يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

مشاركة الخبرات حول البقاء على المدى الطويل في نموذج زراعة كبد الفئران غير الشريانية

114 مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/71650

⸱

مايو 22, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Center, the Affiliated Hospital of Qingdao University, 2Institute of Organ Donation and Transplantation, Medical College of Qingdao University, 3Organ Transplant Center, Fujian Medical University Union Hospital

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

الهدف من هذا البروتوكول هو مشاركة الخبرة الجراحية المحسنة لإنشاء نموذج زراعة كبد الجرذان غير الشرياني، مع التركيز بشكل خاص على التحسينات التقنية التي تضمن بقاء الحيوان على المدى الطويل بعد 100 يوم.

الملخص

في زراعة الكبد التجريبية، يعد نموذج الفئران المعيار الذهبي للتحقيق في مناعة الزراعة والعمليات الأيضية؛ ومع ذلك، فإن إعادة بناء الشريان الكبدي الدقيق للغاية (~0.5 مم) يمثل تحديا تقنيا هائلا. لتجاوز ذلك، يستخدم نموذج زراعة كبد الفئران المبسط غير الشرياني (NArLT) على نطاق واسع. للأسف، غالبا ما تحد المضاعفات الصفراوية الشديدة — مثل تسرب الصفراء والتهاب الصفراء الإقفاري — الناتجة عن الحرمان الشرائي من بقاء المتلقين على المدى الطويل. هذا العائق يحد بشكل كبير من البحث في المواضيع الرئيسية، بما في ذلك التوافق المناعي طويل الأمد مع الطعم والمضيف والرفض المزمن. هنا، نقدم بروتوكولا محسنا لنموذج NArLT يدمج تحسينات تقنية حاسمة للتغلب بنجاح على هذه الإصابات الصفراوية الإقفاري. تشمل التحسينات الرئيسية تقصير المرحلة اللاكبدية بشكل ملحوظ، وتقنية تشريح الصفراء بدون لمس، وتنظيف كامل للمجرى الصفراوي، وطريقة تحسين لتركيب دعامات داخلية للصفراء. بعد تطبيق هذا الإجراء المحسن، تجاوز معدل بقاء المتلقي 94٪ خلال فترة المراقبة التي استمرت 100 يوم. في النهاية، يوفر هذا البروتوكول المحسن منصة قابلة للتكرار وقوية لدراسة الآليات الكامنة وراء تحمل الزراعة على المدى الطويل، مما يدعم تطوير استراتيجيات علاجية جديدة في طب الزراعة.

المقدمة

يعد نموذج زراعة كبد الجرذان المنصة التجريبية الأكثر استخداما لأبحاث الزراعة الأساسية. ومع ذلك، غالبا ما يعيق تطبيقه الأوسع منحنى تعلم شديد الانحدار، مما يمكن أن يعيق بشكل كبير تقدم الدراسات التجريبية اللاحقة 1,2. علاوة على ذلك، غالبا ما تعاني نماذج زراعة كبد الفئران التقليدية من نجاح جراحي غير مثالي ونسب بقاء منخفضة على المدى الطويل. من خلال تبسيط الإجراءات الجراحية بشكل حاسم، وتحسين تفاصيل العمليات بدقة، وإجراء إعادة بناء الأوعية الدموية والصفراوية تحت التصور المباشر، يمكن اختصار منحنى التعلم المرتبط بهذا النموذج المعقد للجراحة الدقيقة بشكل كبير 3,4. تظل زراعة الكبد العلاج العلاجي الوحيد لمرض الكبد في المرحلة النهائية، مما يجعل تأسيس نماذج زراعة كبد الفئران ذا أهمية كبيرة للبحث العلمي 5,6.

يقدم نموذج زراعة كبد الجرذان غير الشريانية (NArLT) مزايا كبيرة في الجراحة التجريبية: فهو يتجاوز التحدي الكبير لتركيب الخصر الشرياني الميكروأوعية الدموية، ويقصر مدة الجراحة الكلي، ويقلل من مدة التخدير للفئران. على الرغم من الحرمان من إمداد الدم الشرياني، فإن الاستجابة الصفراوية الناتجة في هذا النموذج تقدم منظورا فريدا للتحقيق في إصابات الصفراء الإقفاري. ومع ذلك، ترتبط نماذج NArLT التقليدية بمعدل مرتفع من المضاعفات الصفراوية بعد العملية يصل إلى 30٪7، مما يؤثر بشكل كبير على البقاء على المدى الطويل. في نموذج زراعة كبد الجرذان الكلاسيكي التقليدي، يكون معدل بقاء المتلقي على المدى الطويل أقل من 70٪–85٪. لمعالجة ذلك، تقدم هذه الدراسة بروتوكولا محسنا يستخدم دعامة صفراوية ناعمة معالجة بالهيبارين. من خلال استخدام تقنية التشريح الصفراوي "بدون لمس" لتعظيم الحفاظ على شبكة الأوعية الدقيقة حول الصفراء، إلى جانب الغسل الشامل للصفراء عبر التروية الباردة، يهدف هذا النهج إلى التخفيف بشكل أساسي من مضاعفات الصفراء من خلال الدعم الجسديوالحماية الإقفارية، مما يوفر في النهاية منصة قوية ومستقرة للمراقبة المناعية طويلة الأمد.

لذلك، فإن تعظيم معدلات النجاح الإجرائي وإطالة بقاء المتلقين يمثلان الأهداف الأساسية لأي ابتكار تقني في زراعة كبد الفئران. تحقيق هذه الأهداف شرط أساسي لضمان التقدم السريع والمستمر للأبحاث التجريبية في مراحل لاحقة.10.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع التجارب والجراحات الحيوانية في هذه الدراسة من قبل لجنة أخلاقيات الحيوانات التجريبية في جامعة تشينغداو (رقم 20260301SD5020260401065). بذل كل الجهود لتقليل معاناة الحيوانات.

