تقرير سريع

سحب عينات الدم من شريان الذيل في الجرذان المخدرة بالإيزوفلوران يقلل من الإجهاد ويعزز الموثوقية

83 مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/71978

⸱

أغسطس 14, 2026

1Core Facility Laboratory Animal Breeding and Husbandry, Medical University of Vienna

في هذه المقالة

ملخص

يتيح سحب عينات الدم من شريان الذيل في الجرذان تحت تخدير isoflurane جمع كميات كبيرة نسبياً من الدم بطريقة محكومة ومنخفضة الإجهاد. وبفضل سرعة الإفاقة وملاءمة هذه الطريقة لسحب العينات المتكرر، تُعد هذه المنهجية مثالية للدراسات الطولية التي تتطلب قياسات دقيقة للمعاملات الفسيولوجية.

الملخص

تصف هذه الطريقة سحب عينات الدم عبر شريان الذيل في الجرذان المخدرة بـ isoflurane. يقلل استخدام isoflurane من الحركات الدفاعية، مما يتيح إجراء العملية بشكل متحكم به وبأقل قدر من التوتر لكل من الحيوان والباحث. وتشمل المزايا الإضافية سرعة تعافي الحيوانات بعد سحب العينات بسبب الطبيعة قصيرة المدى لـ isoflurane، والقدرة على جمع أحجام دم كبيرة نسبياً من موقع وخز واحد، وملاءمة هذه التقنية لسحب عينات الدم المتكررة. بالإضافة إلى ذلك، قد يؤدي تدفق الدم الشرياني السريع إلى تقليل احتمالية حدوث شوائب التجلط، على الرغم من أن هذا لم يتم تقييمه بشكل محدد في الدراسة الحالية. وقد تم تحديد النتائج كجزء من دراسة للحركية الدوائية. وقد نجحت عملية جمع الدم في جميع الحيوانات، مما أدى إلى معدل نجاح في سحب العينات بنسبة 100%. ولم يلاحظ أي فقدان معنوي في وزن الجسم بعد 24 h من سحب الدم، وأظهرت الحيوانات تعافياً سريعاً دون علامات ظاهرة للضيق أو مضاعفات مرتبطة بالإجراء. وبشكل عام، يعد هذا النهج مناسباً جداً للإعدادات التجريبية التي تتطلب جمع دم موثوق وقابل للتكرار مع الحد الأدنى من إجهاد المناولة. وبعد مرحلة تعلم قصيرة، ثبت أن الإجراء موثوق للاستخدام التجريبي الروتيني. ومع ذلك، يجب مراعاة التأثير المحتمل للتخدير بـ isoflurane على غازات الدم والمعايير الأيضية والصماء عند تخطيط التجارب وتفسير النتائج.

المقدمة

يعد سحب عينات الدم تقنية أساسية في البحوث التجريبية التي تستخدم الجرذان لتقييم المعايير الفسيولوجية والحركية الدوائية. وتشمل التقنيات الموصى بها شق الذيل، والسحب من الوريد الذيل جانبي، والوريد الصافن، والوريد تحت اللساني، والوريد الوداجي، والجيب خلف الحجاج، والقسطرة1,2,3,4,5,6,7. ومع ذلك، فإن اختيار الطريقة يعتمد على النتائج المرجوة، ولكل منها قيود متأصلة.

قد يؤدي أخذ العينات من الوريد الذيلي الجانبي أو عبر شق الذيل إلى الحصول على أحجام محدودة، بينما يعد أخذ العينات من خلف العين، رغم كفاءته، أكثر توغلاً ويؤثر على عملية التعافي1 وينطوي على مخاطر تلف الأنسجة4,8 ومخاوف أخلاقية. ويتطلب أخذ العينات من الوريد الصافن تقييد الحركة وحلاقة موقع الوخز2، مما قد يسبب الإجهاد ويؤثر على النتائج التجريبية. كما يمكن أن يكون سحب الدم المتكرر من الوريد الصافن أمراً صعباً بسبب قصر طول الوريد والارقاء. وينطبق الأمر ذاته على الوريد تحت اللساني. وعلى الرغم من إمكانية الحصول على أحجام كبيرة من الدم بسرعة عبر وخز الوريد الوداجي، إلا أن هناك خطراً من إصابة الرئة التي تؤدي إلى استرواح الصدر. كما يجب إجراء الوخز بشكل أعمى6 نظراً لأن الوريد غير مرئي.

