC; 2008.
  29. Conour LA, Murray KA, Brown MJ. Preparation of animals for research--issues to consider for rodents and rabbits. ILAR J. 2006;47(4):283-293.
  30. Reboul C, et al. Cardiac remodeling and functional adaptations consecutive to altitude training in rats: implications for sea level aerobic performance. J Appl Physiol. 2005;98(1):83-92.
  31. Goret L, et al. Training does not affect the alteration in pulmonary artery vasoreactivity in pulmonary hypertensive rats. Eur J Pharmacol. 2005;527(1-3):121-128.
  32. Garrigos D, et al. A handful of details to ensure the experimental reproducibility on the forced running wheel in rodents: a systematic review. Front Endocrinol. 2021;12:638261.
  33. Scorrano F, Stuber N, Dreessen K, Cordier V. Evaluation of a new telemetry jacket system for rats. Lab Anim. 2022;56(1):155.
  34. Fontana-Pires L, et al. Continuous non-invasive extraction of hemodynamic variables from thoracocardiographic signals using the ensemble averaging technique: validation in anesthetized rats without ventilatory support. Physiol Meas. 2025;46(12):125002.
  35. Laske TG, Garshelis DL, Iles TL, Iaizzo PA. An engineering perspective on the development and evolution of implantable cardiac monitors in free-living animals. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 2021;376(1830):20200217.
  36. Helwig BG, Ward JA, Blaha MD, Leon LR. Effect of intraperitoneal radiotelemetry instrumentation on voluntary wheel running and surgical recovery in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2012;51(5):600-608.
  37. Soulie M, et al. Altered ECG parameters with loss of cardiac variability and prolonged QTc in a non-diabetic chronic kidney disease rat model. Arch Cardiovasc Dis. 2024;117(6-7).
  38. Cambier A, et al. Refining the implementation of surgical protocols: benefits of non-invasive cardiorespiratory monitoring in rat. Lab Anim. 2022;56(1):152.
  39. Okamoto M, Hata T, Hiraga T, Soya H. Treadmill running model for rodents as a translational approach based on human physiological responses. In: Soya H, editor. Exercise Brain Stimulation for Cognitive Function and Mental Health. Singapore: Springer Nature Singapore; 2025.
  40. Poole DC, et al. Guidelines for animal exercise and training protocols for cardiovascular studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2020;318(5).
  41. Fantegrossi WE, Xiao WR, Zimmerman SM. Novel technology for modulating locomotor activity as an operant response in the mouse: implications for neuroscience studies involving exercise in rodents. J Neurosci Methods. 2013;212(2):338-343.
  42. FC3R. Digital tools - Call for project FC3R - LEARN (L3Rn) (23FC3R-001): development of an innovative platform for teaching experimental physiology in higher education. France: FC3R; 2024:https://www.fc3r.com/en/digital-tools-3-2023.html.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

التمرين على جهاز السير الكهربائيفسيولوجيا الجرذانمراقبة معدل ضربات القلبمعدل التنفسالنشاط الحركيالمراقبة غير الباضعةالتكيف الفسيولوجيرفاهية الحيوان

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.