1. التحضير قبل العملية

  1. الحيوانات التجريبية
    1. استخدم ذكور البالغين من فئران سبراج–داولي (SD)، التي تتراوح أعمارها بين 8 و10 أسابيع ووزنها بين 220 و250 جرام، كمتبرعين. تأكد من أن وزن المتلقي أكبر قليلا من وزن المتبرع، مع الفرق ضمن 50 جرام.
    2. الفئران المنزلية تحت ظروف خالية من مسببات الأمراض عند درجة حرارة محكومة تتراوح بين 22°م ± 2°C ورطوبة نسبية بين 50٪ ± 10٪.
    3. حافظ على دورة ضوء/ظلام مدتها 12 ساعة مع كثافة أقفاص تتراوح بين 2–3 فئران في كل قفص.
    4. وفر نظاما غذائيا قياسيا للقوارض في المختبر. اسمح للفئران بالتأقلم مع بيئة المختبر لمدة لا تقل عن أسبوع قبل التدخل الجراحي.
    5. الحيوانات السريعة لمدة 12 ساعة قبل الجراحة. السماح بالوصول المجاني إلى الماء.
      ملاحظة: الصيام قبل الجراحة يساعد في تقليل خطر الشفط أثناء التخدير ويمنع توسع المعدة الذي قد يؤثر على وظيفة الجهاز التنفسي ويعرقل التعرض الجراحي.
  2. الأدوات والمواد الجراحية
    1. استخدم الأدوات اللازمة لجراحة الزرع كما هو موضح في الشكل 1. اذكر تفاصيل المواد الاستهلاكية المستخدمة في الجراحة في جدول المواد.
    2. اختر أغلفة قسطرة فوق الجافية 5F و6F عن طريق مطابقة القطر الخارجي للقسطرة مع الأقطار الداخلية الفسيولوجية للأوعية المستهدفة لدى ذكور فئران SD التي تزن 220–250 جم.
    3. استخدم غمد 5F (حوالي 1.67 مم) للوريد البابي (PV). استخدم غمد 6F (حوالي 2.00 مم) للوريد الأجوف السفلي تحت الكبدي (IHIVC).
      ملاحظة: اختر حجم القسطرة بناء على مزيج من المعايير التشريحية والتقدير البصري أثناء العملية تحت المجهر الجراحي. قم بمقارنة فورية بين القطر الخارجي للقسطرة والتجويف الداخلي للوعاء المستهدف. يتم تحقيق تطابق مناسب عندما تحتل القسطرة حوالي 70٪–80٪ من تلوين الوعاء الدموي، مما يسمح بإدخال سلس دون أن يمدد جدار الوعاء أو يترك ترخيلا زائدا. بالنسبة لفئران SD ضمن نطاق الوزن المحدد، يمكن استخدام أقطار الأوعية التشريحية المحددة مسبقا لاختيار الحجم الأولي، والذي يجب تعديله أثناء العملية بناء على التفاوت الفردي. يجب على المشغلين إثبات هذا التوافق بين الوعاء والقسطرة من خلال التدريب السابق على الجراحة الدقيقة.
    4. بالنسبة لفئران SD التي تتراوح أعمارها بين 8 و10 أسابيع، اختر أغلفة قسطرة فوق الجافية 5F و6F كأساور للPV وIHIVC على التوالي (الشكل 2A).
    5. جهز أساور بطول وظيفي إجمالي (جسم أنبوبي) بين 2.0–2.5 مم. حافظ على طول تمديد بين 3.0–4.0 مم للتعامل مع الملقط.
    6. ثبت جدار الكفة بفكي ملقط البعوض لإنشاء أخدود محيطي يقع على بعد حوالي 0.5–1.0 مم من الحافة القريبة للكفة (انظر الشكل 2A للتفاصيل). حافظ على عمق أخدود يتراوح بين 0.1–0.2 مم لتسهيل تثبيت العقد الآمنة والتثبيت اللاحق.
    7. تأكد من أن الأخدود يمنع ربط التثبيت 7-0 من الانزلاق عن سطح القسطرة الصلب.
    8. قم بتقليم قسطرة وريدية بوزن 22 جرام لإنشاء دعامة صفراء بأطراف مائلة أو مائلة. تأكد من طول 5–7 مم.
    9. أفضل طول الدعامة 7 مم. قم بضبط الطول بناء على التغير التشريحي باستخدام المستوى الأفقي للوريد المعدة الأيمن كعلامة بارزة. قدر المسافة من هذا المعلم إلى الهيلوم الكبدي لتوجيه اختيار طول الدعامات.
    10. تقصير الدعامة (إلى حوالي 5–6 مم) إذا كانت المسافة المقدرة محدودة أو إذا واجهت مقاومة أثناء الإدخال. تأكد من إمكانية إدخال حوالي 2–3 مم من الدعامة في قناة الصفراء دون الانحناء أو الالتواء أو البروز.
    11. نقع الدعامة في محلول ملحي هيبارين (100 وحدة دولية/مل) في درجة حرارة الغرفة (23°C ± 2°C). حافظ على غمر الدعامة لمدة لا تقل عن 30 دقيقة قبل الاستخدام لمنع تخثر الصفراء داخل اللمعة عند إدخالها في التجويف الصفراوي للمتبرع (الشكل 2A).
      ملاحظة: جهز الكفة قبل الجراحة واستخدم ملقط البعوض لصنع أخاديد في جدار الكفة لتسهيل العقد والتثبيت بعد نجاح عملية الكانول. تأكد من أن نهايات دعامة الصفراء المقذوفة ليست حادة بشكل مفرط لمنع ثقب قناة الصفراء. تحت المجهر الجراحي (10×–16× التكبير)، تأكد من أن الحافة المقطوعة نظيفة وخالية من الشفرات البلاستيكية الحادة؛ إذا بدا الطرف يشبه الإبرة، قم بتبديله قليلا باستخدام مقص دقيق. أثناء التلاعب، استخدم فقط ملقط دقيق دقيق وغير مسنن للتعامل مع الدعام. تجنب تطبيق قوة خارجية مفرطة، كما يتضح من أي تسطيح أو بيضاوي أو انحناء في تجويف الدعامة؛ تخلص واستبدل أي دعامة مشوهة، لأن تضيق العضلات يزيد من خطر حدوث مضاعفات صفراوية بعد العملية.