في هذا السياق، تزداد أهمية الطرق المطورّة التي تقلل من معاناة الحيوان مع ضمان جودة العينات. ويوفر سحب الدم من الشريان الذيلي تحت تخدير isoflurane نهجاً من هذا القبيل؛ حيث يقلل استخدام التخدير الاستنشاقي قصير المفعول من إجهاد المناولة ويسهل تنفيذ الإجراء بشكل منضبط. بالإضافة إلى ذلك، من المتوقع أن يوفر جمع الدم الشرياني عينات دم عالية الجودة مع تقليل مخاطر ظهور شوائب التخثر نظراً لتدفق الدم السريع. وتعد هذه التقنية مناسبة بشكل خاص لسحب العينات المتكرر وتصاميم الدراسات الطولية، حيث تتعافى الحيوانات بسرعة وتقل الاضطرابات الفسيولوجية إلى أدنى حد. وبشكل عام، تجمع هذه الطريقة بين الموثوقية التقنية وتحسين رفاهية الحيوان، وهي بالتالي ملائمة تماماً للأوساط التجريبية التي تتطلب قياسات دقيقة وقابلة للتكرار للدم.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع التجارب التي تضمنت الطريقة المعروضة من قبل لجنة الأخلاقيات في جامعة فيينا الطبية ووزارة التعليم والعلوم والبحث النمساوية.

1. التحضير

ملاحظة: قم بتجهيز جميع المواد المطلوبة قبل التخدير لضمان سير الإجراء بسلاسة وكفاءة.

  1. املأ المحقنة بـ 3.2% citrate (تعتمد الكمية على المعايير المطلوبة) لمنع تخثر الدم.
  2. اضبط تدفق الأكسجين على 0.5 L/min، مع توجيهه إلى غرفة التحريض والقناع.
  3. أغلق الخرطوم المتصل بالقناع لضمان توجيه غاز التحريض والأكسجين حصرياً إلى الغرفة.
  4. أخرج الجرذ من القفص وضعه في غرفة التحريض.
  5. أغلق غطاء غرفة التحريض، مع التأكد من عدم انحصار ذيل الجرذ أو أقدامه.
  6. اضبط تركيز isoflurane على 3% (اعتماداً على نظام الخراطيم) وحافظ عليه حتى يظهر الحيوان فقداناً للحركة التلقائية ومنعكس التصحيح.
  7. قم بهز الغرفة بلطف ذهاباً وإياباً للتأكد من فقدان منعكس التصحيح.
  8. أغلق الخرطوم المتصل بالصندوق لإعادة توجيه الغاز والأكسجين إلى القناع.
  9. افتح غطاء الغرفة وأخرج الجرذ.
  10. ضع الجرذ في وضعية الاستلقاء الظهري على وسادة التدفئة (38 °C) مع وضع أنفه في القناع (الشكل 1).
  11. نظف الذيل بالماء وجففه بمناديل ورقية.
  12. عقم الذيل بالكحول.
  13. تأكد من غياب المنعكس بين الأصابع عن طريق الضغط بين أصابع الطرف الخلفي للجرذ والتحقق من عدم وجود استجابة سحب.

إعداد تخدير الجرذ؛ محقنة، قارورة، شاش؛ مستخدمة في تجربة مختبرية لأبحاث الطب الحيوي.
الشكل 1: وضعية الجرذ. يوضع الجرذ على ظهره مع وضع أنفه داخل قناع التخدير. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

2. سحب عينات الدم

ملاحظة: يقع الشريان على الجانب البطني من الذيل. يقع الموقع الأمثل للثقب بين الجزأين الأوسط والقاصي من الذيل. يتم تحديد الشريان أساساً من خلال موضعه التشريحي، ولكن في الجرذان ذات التصبغ الخفيف (مثل Sprague Dawley)، قد يكون الشريان الذيلي البطني مرئياً أحياناً كوعاء دموِي مائل للزرقة وباهت. في هذه الحالة، يمكن عادةً تحديد الشريان الذيلي البطني بسهولة عند قاعدة الذيل من خلال موضعه التشريحي في الخط الناصف البطني. وبمجرد تحديده، يمكن تتبع مساره قاصياً وصولاً إلى موقع الثقب المستهدف.