figure-protocol-1
الشكل 1. الأدوات الجراحية المستخدمة في عملية الزراعة. (أ) حوض كلى من الفولاذ المقاوم للصدأ. (ب) حاملات الإبر الدقيقة. (ج) مقص دقيق. (د) الملقط الدقيق (مستقيم ومنحني). (ه) مشابك الأوعية الدقيقة ومشابك صغيرة على شكل البعوض. (و) حامل إبر قياسي. (G) ملقط دموي مستقيم (ملقط البعوض). (ح) مشبك الأوعية الدموية. (I) مقص جراحي قياسي. (J) شريط مطاطي (مصنوع من كفة قفاز جراحي معقم). يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-protocol-2
الشكل 2. أصفاد جراحية مصممة خصيصا، ودعامة صفراء، وشقوق بطنية مخططة. (أ) تجهيز الأساور الوعائية ودعامة الصفراء بجانب مسطرة مليمتر. من اليسار إلى اليمين: غلاف قسطرة فوق الجافية 6F يستخدم لكفة الوريد الأجوف السفلي تحت الكبدي (IHIVC)، وغمد 5F يستخدم لكفة الوريد البابي (PV)، ودعامة صفراوية بطول 5–7 مم تم تقليمها من قسطرة وريدية 22G. (ب) شق صليبي على بطن فأر المتبرع لتعظيم التعرض الجراحي. (ج) شق بطن منتصف المسار القياسي على بطن الجرذ المتلقي. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