  1. تتبع الشريان من الجهة القريبة إلى الجهة القاصية.
  2. وجه شطبة الإبرة إلى الأعلى.
  3. أدخل الإبرة بزاوية 30 ° تقريبًا (الشكل 2).
  4. ادفع الإبرة باتجاه الرأس (قحفيًا) ثم بموازاة الذيل (الشكل 2).
  5. اسحب الدم إلى المحقنة (الشكل 2).
    ملاحظة: إذا أمكن دفع الإبرة بسهولة، فاسحب حجم الدم المطلوب وفقًا للإرشادات المعمول بها. وفي حال كان ضغط الدم منخفضًا جدًا بحيث لا يسمح بأخذ العينة، قلل تركيز الإيزوفلوران إلى 2.5% وكرر الإجراء دون إزالة الإبرة من موقع الوخز. وبالنسبة لكل سحب دم لاحق، يجب أن يكون موقع الوخز في وضع قحفي بالنسبة للموقع السابق.
  6. استخدم مسحة للضغط على موقع الحقن قبل إزالة الإبرة.
  7. أوقف التخدير الغازي وافحص موقع الإدخال.
    ملاحظة: بمجرد توقف النزيف، أعد الجرذ إلى قفصه الأصلي.

تقنية الحقن في الثعبان، إجراء بيطري، استخدام المحقنة، التعامل مع الزواحف، التجهيزات الطبية.
الشكل 2: موقع الوخز. يقع موقع الوخز في الجهة البطنية بين الثلث الأوسط والثلث القاصي من الذيل، ويجب إدخال الإبرة بزاوية 30°. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

3. معالجة الدم

  1. صب الدم المجموع في أنبوب.
  2. احفظ الدم على الثلج حتى عملية الطرد المركزي.

النتائج

تم الحصول على البيانات الواردة في ورقة المنهجية هذه خلال دراسة للحركية الدوائية. شملت الدراسة ذكور جرذان Sprague Dawley فقط، تتراوح أعمارها بين 6-8 أسابيع، وبوزن جسم يتراوح من 393 g إلى 429 g. تم جمع عينة دم واحدة (0.3 mL) من شريان الذيل في اليوم 0. سُجل وزن الجسم مباشرة قبل جمع الدم ومرة أخرى بعد 24 h من أخذ العينات. تم زفير غاز التخدير بسرعة، وتعافت الحيوانات سريعاً. وبعد فترة وجيزة من ذلك، بدأت الحيوانات في الأكل ولم تظهر عليها أي علامات تدل على تدهور حالتها الصحية العامة. ولم تظهر الجرذان أي علامات ضيق أو خوف عند إخراجها من القفص لأخذ عينات الدم اللاحقة. كما لم يتم ملاحظة أي سلوك دفاعي في الأيام التي تلت الإجراء. ولم تكن هناك أي تجمعيات دموية مرئية على الذيل عند تنفيذ الإجراء بشكل صحيح. ولم تظهر الحيوانات أي علامات ألم سواء مباشرة بعد سحب الدم أو في الأيام التي تلت ذلك، كما كانت مواقع سحب الدم على ذيولها غير مؤلمة عند اللمس. ولم يُلاحظ أي فقدان في وزن الجسم خلال 24 h بعد جمع الدم. ارتفع متوسط وزن الجسم من 409 g في اليوم 0 إلى 419 g في اليوم 1، وهو ما يقابل زيادة متوسطة في وزن الجسم قدرها 2.6% ±± 1.1%، مما يشير إلى أن إجراء أخذ عينات الدم كان مقبولاً جيداً (الشكل 3).