2. عملية المتبرع

  1. الخطوات الأولية
    1. تخدير الفأر المتبرع باستخدام إيزوفلوران 5٪ بمعدل تدفق هواء 1 لتر/دقيقة في غرفة الحث. قيم عمق التخدير بتأكيد غياب حركة الطرف التلقائية وردة فعل الانسحاب.
      ملاحظة: يتم تقييم عمق التخدير من خلال ملاحظة غياب حركة الطرف التلقائية، وغياب رد فعل الانسحاب، ومعدل التنفس. لضمان تقدم الجراحة بسلاسة وآمنة، يتم إعادة تقييم هذه المعايير بدقة كل 20 دقيقة طوال فترة العملية.
    2. أعط 1٪ بنتوباربيتال (40–45 ملغ/كغ) عبر الحقن داخل الصفاق في أسفل البطن الأيمن، وحوالي 1–2 سم جانبيا إلى الخط الأوسط (linea alba) و1–2 سم من الجمجمة إلى الرباط الإربي الأيمن. تأكد من وجود تخدير كاف عن طريق قرص الكف الخلفي والتأكد من عدم وجود رد فعل انسحابي.
    3. ضع الفأر المتبرع في وضعية الاستلقاء على الظهر على وسادة تسخين بدرجة حرارة 37°م للحفاظ على درجة حرارة الجسم أثناء العملية.
    4. احلق منطقة جراحة البطن. عقم المنطقة ببوفيدون-يودين ثلاث مرات.
  2. الإجراءات قبل تروية الكبد
    1. قم بعمل شق صليبي يمتد حتى النتوء الزيفويدي، ثم إلى السمفياث العاني، وجانبيا إلى خط منتصف الإبط لتعظيم تعرض المجال الجراحي (الشكل 2B).
      ملاحظة: قم بإجراء البطن على طبقتين. أولا قم بشق الجلد والأنسجة تحت الجلد. ثم قم بتثبيت الخط الألبا بالملاقط وعمل شق صغير أولي للسماح بدخول الهواء، مما يؤدي إلى سقوط الأحشاء. قم بتمديد الشق بالمقص مع الحفاظ على الشفرة السفلية موازية لجدار البطن لمنع إصابة الأعضاء.
    2. لف الأمعاء بشاش مبلل بمحلول ملحي. ضعها على حقل العمليات المعقم على الجانب الأيسر من البطن لكشف منطقة العمليات.
      ملاحظة: من الضروري الحفاظ على رطوبة مستمرة للأمعاء الممزقة طوال العملية لمنع الجفاف الإقفاري وانخفاض حرارة الجسم. أعد ترطيب الشاش المغطى بشكل دوري عن طريق وضع قطرات من محلول ملحي دافئ (37°م) بدرجة حرارة عادية تقريبا كل 10-15 دقيقة، أو فورا عندما يبدأ الشاش في الجفاف تحت إضاءة الجراحة.
    3. قسم الرباط الفالكيفورمي. قم بتثبيت وسحب عملية الزيفوئيد من الناحية القمجمية لكشف الوريد فوق الكبدي (SHIVC) والوريد الحجابي السفلي الأيسر.
    4. قسم الرباط المثلث الأيسر. ربط الوريد الحنجري الأيسر بالقرب من SHIVC باستخدام 7-0 أو 8-0 الغرز (الشكل 3A).
      ملاحظة: عند ربط الوريد الحجابي السفلي الأيسر، ضع الربط بالقرب من الوريد الحجابي السفلي الأيسر. كن على علم بأن إبرة الغرز يمكن أن تطعن الحجاب الحاجز بسهولة وتسبب استرواح الصدر؛ خياطة بالقرب من الوعاء الدموي.
    5. يوصى باستخدام الكي الكهربائي لتقسيم الأوعية الدموية لتحقيق التعقيم السريع وتقليل وقت العملية، مما يحسن الاتساق الإجرائي وقابلية التكرار.
      ملاحظة: يقوم التوك الكهربائي بتوحيد التوحيد الدموي، وتقليل وقت العملية، وتحسين قابلية التكرار بين المشغلين.
    6. تحرك الفصوص الذيلية والحليومية (الشكل 3B).
    7. استخدم الملقط المجهري لإزالة الدهون والأنسجة الضامة من سطح IHIVC.
      ملاحظة: قم بإزالة الأنسجة الضامة حتى يبدو جدار الوعاء أملسا وشفافا. يتحقق التعرض الكافي عندما يمكن تطبيق المشابك الوعائية دون تداخل ولا تبقى من الأنسجة قد تؤثر على عملية السحب أو الخياطة.
    8. اربط الوريد الكظرية الأيمن بمحاذاة IHIVC. عزل الوريد الكلوي الأيمن وربطه بمحاذاة IHIVC.
    9. واصل تشريح IHIVC ذيلية إلى مستوى أعلى بقليل من الوريد الكلوي الأيسر (الشكل 3C).
      ملاحظة: تأكد من أن الهيكل العظمي الكامل لفيروس نقص المناعة البشرية (فصل الأوعية الدموية عن الأنسجة الضامة الدهنية قدر الإمكان) أثناء التشريح. يسهل ذلك إجراءات إزالة الكبد وربط الكفة لاحقا.
    10. ارفع الكبد بلطف باستخدام مسحة قطنية. قم بتشريح الروابط الأربطة بين الفص الكبدي السفلي الأيمن والخلف الصفاقي.
      ملاحظة: حدد ال SHIVC كوعاء قصير وعريض وجدران رفيعة مائل إلى اللون الأزرق عند القطب العلوي للكبد. توقف التشريح بمجرد إزالة السطح الأمامي وظهور الألياف الحنجية المجاورة.
    11. أوقف التشريح عند الوصول إلى SHIVC.
      ملاحظة: تعامل مع الكبد بحذر شديد لمنع إصابة النسيج العظيمية. توخي الحذر لحماية التخمين الصناعي أثناء التشريح الخلفي للقحف.
    12. قم بتشريح النسيج الضام بين الحمض الزجاجي والحمض الهيدرونيسي الصحيح. عزل الPV.
    13. قم بربط الوريد المعدة الأيمن (الوريد البوابي) بمحاذاة الوريد الصناعي الكهربائي. استمر في التشريح إلى جذر الوريد الطحالي.
    14. كشف الكبد المتنقل. تحديد النسيج الضام الدهني الشبيه بالحبل السري الموجود إلى يسار القناة الصفراوية المشتركة، الذي يغلف القناة الصفراوية المشتركة (CBD) وHA.
    15. قم بعمل شق على شكل حرف "V" على الجدار الأمامي لل CBD، على بعد 3–5 مم من انقسام قناة الكبد.
    16. استخدم ملقط دقيق لتثبيت دعامة الصفراوية. أدخل الدعامة على بعد حوالي 3 مم في المسار الصفراوي مع الحفاظ على محاذاة موازية مع القناة.
      ملاحظة: حرك الدعامة بسلاسة دون مقاومة. تأكد من عدم وجود انتفاخ جانبي أو زاوية أو تثبيط جدران القناة. إذا حدث مقاومة أو تشوه، اسحب وأعد الاصطفاف قبل إعادة الإدخال.
    17. ثبت الدعامة بربطة حرير محيطية بقطر 7-0. قم بربط الهيدروسون على مستوى الشق وقطعه بالقرب من النقطة (الشكل 3D).
      ملاحظة: تجنب بشدة "الهيكل العظمي" المفرط عند تشريح CBD المتبرع. الحفاظ على النسيج الضام المحيط بالصفراء، الضفيرة العصبية، والشبكات الميكروأوعية الدموية لتعزيز الدورة الدموية الجانبية المبكرة والشفاء الصفراوي بعد العملية. نظرا لأن الطرف البعيد لقناة المتبرع هو المنطقة الأكثر إقفارية، حافظ على موقع الإناستوموتيك قريبا من الوصلة الكبدية لتقليل العبء الإقفاري.
  3. تروية الكبد
    1. كشف الشريان الأبهر البطني. أدخل إبرة وريد فروة الرأس بقياس 23 قياس (23 جرام) (حوالي 1 سم) متصلة بحقنة بسعة 20 مل مملوءة بمحلول بارد (4°م) من جامعة ويسكونسن (UW).
      ملاحظة: أدخل الإبرة في الشريان الأبهر البطني بزاوية ضحلة (15°–20°). أكد الدخول بمراقبة ارتداد الدم الشرياني للفلاش، ثم تقدم قليلا واصطف الإبرة بمحاذاة الوعاء لمنع ثقب الجدار الخلفي.
    2. أزل الهواء من الحقنة قبل التسرب. قم بتثبيت وتثبيت الشريان الأبهر البطني والإبرة باستخدام مشبك وعائي.
      ملاحظة: أزل كل الهواء من الحقنة عن طريق النقر لإزاحة الفقاعات وطرد السائل حتى يظهر قطرة مستمرة عند طرف الإبرة. تأكد من غياب الهواء في محور الإبرة قبل التقنين.
    3. ابدأ التروية ببطء عن طريق الضغط اليدوي على الحقنة بمعدل ثابت من 3–3.5 مل/دقيقة (الشكل 3E).
      ملاحظة: تأكد من الوضع الصحيح داخل الأوعية الدموية من خلال ملاحظة عودة الدم في الأنبوب.
    4. اقطع الحجاب الحاجز. كشف كامل لمنطقة IVC الصدرية والشريان الأورطي الصدري.
    5. قم بتثبيت الوريد الصدري عند تقاطعه مع الأذين الأيمن، مع الشريان الأورطي الصدري، باستخدام مشابك وعائية.
    6. اقطع أنبوب الوريد الصدري مباشرة أسفل المشبك للسماح بتدفق البرفوسات.
      ملاحظة: ضع المشبك بأكبر شكل ممكن من الجمجمة واقطع أسفلها للحفاظ على طول الوعاء. ابدأ التروية فورا لمنع التخثر والحفاظ على جودة الطعم.
    7. استمر في التروية بمعدل ثابت (3–3.5 مل/دقيقة) حتى حجم إجمالي يقارب 40 مل.
    8. توقف التروية بمجرد أن يتحول نسيج الكبد إلى اللون الفاتح تماما (بني مصفر مائل للبني) (الشكل 3F).
      ملاحظة: يتم تأكيد كمية كافية من التروية عندما يصبح الكبد شاحبا بشكل موحد (بني مصفر مائل للصفر) ويخرج السائل من IHIVC المقتطع صافيا، دون بقايا دم.
    9. اقطع الوريد الكلوي الأيسر باتجاه الوريد الكلوي الأيسر. اقطع الوريد الصناعي الزجاجي على مستوى الوريد الطحالي.
      ملاحظة: تجنب الحقن السريع أو القذري للبيرفوسات لمنع إصابة بطانة البطانة والنسيج المحيطي.
    10. قم بتكبير الشق الغجازي. احصد طعم الكبد بشكل جماعي مع الحجاب الحاجز المرفق.
    11. ضع الطعم في طبق بتيري معقم يحتوي على محلول حفظ بارد من UW.
    12. حافظ على الطعم في محلول بارد UW عند 4°C. إكمال عملية الزرع خلال ساعتين من وقت الشراء (الشراء بالكامل).

figure-protocol-3
الشكل 3. خطوات جراحية رئيسية أثناء تحريك الكبد من المتبرع وبالتروية في الموقع. (أ) تعرض وربط الوريد الحنجري السفلي الأيسر. (ب) عزل وتقسيم فروع التواصل الكبدية المريء. (ج) تشريح IHIVC، يظهر ربط الأوردة الكظرية اليمنى والأوردة الكلوية اليمنى. (د) إدخال دعامة الصفراء المخصصة في القناة الصفراء المشتركة (CBD) باستخدام تقنية "بدون لمس" للحفاظ على الأنسجة الضامة المحيطة. (ه) تفريغ الشريان الأبهر البطني لبدء تروية باردة في الموقع. (و) كبد متبرع بالحقن الكامل يظهر عليه مظهر شاحب بشكل موحد، مما يشير إلى نجاح غسل الدم. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

3. تحضير الطعم خارج الجسم الحي

ملاحظة: قم بجميع تحضيرات الطعم خارج الجسم الحي على الجليد (الشكل 4A). حافظ على الطعم في محلول UW عند 4°C ±2°C ومراقبة درجة الحرارة بشكل دوري لضمان الحفاظ الكافي على البرودة.

figure-protocol-4
الشكل 4. تحضير طعنة الكبد المتبرع خارج الجسم الحي. (أ) زراعة الكبد المحجوزة موضوعة في طبق بتري معقم يحتوي على محلول حفظ بارد من UW، موضوعة على ثلج مسحوق للحفاظ على انخفاض حرارة الجسم. (ب) تقييد الذراع الزجاجي المتبرع عن طريق الانقلاب فوق سوار مخصص وتثبيت بربط محيطي. (ج) تجهيز الكفة المكتملة للالتهاب البلوري والتهاب الرحم الداخلي الداخلي، مع تركيب دعامة الصفراء في مكانها. (د) تحضير الوردة فوق الكبدية (SHIVC) مع وضع غرز تثبيت في كلا الزاويتين الجانبيين لتسهيل الارتداد اللاحق. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

  1. تحضير الكفة الكهرومغناطيسية
    1. أمسك ذيل الكفة الزجاجية بملقط البعوض وثبته بحيث يكون طرف الذيل موجها للأسفل، عموديا على أسفل طبق البتري.
    2. مرر الملاقط الدقيقة عبر فتحة الكفة. اسحب ال PV من خلال الكفة.
    3. اضبط الجدار الأمامي للضبطانة. يمتد حوالي 3 مم من جدار الوعاء فوق الطرف المتسع لذيل الكف.
    4. ثبت الوعاء المنتفخ على الجدار الخارجي للسوار باستخدام ربطة حرير محيطية 7-0 (الشكل 4B).
      ملاحظة: تأكد من أن الوعاء والكفة مصطفان دون التواء أو زاوية. بعد التثبيت، اشطف الكفة الزجاجية بحوالي 1 مل من محلول UW وتأكد من الفعالية بمراقبة التدفق من SHIVC.
  2. تحضير أساور IHIVC
    1. يتم إعداد وربط IHIVC باستخدام نفس الخطوات الموضحة تماما للPV في الخطوة 3.1. باختصار، يشمل ذلك تعبئة الأوعية، والتقليم، وتثبيت الكفة باتباع نفس البروتوكول المعياري لضمان الاتساق التجريبي وقابلية التكرار. (الشكل 4C).
      ملاحظة: تأكد من سلامة كفة IHIVC من خلال ملاحظة التدفق غير المعجب من SHIVC بعد التنظيف.
  3. تدفق المجرى الصفراوي
    1. اشطف القناة الصفراوية بلطف عبر دعامة الصفراء باستخدام حقنة بحجم 1 مل تحتوي على 0.5 مل من محلول UW.
    2. تأكد من عدم حدوث تسرب للسائل أثناء التنظيف.
      ملاحظة: غياب تسرب السائل يؤكد سلامة قناة الصفراء.
  4. تحضير SHIVC
    1. قم بتقليم SHIVC في طعم الكبد عن طريق إزالة الحجاب الحاجز المتبقي.
    2. تأكد من أن SHIVC هيكلي بالكامل كما هو معرف في الخطوة 2.2.7.
  5. وضع غرزة التثبيت
    1. استخدم 7-0 أو 8-0 الغرز بناء على تفضيل المشغل.
      ملاحظة: من حيث نتائج العمليات الجراحية (بما في ذلك التداخل التخدير والبقاء على قيد الحياة من قبل المتلقي)، فإن حجم الغرز متكافئ وظيفيا في هذا النموذج. يمكن أن يعتمد الاختيار بين الاثنين بالكامل على تفضيل المشغل الشخصي أو توفر المختبر دون التأثير على قابلية تكرار الإجراء.
    2. قم بتسطيح جذع SHIVC بلطف. ضع الغرز في الزاويتين الجانبية اليمنى واليسرى عن طريق تمرير الإبرة من الداخل إلى الخارج، على بعد حوالي 1 مم من الحافة (الشكل 4D).

4. عملية المستلم

  1. الخطوات الأولية
    1. تخدير الجرذ المتلقي باستخدام نفس البروتوكول الموضح للمتبرع (الخطوة 2.1.1).
    2. ضع الفأر المستقبل على وسادة تسخين يتم التحكم بها حراريا ومضبوطة على 37°C.
    3. ملاحظة: وزن الفأر المتلقي قبل التخدير. تأكد من أن وزن الجسم يتجاوز وزن المتبرع بحوالي 50 جراما.
  2. تحريك الكبد المستلم
    1. قم بإجراء عملية فتح البطن في منتصف الخط.
    2. قم بسحب جدار البطن جانبيا باستخدام أربعة منشطات مرنة. وضع المثبتين العلويين جانبيا إلى الحواف الجانبية الجانبية السطحية والمنبثقين السفليين جانبيا للمناطق الإربية الثنائية لتحقيق التعرض الأمثل.
      ملاحظة: طبق كمية كافية من الانسحاب لكشف المجال الجراحي مع تجنب التوتر الزائد الذي قد يسبب انقشاج الأنسجة أو ضعف التنفس.
    3. قم بربط الوريد الحجابي السفلي الأيسر (LIPV) بنفس الطريقة الموصوفة في إجراء المتبرع (راجع الخطوة 2.2.1).
    4. قم بتقشير الأربطة بين الفص الكبدي الأيسر والخلف الصفاقي. حرك الفصوص الذيلية والحليومية.
    5. قسم الأربطة والفروع المتصلة بين المريء والفص الكبدي الأيسر باستخدام الكي الكهربائي.
      ملاحظة: ينصح باستخدام الكي الكهربائي لضمان تداخل دموي سريع، وتقليل مدة العملية، وتحسين قابلية التكرار الإجرائي.
    6. قم بتشريح فيروس IHIVC بشكل مباشر حتى مستوى الوريد الكلوي الأيمن.
    7. عزل وريد الغدة الكظرية الأيسر بعناية وربطه على بعد حوالي 2 مم من نقطة التقاءه مع IHIVC.
    8. إدارة الفص السفلي الأيمن من الكبد بنفس الطريقة الموصوفة لإجراء المتبرع (راجع الخطوة 2.2.4).
    9. مرر رباطا مطاطيا (مصنوع من كفة قفاز جراحي معقم، يبلغ طوله حوالي 10 سم) عرضيا خلف جهاز SHIVC.
      ملاحظة: طبق شد لطيف لكشف SHIVC دون تقييد حركة التنفس.
    10. اترك الشريط المطاطي في مكانه لاستخدامه أثناء القطع التالي ل SHIVC.
    11. قم بتشريح وعزل الوريد الزجاجي من الهيلوم الكبدي إلى مستوى فرع الوريد البوبولي.
      ملاحظة: حدد تشريح الPV في المنطقة الأنستوموتيكية. الحفاظ على الروافد المحيطة لتقليل الإصابات الجراحية.
    12. عزل الهيثوليماتيوم عند الهيلوم الكبدي.
    13. ربط الهيدروجين بجانب الهيلوم وعنده بشكل قريب.
    14. حدد التقاء القنوات الكبدية اليمنى واليسرى التي تشكل ال CBD أسفل الهيلوم الكبدي. قم بربط ال CBD في هذا الموقع باستخدام خياطة برولين 7-0 وقطعها (الشكل 5A).
      ملاحظة: قلل من الإصابة الجراحية في هذه المنطقة. الحفاظ على أقصى طول ممكن للحمض الهيدروكروني مع النسيج الضام المحيط بالصفراء، والضفيرة العصبية، والشبكة الميكروأوعية الدموية لتسهيل تأسيس الدورة الدموية الجانبية مبكرا.
  3. استئصال الكبد المستلم
    1. ضع مشابك الأوعية الدقيقة لسد الرأس فورا في الوريد الكلوي الأيمن.
    2. ضع مشبك ميكروسكولار لحجب الوريد البليدي فوق التصلبه مع الوريد البوبومي.
    3. تأكيد نجاح انسداد الأوعية الدموية من خلال ملاحظة الظلام المرئي في نسيج الكبد.
      ملاحظة: تأكيد انسداد الأوعية الدموية عن طريق التعتيق الموحد (الزرقة) للكبد، وفقدان التورغور المحيطي، وانهيار الفتحة الدماغية.
    4. أدخل إبرة وريد فروة الرأس بحجم 23 جرام متصلة بحقنة 5 مل في الوردة الزجاجية.
    5. حقن 2 مل من محلول الجلوكوز 5٪ على مدى حوالي 30 ثانية لدفع الدم داخل الكبد إلى الدورة الدموية الجهازية.
      ملاحظة: احقن ببطء عبر الفتحة الدماغية بالقرب من الحجاب الكبدي لدفع الدم داخل الكبد إلى الدورة الدموية الجهازية.
    6. طبق الجر النزولي على الشريط المطاطي لكشف جهاز SHIVC.
    7. قم بتثبيت SHIVC عبر التثبيت باستخدام مشبك وعائي (الشكل 5B).
    8. اقطع IHIVC وPV وSHIVC بنفس السطح مع النسيج الكبدي.
    9. أزل الكبد الأصلي بالكامل من تجويف البطن.
      ملاحظة: حافظ على مرحلة اللاكبد خلال 26 دقيقة (لا تتجاوز 30 دقيقة). تقوم الأوعية المقطعة بالتساوي مع الكبد للحفاظ على الطول المناسب وضمان نعومة جذوع الأوعية الدموية.
  4. زرع طعم الكبد
    1. إعادة بناء SHIVC
      1. ضع طعم الكبد في وضعه التشريحي المتعامم.
      2. استخدم غرزة 7-0 الموضوعة مسبقا في الزاوية اليسرى لبدء الخياطة المستمرة للجدار الخلفي باتجاه الزاوية اليمنى.
      3. ثبت الغرز في خياطة التثبيت في الزاوية اليمنى.
      4. استمر في الخياطة الممدودة على طول الجدار الأمامي لإكمال عملية التشريح (الشكل 6A–6C).
      5. حافظ على مسافة دخول الإبر من حافة السفينة.
      6. حافظ على ميل الغرز بين 1.0–1.5 مم.
        ملاحظة: حافظ على تباعد الإبر وزاوية الخياطة ثابتة لضمان وجود فتحة مؤكدة وخالية من التوتر.
      7. شد الغرز بعد كل غرزة لإزالة الفراغ الميت والحفاظ على الشد المناسب.
        ملاحظة: قبل الانتهاء من خياطة الجدار الأمامي، اشطف SHIVC بمحلول UW باستخدام إبرة داخلية لطرد الهواء المتبقي ومنع الانسداد الهوائي.
    2. إعادة بناء الPV
      1. ضع غرز تثبيت 7-0 عند الزوايا اليسرى واليمنى من جذع الكتلة الفوتوغرافية المستلم.
      2. طبق جر ثلاثي النقاط لإنشاء فتحة مثلثية.
      3. أدخل الفتحة الزجاجية المثقلة بالكفة في التلومين.
      4. يتم تثبيته باستخدام رباط 7-0 مربوط حول الأخدود المحيطي (الشكل 6D–6F).
    3. إعادة بناء IHIVC
      1. أعد بناء IHIVC باستخدام نفس تقنية إعادة بناء PV (راجع الخطوة 4.4.2) (الشكل 6G–6I).
    4. إعادة التروية
      1. يتم تحرير المشابك الوعائية بشكل تسلسلي على SHIVC وPV وIHIVC.
      2. تأكيد نجاح إعادة التروية من خلال ملاحظة استعادة اللون الموحدة للطعم دون احتقان أو نزيف أو تسرب (الشكل 7A).
        ملاحظة: يشير الإنتاج النشط للصفراء من القناة الصفرائية إلى استعادة تروية الكبد ووظيفة الطعم المبكرة.
    5. إعادة بناء الصفراء
      1. قم بعمل شق عرضي صغير (نصف قطر القناة) على الجدار الأمامي لجذع CBD المستقبل.
      2. أدخل دعامة الصفراء المتبرعة على بعد حوالي 3 مم في تجويف الكانابيديل.
      3. ثبت الدعامة بخياطة محيطية 7-0 (الشكل 7B).
        ملاحظة: لاحظ تدفق الصفراء النشط من الطرف البعيد لدعامة المتبرع قبل إكمال إعادة البناء. هذا يؤكد الحساسية ووظيفة الطعم المبكرة.
  5. إعادة تسخين الحوض
    1. رشي تجويف الصفاق ب 150 مل من المحلول الملحي الطبيعي عند 37°م قبل إغلاق البطن.
      ملاحظة: هذه الخطوة تزيل الدم المتبقي، وتعيد درجة حرارة الجسم، وتسمح بفحص النزيف الدموي في مجسم SHIVC وIHIVC والتهاب الجلد البلويجيكي.
  6. إغلاق البطن والرعاية بعد العملية
    1. أغلق طبقة اللفافة العضلية باستخدام خيط مستمر بخيط قابل للامتصاص 4-0، مع أخذ عضات 5 مم بفواصل 1 سم.
    2. أغلق الجلد باستخدام خيط مستمر بخيط حرير 4-0.
    3. أعط البوبرينورفين (0.1 ملغ/كجم) تحت الجلد كل 12 ساعة ليصل مجموع جرعتين.
    4. انقل الجرذ المستقبل إلى قفص نظيف ومنظم في الحرارة.
    5. راقب الجلسة باستمرار حتى التعافي الكامل من التخدير واستئناف الحركة التلقائية الطبيعية.

figure-protocol-5
الشكل 5. خطوات جراحية رئيسية أثناء تحريك الكبد واستئصال الكبد عند المتلقي. (أ) تحديد وربط CBD المستلم بالقرب من تفرع الهيلار. (ب) تعريض وتثبيت متقاطع لجهاز SHIVC. يتم وضع شريط مطاطي خلف جهاز SHIVC لتوفير الجر وتحسين الرؤية أثناء التثبيت. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-protocol-6
الشكل 6. خطوات جراحية رئيسية لإعادة بناء الأوعية الدموية أثناء زرع زراعة الكبد. إعادة بناء SHIVC: (أ) محاذاة باستخدام غرز تثبيت الزاوية، (ب) خياطة مستمرة على الجدار الخلفي، و(ج) إكمال خياطة الجدار الأمامي. إعادة بناء العضلة الزجاجية باستخدام تقنية الكف: (د) شد ثلاثي النقاط، (ه) إدخال الحصان الزجاجي الموجه المزود بالصفوف، و(و) الربط الذي يثبت الكفة. إعادة بناء IHIVC باستخدام نفس تقنية الكف: (G) التعرض، (H) الإدخال، و(I) الربط. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-protocol-7
الشكل 7. التحقق من وظيفة الطعم، إعادة بناء الصفراوي، والتعافي بعد العملية. (أ) تقييم وظيفة الطعم المبكرة بعد إعادة التروية، مع تدفق صفراء مرئي من دعامة الصفراء المتبرعة. تظهر إعادة بناء PV وIHIVC. (ب) إعادة بناء الصفراء المكتمل مع إدخال وتثبيت دعامة الصفراء المتبرعة في CBD المتلقي. (ج) فأر متلقي ممثل يظهر تعافيا كاملا بعد العملية مع وضعية طبيعية ونشاط عفوي. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

لضمان جودة الجراحة المتسقة وقابلية التكرار عبر نماذج NArLT، تم إجراء جميع الإجراءات بواسطة نفس الجراح الدقيق ذو الخبرة. تم إجراء ما مجموعه 50 عملية زراعة كبد للفئران خلال فترة الدراسة. كانت مدة العمليات الجراحية كالتالي: متوسط جراحة المتبرع 25.3 ± 2.6 دقيقة، وتحضير الطعم خارج الجسم الخلفي 13.1 ± 2.1 دقيقة، ومتوسط جراحة المتلقي 43.0 ± 1.6 دقيقة، والمرحلة اللاكبدية 15.7 ± 1.2 دقيقة.

أظهر المتلقون الذين خضعوا لإجراء NArLT الأمثل معدل بقاء على قيد الحياة بنسبة 94٪...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يعد نموذج NArLT حجر الأساس لأبحاث الزرع التجريبية بسبب تجنبه التشريح الشرياني الميكروأوعية الوعائية المعقد11. ومع ذلك، فإن طرق NArLT التقليدية تعاني تاريخيا من معدلات مرتفعة من المضاعفات الصفراوية — تصل إلى 30٪ — مما يحد بشدة من البقاء على المدى الطويل ويعيق الدراسات المناعية المزمنة2. تكمن أهمية الطريقة المقترحة في قدرتها على تجاوز هذه الإصابات الصفراوية الإقفارية. في هذه الدراسة، بلغ معدل البقاء على قيد الحياة خلال 100 يوم 94٪، وهو أعلى م...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب مصالح.

شكر وتقدير

وقد دعم هذا العمل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 82370666)، وبرنامج البحث والتطوير الرئيسي في مقاطعة شاندونغ، الصين (رقم 2025KJHZ016)، ومشروع تكنولوجيا الصحة في مقاطعة فوجيان (رقم 2023CXA014).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
4-0 خياطة قابلة للامتصاصإثيكونW9109Hيستخدم لإغلاق طبقة اللفافة العضلية (لينيا ألبا)
4-0 حرير سوتورإثيكونVCP304Hيستخدم لإغلاق الجلد
7-0 أو 8-0 خياطة / ربطة عنق حريريةإثيكونZ1711Eيستخدم لربط الأوعية (مثل الوريد الحجابي الأيسر)
قسطرة وريدية 22Gب. براون4252098Bتم تقليصه إلى 5– 7 مم مع أطراف مائلة لتحضير دعامة الصفراء
إبرة وريد فروة الرأس 23Gشركة شاندونغ تشينكاي لصناعة الطب المحدودة.MDLSSVSيستخدم للإدخال في الشريان الأبهر البطني لتروية الكبد
بوبرينورفينمعهد تيانجين للأبحاث الصيدلانية المحدودة.H12020275يعطى كمسكنات تحت الجلد بعد الجراحة
قطن سوابAoocn216-236يستخدم لرفع الكبد بلطف أثناء التشريح
الثلج المسحورلا يوجدلا يوجديستخدم للحفاظ على درجة حرارة الطعم أثناء التحضير خارج الجسم الحي.
المراجع المرنةلا يوجدلا يوجديستخدم لسحب جدار البطن أثناء فتح البطن
أغلفة قسطرة فوق الجافيةشركة جيانغسو مايتشوانغ للأجهزة الطبية المحدودة.20173084015المقاسات 5F و6F؛ تستخدم كأساور للPV وIHIVC
الشاششركة التكنولوجيا الطبية المركزية المحدودةCH-1001مبللة بالمحلول الملحي؛ يستخدم لتغطية وحماية الأمعاء
محلول الجلوكوز (5٪)شركة سيتشوان كيلون للأدوية المحدودة.H20044307يستخدم لغسل الدم داخل الكبد أثناء استئصال الكبد لدى المتلقي
هيبارين سالينشركة شنتشن لايف للتكنولوجيا الحيوية المحدودة.H2012003100 وحدة دولية/مل؛ يستخدم لنقع دعامات الصفراء
إبرة الساكنب. براون4254074Bيستخدم لغسل SHIVC لإزالة الهواء قبل إكمال التشريح
إيزوفلورانشركة جينان غوانغشنغيوان للتكنولوجيا الحيوية المحدودة153107015تركيز 5٪؛ يستخدم في تحفيز التخدير 
المشابك الوعائية الدقيقةشركة شنغهاي للأجهزة الطبية المحدودةJCZ200يستخدم لانسداد الأوعية أثناء الجراحة
ملقط البعوضشركة شنغهاي للأجهزة الطبية المحدودةJ31010يستخدم للتحكم الدقيق وتحضير الأصفاد
المحلول الملحي الطبيعي (0.9٪)شركة سيتشوان كيلون للأدوية المحدودة.H20044304يستخدم للري ونقع الشاش (37 درجة؛ C)
بنتوباربيتال (1٪)شركة شنغهاي يوآنسي للتكنولوجيا، المحدودة.P050000040– 45 ملغ/كجم؛ يستخدم في التخدير الجراحي
قسطرة وريدية مدخلة من الأطراف (PIVC)كوفيديين8888145015استخدم لتنظيف الفتحة العضلية المكبوتة وتأكيد الصدمة 
بوفيدون-يودشركة شانشي تريندا للتكنولوجيا الحيوية المحدودة.41836054يستخدم لتعقيم مواقع العمليات الجراحية
شريط مطاطي (من مسلسل Surgical Glove)أنسللا يوجديستخدم لسحب SHIVC أثناء جراحة المتلقي
Sprague– داولي راتسشركة هوافوكانغ (بكين) للتكنولوجيا الحيوية، المحدودة.22001Aالفئران الذكور البالغة، 8– 10 أسابيع، 220 و10 مرات؛ 250 جرام
طبق بترى معقم (10 سم)شركة شاندونغ إينيو للتكنولوجيا الحيوية المحدودة.H905001يستخدم لتثبيت الطعم في محلول UW أثناء التحضير خارج الجسم الحي
الحقنة (20 مل)مجموعة شاندونغ ويغاو لمنتجات البوليمر الطبية المحدودة.20163141593يستخدم لتروية الكبد المسيطر عليها (3&ndash؛ 3.5 مل/دقيقة) 
حل الحفاظ على جامعة واشنطنجسر إلى الحياةBTL-UW-1Lتتم صيانة عند 4° C; يستخدم في تروية الكبد المتبرع وحفظ الطعم

المراجع

  1. Hirata, M., et al. Stepwise approach for acquisition of microsurgical skills through rat orthotopic liver transplantation experiments. Eur Surg Res. , (2023).
  2. Zhao, H., et al. Revisiting orthotopic rat liver transplant. Exp Clin Transplant. , (2021).
  3. Wu, W., et al. Research progress on anatomy reconstruction of rat orthotopic liver transplantation. Transplant Rev (Orlando). , (2024).
  4. Shi, J. H., Line, P. D., Zhang, S. J., Guo, W. Z. Experimental liver surgery for liver research: update, choice and translation. J Inflamm Res. , (2025).
  5. Engel, B., et al. Molecular signatures discriminating different types of rejection in human liver transplants. J Hepatol. , (2025).
  6. Khatua, C. R., Anirvan, P., Panigrahi, M. K., Singh, S. P. Admission Albumin-Bilirubin Score Is Inferior to MELD, MELD-Na+ and Child-Turcotte-Pugh Score in Predicting Survival in Indian Patients with Alcohol-associated Liver Disease. J Transl Gastroenterol. , (2025).
  7. Yu, H., et al. Low hepatic artery blood flow mediates NET extravasation through the regulation of PIEZO1/SRC signaling to induce biliary complications after liver transplantation. Theranostics. , (2024).
  8. Yang, Z., et al. Prognosis analysis of rat liver transplantation under direct vision of single operator. Transplant Proc. , (2024).
  9. Wang, Z., et al. Liver cold storage and transplantation in the cold-adaptive Daurian ground squirrels. J Vis Exp. , (2025).
  10. Wang, X., MacParland, S. A., Perciani, C. T. Immunological determinants of liver transplant outcomes uncovered by the rat model. Transplantation. , (2021).
  11. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat: technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. , (1979).
  12. Yuan, Z., et al. The effect of microcirculation disturbance of peribiliary vascular plexus on hepatic bile duct epithelial cells in rats undergoing liver transplantation and postoperative rejection reduction by nanocarrier mediation. Cell Mol Biol (Noisy-le-grand). , (2022).
  13. Zhao, D., et al. Regression of bile duct damage and bile duct proliferation in the non-rearterialized transplanted rat liver is associated with spontaneous graft rearterialization. Hepatology. , (1995).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

الفيديو قريباً
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.