رسم بياني خطي لتغير وزن الجسم لـ 12 مفحوصاً، يتتبع الوزن من d0 إلى d1 بالجرامات.
الشكل 3: تغير وزن الجسم. وزن الجسم (g) قبل (d0) وبعد 24 ساعة (d1) من سحب عينات الدم في الجرذان (n = 12). لم يُلاحظ أي فقدان في وزن الجسم بعد عملية جمع الدم. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

المناقشة

تعتبر تقنية سحب عينات الدم من الشريان الذيلي المعروضة مناسبة بشكل خاص للدراسات التي تتطلب سحب عينات دم متكررة أو أحجام عينات دم كبيرة نسبياً. وبالمقارنة مع سحب الدم من الوريد الذيلي، تسهل هذه التقنية جمع كميات أكبر من الدم من موقع وخز واحد، وقد توفر مزايا عملية عند السحب المتكرر، حيث يمكن أن يصبح سحب الدم الوريدي المتكرر أكثر صعوبة بسبب تكون الورم الدموي وانخفاض إمكانية الوصول إلى الوريد. ووفقاً لتوصيات الجمعية الألمانية لعلوم حيوانات التجارب (GV-SOLAS) والاتحاد الأوروبي لجمعيات علوم حيوانات التجارب (FELASA)، يجب ألا تتجاوز عملية جمع الدم الواحدة 10% من حجم الدم الجاري، بينما يجب أن يقتصر السحب اليومي المتكرر على حوالي 1% من حجم الدم الجاري لكل 24 h، تليها فترة تعافٍ مناسبة. تتيح التقنية الموصوفة الحصول على أحجام العينات الموصى بها هذه بطريقة موثوقة وقابلة للتكرار، مما يجعلها مناسبة لبروتوكولات جمع الدم سواء كانت مفردة أو متكررة.

يجب أن توفر تقنية جمع الدم المثالية أحجامًا كافية من الدم للتحليلات المقصودة مع تقليل الإجهاد الناتج عن الإجراء وضمان الحصول على عينات عالية الجودة. يمكن أن يؤدي جمع الدم من الضفيرة الوريدية خلف المحجر والوريد تحت اللساني إلى حدوث مشكلات في التجلط بسبب رضوض الأنسجة8,9، وهو أمر غير مناسب لدراسات التجلط. وبالمثل، فإن تقنيات التقطير — مثل "عصر" وريد الذيل — قد تؤدي أيضًا إلى تجلط ناتج عن عملية أخذ العينات. ومقارنة بطرق أخذ العينات هذه، يبدو أن الدم الشرياني الذي يتم الحصول عليه عبر الذيل أقل عرضة للتجلط المبكر. وقد يُعزى ذلك إلى سرعة عملية الجمع، وغياب رضوض الأنسجة، والتماس المباشر للدم مع السترات في السرنجة، مما يمنع التجلط بفعالية. أما التقنيات الأخرى، مثل ثقب الوريد الوداجي، فتنطوي على خطر تلف الأعضاء1,6، كما أن إجراءات القسطرة الموصى بها تتطلب تخديرًا عامًا، يليه رعاية ما بعد الجراحة وإدارة الجروح. ومن الضروري غسل القسطرة بانتظام لمنع الانسدادات، كما يوجد دائمًا خطر قيام الحيوانات بإزالة القسطرة.

يتطلب جمع الدم من الشريان الذيلي تخديرًا قصير الأمد، حيث يجب وضع الحيوانات في وضعية الاستلقاء على الظهر، كما أن عملية الوخز مؤلمة، مما يجعل الحركات الدفاعية محتملة. ويقلل استخدام تخدير isoflurane من الحركات الدفاعية، مما يسمح بإجراء العملية بطريقة محكومة وفعالة. ونتيجة لذلك، يمكن إتمام عملية جمع الدم بسرعة، مما يقلل من العبء الإجمالي على الحيوان مقارنة بتقنيات سحب الدم الوريدي باستخدام وريد الذيل، حيث قد يستغرق جمع كمية الدم المطلوبة وقتًا أطول. كما يقلل غياب الحركات الدفاعية من احتمالية تكرار وخزات الإبرة. ومن المهم ملاحظة أن الحيوانات لا تدرك الإجراء بوعي، وتتعافى بسرعة، وتعود عمومًا إلى سلوكها الطبيعي بعد وقت قصير من أخذ العينات1. وبعد جمع الدم، تعافت الحيوانات بسرعة من تخدير isoflurane واستأنفت عادةً سلوكها الطبيعي بعد ذلك بوقت قصير. وفي الدراسة الحالية، أظهر وزن الجسم المقاس بعد 24 h من أخذ عينات الدم زيادة طفيفة مقارنة بالقيمة المرجعية، مما يشير إلى أن تناول الطعام لم يتأثر سلبًا بالإجراء، ويدعم حدوث تعافٍ قصير الأمد دون مضاعفات.

من المعروف أن Isoflurane يقلل من ضغط الدم10,11، مما قد يؤدي إلى تعقيد عملية سحب عينات الدم الوريدي بسبب انخفاض الامتلاء الوريدي. وفي المقابل، يتطلب سحب العينات الوريدية دون تخدير استخدام أدوات التقييد1,2، وهو ما قد يسبب إجهاداً كبيراً ومن المحتمل أن يؤثر على النتائج التجريبية. وعلاوة على ذلك، يؤدي الإجهاد إلى تضيق الأوعية الدموية، مما قد يجعل جمع الدم أكثر صعوبة. كما قد يؤثر انخفاض ضغط الدم على سحب العينات الشريانية؛ ومع ذلك، فبناءً على خبرتنا، يمكن التعامل مع هذه المشكلة بسهولة عن طريق ضبط تركيز Isoflurane، وبذلك يتم الحفاظ على تدفق دم كافٍ لسحب العينات.

ومع ذلك، فمن المعروف أن الإيزوفلورين (Isoflurane) يؤثر أيضاً على المعايير الفسيولوجية، ولا سيما قيم غازات الدم، وذلك بسبب تثبيط التنفس12,13. ويمكن للإيزوفلورين أن يؤثر على الوظيفة التنفسية وتبادل الغازات، مما قد يؤدي إلى تغيير مستويات الأكسجين وثاني أكسيد الكربون الشريانية. وقد أظهرت دراسات عدة أن الإيزوفلورين يمكن أن يغير أيضاً المعايير الأيضية والغدية، بما في ذلك جلوكوز الدم، واللاكتات، والأنسولين، والكورتيكوستيرون، وأيض الدهون14,15,16. ورغم ذلك، فقد ثبت أن الإيزوفلورين يسبب تغييرات أقل في المعايير المرتبطة بالإجهاد مقارنة بعدة أنظمة تخدير أخرى، كما يوفر مزايا تتمثل في سرعة الحث، وقصر وقت التعافي، والتحكم الدقيق في عمق التخدير، مما يجعله مناسباً جداً لإجراءات سحب عينات الدم الروتينية14. وبناءً على ذلك، ينبغي مراعاة التأثير المحتمل للإيزوفلورين عند تخطيط التجارب وتفسير نتائجها، لأن عينات الدم الشريانية التي يتم الحصول عليها تحت التخدير قد لا تعكس بدقة الظروف الفسيولوجية الأساسية. أما بالنسبة لدراسات الحركية الدوائية، فإن هذه التأثيرات غالباً ما تكون ذات أهمية ثانوية مقارنة بفوائد الحصول على عينات دم قابلة للتكرار مع تقليل الإجهاد المرتبط بالتعامل مع الحيوان.

ثمة اعتبار إضافي يتمثل في التعرض المهني للباحث لغاز isoflurane. ونظراً لأن النظام ليس مغلقاً بالكامل، فإن هناك خطراً من التعرض للغاز المخدر أثناء الإجراء. ومن شأن العمل تحت غطاء تدفق رقائقي (laminar flow hood) أو باستخدام أنظمة سحب وتصريف مناسبة أن يقلل من هذا التعرض، ولكن قد لا تتوفر مثل هذه المعدات في جميع البيئات التجريبية.

بشكل عام، تمثل التقنية الموصوفة بديلًا قيمًا لطرق سحب عينات الدم التقليدية، حيث تجمع بين جودة العينات المتوقعة وتقليل مستويات الإجهاد وتحسين ظروف التعامل. وهي توفر فوائد واضحة من حيث رفاهية الحيوان وكفاءة الإجراءات. وتعتمد ملاءمتها في النهاية على سؤال البحث المحدد، ولكنها تكون مفيدة بشكل خاص في الإعدادات التجريبية التي تتطلب معاملات دم موثوقة وأدنى حد من الاضطراب الفسيولوجي.

الإفصاحات

يصرح المؤلف بأنه لا توجد تضاربات في المصالح للإفصاح عنها.

شكر وتقدير

تود المؤلفة أن تتقدم بالشكر لـ Katharina Tillmann لإلهامها بنشر هذه الطريقة.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
نظام التخدير Dräger https://www.draeger.com/en-us_us/Productfinder/Anaesthesia/Anaesthesia-Machines#productsتخدير غازي
أنابيب Vacuette سترات (سترات الصوديوم 3.2%)Greiner Bio-One454332مانع تخثر
أنبوب Eppendorf سعة 1.5 mLEppendorf 3,01,25,150تخزين الدم
إيزوفلوران سائل (Isospire)Dechraتخدير غازي
إبرة (25 G ´ 5/8'')BD Microlance300600سحب عينات الدم
محقنة 1 mL (توبيركولين لوير)Chirana CHTUB01سحب عينات الدم
Thermomaquet 2000MaquetThermomaquet 2000نظام تدفئة
مسحات سليلوز Zelletten مقاس 5 cm ´ 4 cmLohmann&Rauscherإرقاء الدم

المراجع

  1. Toft, M., Peterson, M. H., Dragsted, N., Hansen, A. K. The impact of different blood sampling methods on laboratory rats under different types of anaesthesia. Laboratory Animals. 40, 261-274 (2006).
  2. Hem, A., Smith, A. J., Solberg, P. Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guineapig, ferret and mink. Laboratory Animals. 32, 364-368 (1998).
  3. Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S. P., Sørensen, D. B. A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare. Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).
  4. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).
  5. National Institutes of Health, Office of Animal Care and Use. . Guidelines for survival blood collection in mice and rats. , (2025).
  6. Xu, Y., Zhu, Y., Lin, J., Borlak, J. Serial blood collection in anaesthetised rats: Enhancing animal welfare without the need for jugular vein catheterisation. Regul Toxicol Pharmacol. 164, 105988 (2026).
  7. Fluttert, M., Dalm, S., Oitzl, M. S. A refined method for sequential blood sampling by tail incision in rats. Laboratory Animals. 34, 372-378 (2000).
  8. Salemink, P. J. M., Korsten, J., de Leeuw, P. Prothrombin times and activated partial thromboplastin times in toxicology: a comparison of different blood withdrawal sites for Wistar rats. Comp Haematol Int. 4, 173-176 (1994).
  9. Seibel, J., et al. Comparison of haematology, coagulation and clinical chemistry parameters in blood samples from the sublingual vein and vena cava in Sprague-Dawley rats. Laboratory Animals. 44, 344-351 (2010).
  10. Albrecht, M., et al. Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: a telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl. BMC Vet Res. 10, 310 (2014).
  11. Janssen, B. J. A., et al. Effects of anesthetics on systemic hemodynamics in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287, H1618-H1624 (2004).
  12. Flecknell, P. . Laboratory animal anaesthesia. , (2009).
  13. Tsukamoto, A., et al. Combining isoflurane anesthesia with midazolam and butorphanol in rats. Exp Anim. 65 (3), 223-230 (2016).
  14. Arnold, M., Langhans, W. Effects of anesthesia and blood sampling techniques on plasma metabolites and corticosterone in the rat. Physiol Behav. 99, 592-598 (2010).
  15. Rauch, E., Ari, C., D'Agostino, D. P., Kovács, Z. Exogenous ketone supplement administration abrogated isoflurane-anesthesia-induced increase in blood glucose level in female WAG/Rij rats. Nutrients. 16 (10), 1477 (2024).
  16. Wren-Dail, M. A., et al. Effect of isoflurane anesthesia on circadian metabolism and physiology in rats. Comp Med. 67 (2), 122-132 (2017).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة