يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

فتح الحاجز الدموي الدماغي (BBB) الموجه بالموجات فوق الصوتية في شريحة مائعيات دقيقة لنموذج الحاجز الدموي الدماغي والورم الأرومي الدبقي لدراسات إيصال الأدوية

184 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/72041

⸱

أغسطس 18, 2026

 ,  , 
1Ningbo No.2 Hospital, 2Innovation Center for Diagnosis and Treatment of Neurological Diseases, Ningbo Institute of Life and Health Industry, University of Chinese Academy of Sciences, 3Lab of Nanopharmacology Research for Neurodegeneration, Department of Research and Development of Science and Technology, Ningbo Institute of Life and Health Industry, University of Chinese Academy of Sciences, 4Lab of Dementia and Neurorehabilitation Research, Department of Research and Development of Science and Technology, Ningbo Institute of Life and Health Industry, University of Chinese Academy of Sciences

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول بناء نموذج شريحة ميكروفلويديك للحاجز الدموي الدماغي والورم الأرومي الدبقي (BBB‑GBM). تم التحقق من صحة النموذج من حيث سلامة الحاجز الدموي الدماغي (BBB)، وهو يتيح دراسة فتح الحاجز الدموي الدماغي العابر والقابل للعكس إلى حد كبير والمحفز بالموجات فوق الصوتية منخفضة الكثافة، مما يسمح بالتقييم الكمي لنقل المذيلات النانوية عبر الحاجز الدموي الدماغي وكفاءة استهداف الورم بوساطة الموجات فوق الصوتية.

الملخص

يُعد الحاجز الدموي الدماغي (BBB) عائقاً رئيسياً أمام علاج الورم الأرومي الدبقي (GBM) نظراً لتقييده دخول معظم الجزيئات العلاجية إلى الدماغ. وتؤدي الاختلافات بين الأنواع في بنية ووظيفة الحاجز الدموي الدماغي إلى تعقيد الترجمة السريرية للنماذج الحيوانية، مما يبرز الحاجة إلى منصات بشرية ذات صلة في المختبر لنمذجة الحاجز الدموي الدماغي لتقييم نفاذية الأدوية في علاج الورم الأرومي الدبقي. يتم هنا وصف بروتوكول لإنشاء نموذج شريحة مائعية دقيقة للحاجز الدموي الدماغي والورم الأرومي الدبقي (BBB-GBM). يؤسس هذا النموذج نظام زراعة ثلاثياً يتكون من الخلايا البطانية الوعائية الدقيقة الدماغية البشرية (HCMECs)، والخلايا النجمية الأولية (ACs)، وخلايا U87-MG ضمن منصة مائعية دقيقة مدمجة في مادة Matrigel. ويتم التحقق من سلامة الحاجز الدموي الدماغي من خلال التصبيغ المناعي المستمر لبروتين zonula occludens-1 (ZO-1) واختبار نفاذية FITC-dextran. بعد ذلك، يتم استخدام الموجات فوق الصوتية (US) منخفضة الكثافة (1 MHz، 1 W/cm2، 30 s) لتحفيز فتح عابر وعكسي إلى حد كبير للحاجز الدموي الدماغي، مما يسمح للمذيلات النانوية المستهدفة للأورام (SFN@RB@SPMs) بعبور الحاجز بكفاءة والتراكم في خلايا الورم الأرومي الدبقي. وتتمثل السمة الرئيسية لهذا البروتوكول في دمج قياسات نفاذية الحاجز الدموي الدماغي وإيصال الدواء في الوقت الفعلي ضمن شريحة واحدة مستجيبة للموجات فوق الصوتية، مما يوفر منصة قوية لتحليل آليات إيصال الدواء المعزز بالموجات فوق الصوتية في حالات الورم الأرومي الدبقي.

المقدمة

يواجه علاج الورم الأرومي الدبقي (GBM) قيوداً شديدة بسبب الحاجز الدموي الدماغي (BBB)، الذي يحد بشكل كبير من دخول جميع العوامل العلاجية تقريباً إلى الدماغ1,2. يتكون الحاجز الدموي الدماغي من خلايا بطانية غير نافذة مرتبطة ببروتينات الموصلات المحكمة (مثل occludin و ZO-1)، مع دعم إضافي من الخلايا الحولية والنهايات القدمية للخلايا النجمية3. ورغم أن النماذج الحيوانية قدمت رؤى قيمة حول وظيفة الحاجز الدموي الدماغي، إلا أن الاختلافات النوعية في الفسيولوجيا والتمثيل الغذائي تحد من قدرتها على التنبؤ بدقة باستجابات الأدوية لدى البشر4,5. وبناءً على ذلك، تبرز الحاجة الماسة إلى نماذج بشرية ذات صلة فسيولوجياً بالحاجز الدموي الدماغي لتقييم نفاذية الأدوية في علاج الورم الأرومي الدبقي.

تخفق نماذج الحاجز الدموي الدماغي (BBB) التقليدية في المختبر (in vitro)، مثل نظام زراعة Transwell، في محاكاة تعقيد الحاجز الدموي الدماغي، بما في ذلك التفاعلات بين الخلايا، والتغيرات السائلة الديناميكية، وإجهاد القص الناجم عن التدفق6. وفي المقابل، ظهرت نماذج الحاجز الدموي الدماغي الموائع الدقيقة (microfluidic) كمنصات متفوقة تحاكي هذه الخصائص الشبيهة بالحالة الحية (in vivo) بدقة7. وقد استُخدمت أنظمة "الحاجز الدموي الدماغي على شريحة" (BBB-on-a-chip) على نطاق واسع لدراسة نقائل أورام الدماغ8، وبحث خلل وظائف الحاجز الدموي الدماغي في الأمراض التنكسية العصبية مثل مرض الزهايمر9، وتقييم نقل الأدوية عبر الحاجز الدموي الدماغي10,11. ومع ذلك، فإن معظم نماذج شرائح الحاجز الدموي الدماغي الحالية تُستخدم أساساً لاختبار نفاذية الأدوية وتفتقر إلى القدرة على دمج المحفزات الفيزيائية الخارجية التي تعدل نفاذية الحاجز. حالياً، برزت الموجات فوق الصوتية المركزة (FUS) كاستراتيجية واعدة لفتح الحاجز الدموي الدماغي بشكل مؤقت مع تعافٍ ملموس، مما يتيح تعزيز إيصال العوامل العلاجية إلى الدماغ12,13. وقد أثبتت الدراسات الميكانيكية السابقة أن التحفيز الميكانيكي الناجم عن الموجات فوق الصوتية يمكن أن يعدل وظيفة الحاجز بشكل مؤقت عن طريق إعادة تشكيل الوصلات بين الخلايا وتعزيز نفاذية الخلايا البطانية. على سبيل المثال، أظهر Silvani وزملاؤه أن القوى الميكانيكية الناجمة عن الموجات فوق الصوتية أدت إلى تكوين فجوات بينية بطانية عكسية في نموذج "وعاء على شريحة" في المختبر (in vitro)14. واتساقاً مع هذه النتائج، أثبت Beekers وزملاؤه أن التأثيرات الحيوية الميكانيكية التي تتوسطها الموجات فوق الصوتية أدت إلى فتح مؤقت للتلامسات بين الخلايا البطانية، مما أدى بالتالي إلى زيادة نفاذية البطانة15. ومؤخراً، أفاد Qiao وزملاؤه أن نفاذية الحاجز البطاني يتم تنظيمها بشكل حاسم من خلال معايير التعرض للموجات فوق الصوتية، وخاصة طول النبضة، مما يؤكد أهمية تحسين المعايير الصوتية لتحقيق تعديل آمن وقابل للتحكم في الحاجز الدموي الدماغي16. وعلى الرغم من هذا التقدم، لا تزال المنصات المختبرية (in vitro) التي تسمح في آن واحد بالتحليل الكمي لفتح الحاجز الدموي الدماغي بوساطة الموجات فوق الصوتية وتأثير ذلك على إيصال الطب النانوي محدودة.

لسد الفجوة المذكورة أعلاه، يتم تقديم بروتوكول لإنشاء شريحة ميكروفلويديك لمحاكاة الحاجز الدموي الدماغي وورم الأرومة الدبقية المتعددة الأشكال (BBB-GBM). يدعم جهاز الميكروفلويديك زراعة ثلاثية لكل من خلايا HCMECs، والخلايا الفلكية الأولية (ACs)، وخلايا U87-MG GBM المدمجة في Matrigel. وقد أظهر الحاجز الدموي الدماغي المعاد بناؤه خصائص هيكلية ووظيفية لحاجز سليم، وهو ما ثبت من خلال التموضع المستمر لبروتين ZO-1 على طول الوصلات بين الخلايا والانتشار المحدود لـ 40 kDa FITC-dextran عبر الواجهة الوعائية. والأهم من ذلك، يمكن ربط هذه الشريحة بتحفيز بالموجات فوق الصوتية الخاضعة للتحكم لإحداث فتح مؤقت في الحاجز الدموي الدماغي، مما يعزز النقل اللاحق وكفاءة استهداف الورم للمذيلات النانوية. وباستخدام هذا النظام، يمكن تقييم كفاءة النقل واستهداف الورم للمذيلات النانوية SFN@RB@SPM كمياً. وبشكل عام، توفر هذه المنصة أداة مفيدة لدراسة العلاقة بين معاملات الموجات فوق الصوتية، وتعديل الحاجز الدموي الدماغي ذي الخصائص العكوسة، وتحسين إيصال المذيلات النانوية في علاج ورم الأرومة الدبقية المتعددة الأشكال (GBM).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

التزمت جميع الإجراءات الحيوانية بالمبادئ التوجيهية (GB/T35892-2018) للمراجعة الأخلاقية لرعاية الحيوانات التجريبية، وتم اعتمادها من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوان (IACUC) في معهد نينغبو لصناعة الحياة والصحة، UCAS (رقم الاعتماد GK-2023-XM-0073). الكواشف والمعدات المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. تصنيع وتحضير جهاز العضو على شريحة للحاجز الدموي الدماغي والورم الأرومي الدبقي (BBB-GBM)

  1. تصميم الرقيقة ومخطط القناع الضوئي
    1. صمم الرقيقة باستخدام برنامج Auto CAD.
      ملاحظة: تتكون الرقيقة من ثلاث قنوات مائعية دقيقة متوازية، تشمل قناة دم، وقناة دماغ، وقناة ورم. يبلغ عرض قناة الدم وقناة الورم 1000 µm لكل منهما، بينما يبلغ عرض قناة الدماغ 1300 µm. ويبلغ ارتفاع القنوات الثلاث 150 µm، وتفصل بين القنوات المتجاورة مصفوفات من الركائز الدقيقة شبه المنحرفة بعرض 200 µm، والتي تسمح بالانتشار الجزيئي والتواصل الخلوي بين الحجرات. يتوفر المخطط التفصيلي لتصميم القناع الضوئي في الشكل التكميلي 1 والشكل التكميلي 2. والمقاوم الضوئي SU-8 المستخدم في هذه الدراسة هو 3050.
  2. تصنيع قالب رئيسي من السيليكون باستخدام الطباعة الحجرية الضوئية القياسية مع المقاوم الضوئي SU-8.
    1. ضع رقاقة سيليكون فارغة على قاعدة التثبيت بالتفريغ في جهاز الطلاء الدوراني وقم بتنشيط التفريغ لتثبيت الرقاقة بإحكام.
    2. وزع ببطء 10 mL من المقاوم الضوئي SU-8 على مركز الرقاقة.
    3. قم بإجراء عملية طلاء دوراني على خطوتين للحصول على طبقة موحدة من المقاوم الضوئي: أولاً بسرعة 500 rpm لمدة 10 s، ثم بسرعة 2500 rpm لمدة 90 s.
    4. انقل الرقاقة المطلية إلى لوح تسخين وأجرِ خبزاً أولياً (soft bake) عند 95 °C لمدة 30 min لتبخير المذيب.
    5. اترك الرقاقة لتبرد إلى درجة حرارة الغرفة وقم بقياس سمك طبقة SU-8 باستخدام مقياس السمك.
      ملاحظة: لتكوين حاجز دم دماغي (BBB) مثالي، يوصى بارتفاع قناة يتراوح بين 110–150 µm. وعادة ما ينتج عن عملية طلاء دوراني واحدة (الخطوة 1.2.3) سمك غشاء يتراوح بين 40–50 µm؛ لذا يلزم إجراء عمليتي إلى ثلاث عمليات طلاء دوراني للوصول إلى السمك الإجمالي المطلوب.
  3. تنميط الطباعة الحجرية الضوئية
    1. اضبط شدة الأشعة فوق البنفسجية (UV) لجهاز محاذاة القناع على 14–15 mW/cm2.
    2. قم بمحاذاة القناع الضوئي المصنوع من الكروم مع رقاقة السيليكون المطلية بـ SU-8 وأجرِ التعريض للأشعة فوق البنفسجية لمدة 10 s.
    3. انقل رقاقة السيليكون فوراً إلى لوح تسخين لإجراء الخبز بعد التعريض (post-exposure baking) وفق الشروط التالية: 65 °C لمدة 10 s، يليه 95 °C لمدة 300 s.
    4. بعد أن تبرد رقاقة السيليكون إلى درجة حرارة الغرفة، اغمرها في محلول المظهر (propylene glycol monomethyl ether acetate, PGMEA) واتركها تتطور لمدة 4–6 min.
    5. اشطف الرقاقة بـ isopropanol لإيقاف عملية التظهير، ثم اغسلها بالماء منزوع الأيونات.
    6. جفف الرقاقة باستخدام غاز النيتروجين وافحص هياكل القنوات الدقيقة المنمطة تحت مجهر ضوئي.
      ملاحظة: إذا بقيت بقايا من المقاوم الضوئي غير المظهر، كرر خطوة التظهير حتى تتحدد الهياكل الدقيقة بوضوح.
    7. اخبز القالب الرئيسي من السيليكون المكتمل في فرن عند 200 °C لمدة 1 h لتحسين الالتصاق بين المقاوم الضوئي SU-8 وسطح رقاقة السيليكون.
  4. تصنيع رقيقة PDMS
    1. جهز البولي ثنائي ميثيل سيلوكسان (PDMS) عن طريق خلط البوليمر الأساسي وعامل المعالجة جيداً بنسبة وزنية 10:1 (w/w) لمدة 30 min للحصول على بوليمر PDMS متجانس.
    2. صب خليط PDMS فوق القالب الرئيسي من السيليكون المصنع، مع التأكد من تغطية الهياكل الدقيقة بالكامل.
    3. ضع القالب الرئيسي في مجفف تفريغ لإزالة الفقاعات الهوائية.
    4. انقل القالب الرئيسي إلى فرن وقم بمعالجته عند 65 °C لمدة 1.5–2 h.
    5. بعد المعالجة، اقطع طبقة PDMS بعناية على طول حدود الرقيقة باستخدام سكين حرفي وافصلها برفق عن القالب الرئيسي من السيليكون.
    6. اغمر رقيقة PDMS في إيثانول بتركيز 70%–75% لمدة 30 min للتعقيم الأولي، ثم اشطفها بالماء منزوع الأيونات واتركها تجف في الهواء.
    7. قم بثقب منافذ الدخول والخروج باستخدام خرامة خزعة مقاس 2 mm.
  5. الربط بالبلازما وتجميع الجهاز
    1. ضع رقيقة PDMS وشريحة زجاجية نظيفة في غرفة جهاز تنظيف البلازما، مع التأكد من أن جانب القنوات الدقيقة في PDMS متجه للأعلى.
    2. قم بتفريغ الغرفة حتى ينخفض الضغط إلى أقل من 30 Pa، ثم أدخل غاز الأكسجين.
    3. حافظ على تدفق الأكسجين لمدة 90 s مع إبقاء ضغط الغرفة أقل من 40 Pa.
    4. اضبط قدرة التردد الراديوي (RF) على 55% وأجرِ معالجة بالبلازما لمدة 90 s لتنشيط أسطح PDMS والزجاج.
    5. أحضر رقيقة PDMS المنشطة فوراً لتلامس الشريحة الزجاجية واضغط برفق لتحقيق ربط غير عكسي.
    6. ضع الجهاز المجمع في فرن عند 65 °C لمدة 24 h لتثبيت الربط واستعادة خاصية كره الماء.
    7. قبل استزراع الخلايا، عقم الجهاز المربوط عن طريق التشعيع بالأشعة فوق البنفسجية لمدة 30 min.
      ملاحظة: حافظ على الظروف المعقمة عن طريق تخزين الرقائق المعقمة في أطباق بتري محكمة الإغلاق داخل كابينة السلامة البيولوجية حتى وقت الاستخدام.

2. استنبات الخلايا وتأسيس نموذج الحاجز الدموي الدماغي والورم الأرومي الدبقي (BBB-GBM)

  1. قم بتحضير الكواشف التالية:
    1. وسط استنبات ACs (لقناة الدماغ): وسط DMEM/F12 الأساسي المحتوي على 20% من مصل البقر الجنيني (FBS) و1% من البنسلين/ستريبتومايسين (P/S).
    2. وسط استنبات HCMECs (لقناة الأوعية الدموية): وسط الخلايا البطانية (ECM) المكمل بـ 1% P/S.
    3. وسط استنبات خلايا GBM (لقناة الورم الدبقي): وسط MEM الأساسي المحتوي على 10% FBS و1% P/S.
    4. كاشف تفكيك الخلايا: استخدم محلول trypsin-EDTA بتركيز 0.25% لفصل الخلايا الملتصقة.
      ملاحظة: قد يؤدي التعرض الطويل لـ trypsin إلى تقليل حيوية الخلايا. راقب انفصال الخلايا تحت المجهر وقم بتحييد trypsin فوراً باستخدام الوسط الكامل.
    5. احتفظ بجميع الخلايا (ACs وHCMECs وU87-MG) في أطباق استنبات بقطر 100 مم قبل استزراعها في الجهاز الموائع الدقيقة.
  2. عزل ACs الأولية
    1. اعزل ACs الأولية من القشرة المخية للفئران حديثة الولادة (اليوم 1-3 بعد الولادة). بعد إزالة السحايا والأوعية الدموية بعناية على الثلج، قم بفرم النسيج القشري باستخدام مقصات جراحية معقمة وأخضعه للهضم الإنزيمي.
    2. اغسل معلق الخلايا المفككة بمحلول PBS بارد جداً، وعالجه بـ trypsin لتحقيق تفكيك الخلايا الفردية، واجمع الرواسب عن طريق الطرد المركزي (400 x g، لمدة 5 دقائق، في درجة حرارة الغرفة).
    3. أعد تعليق الخلايا واستزرعها في دوارق استنبات T25 تحتوي على وسط استنبات ACs.
    4. تعرف على ACs عن طريق GFAP من خلال تلوين التألق المناعي. الصورة موفرة في الشكل 3 التكميلي.
  3. استزراع الخلايا
    ​ملاحظة: اليوم 1 - استزراع ACs في قناة الدماغ.
    1. أضف 1 mL من trypsin-EDTA بتركيز 0.25% إلى طبق الاستنبات الذي يحتوي على ACs. حرك الطبق بلطف لضمان التغطية المتساوية.
    2. حضن الطبق عند 37 °C لمدة 1-2 دقيقة حتى تنفصل الخلايا عن طبق الاستنبات.
    3. أضف 3 mL من وسط استنبات ACs (من الخطوة 2.1.1) لتحييد trypsin. استخدم الماصة بلطف للحصول على معلق من الخلايا الفردية.
    4. اجمع معلق الخلايا في أنبوب طرد مركزي وقم بالطرد المركزي عند 300 × g لمدة 3 دقائق عند 4 °C.
    5. أزل السائل الطافي وأعد تعليق رواسب الخلايا في 200 µL من وسط AC.
    6. حدد تركيز الخلايا باستخدام عداد خلايا آلي واضبط الكثافة لتصبح 2.5 × 106 خلية/mL.
    7. امزج معلق خلايا ACs مع Matrigel بنسبة 3:5 (v/v) (خلايا AC: Matrigel).
    8. باستخدام ماصة دقيقة، وزع 10 µL من مزيج Matrigel-ACs في قناة الدماغ.
      ملاحظة: قم بإجراء عملية التحميل مع الحفاظ على الشريحة على الثلج لمنع بلمرة Matrigel المبكرة.
    9. حضن الشريحة عند 37 °C في حضانة تحتوي على 5% CO2 لمدة 30 دقيقة للسماح ببلمرة Matrigel واستقرار الخلايا.
      ملاحظة: اليوم 1 - استزراع HCMECs في قناة الأوعية الدموية.
    10. ضع 1 mL من trypsin-EDTA بتركيز 0.25% وحضنها عند 37 °C لمدة 30 ثانية تقريباً حتى تنفصل الخلايا.
    11. أضف 3 mL من وسط HCMECs (الخطوة 2.1.2) لإيقاف الهضم الإنزيمي.
    12. استخدم الماصة بلطف لتوليد معلق موحد من الخلايا الفردية.
    13. اجمع المعلق وقم بالطرد المركزي عند 300 × g لمدة 3 دقائق عند 4 °C.
    14. أزل السائل الطافي وأعد تعليق رواسب الخلايا في 200 µL من وسط HCMECs.
    15. عد الخلايا واضبط التركيز ليصبح 2 × 106 خلية/mL.
    16. أدخل بعناية 10 µL من معلق HCMECs في قناة الأوعية الدموية للشريحة.
    17. ضع الشريحة جانبيًا لمدة 30 دقيقة في حضانة الخلايا لتعزيز التصاق الخلايا البطانية على طول جدار القناة.
    18. استزرع 10 µL إضافية من معلق HCMECs في قناة الأوعية الدموية لزيادة الكثافة البطانية في القناة الوعائية.
    19. حضن الشريحة لمدة 30-60 دقيقة إضافية للسماح بالتصاق HCMECs.
    20. أضف 100 µL من وسط استنبات مختلط إلى مدخل الشريحة.
      ملاحظة: يتكون الوسط المختلط من وسط AC ووسط HCMECs بنسبة 1:1 (v/v).
      اليوم 3 - استزراع خلايا U87-MG في قناة الورم الدبقي.
    21. أضف 1 mL من trypsin-EDTA بتركيز 0.25% إلى طبق الاستنبات وحضنه عند 37 °C لمدة 1-2 دقيقة.
    22. أضف 3 mL من وسط U87-MG (من الخطوة 2.1.3) لإنهاء الهضم.
    23. استخدم الماصة بلطف للحصول على معلق متجانس من الخلايا الفردية.
    24. انقل معلق الخلايا إلى أنبوب طرد مركزي وقم بالطرد المركزي عند 300 × g لمدة 3 دقائق.
    25. تخلص من السائل الطافي وأعد تعليق رواسب الخلايا في 200 µL من وسط U87-MG.
    26. عد تركيز الخلايا واضبط الكثافة لتصبح 2 × 106 خلية/mL.
    27. أدخل 10 µL من معلق خلايا U87-MG في قناة الورم الدبقي للشريحة.
    28. حضن الشريحة في درجة حرارة 37 °C مع 5% CO2 لمدة 30-60 دقيقة للسماح بالتصاق الخلايا.
    29. أضف 100 µL من وسط استنبات U87-MG إلى مدخل الشريحة.
    30. احتفظ بجهاز الموائع الدقيقة في بيئة عند 37 °C مع 5% CO2 لمدة 48 ساعة إضافية للسماح بتكوين الوصلات المحكمة البطانية.

3. تقييم سلامة الحاجز الدموي الدماغي (BBB)

  1. مقايسة النفاذية
    1. تحضير الدكستران المفلور بالإيزوثيوسيانات (FITC-dextran) بوزن جزيئي 40 kDa في وسط زراعة مختلط (وسط ACs : وسط HCMEC = 1:1، v/v) بتركيز نهائي 10 µg/mL.
    2. إدخال 10 µL من محلول FITC-Dextran في القناة الوعائية.
    3. وضع شريحة الموائع الدقيقة على منصة مجهر فلوري مقلوب لالتقاط صور فلورية لكل من القناة الوعائية والقناة الدماغية المجاورة بفواصل زمنية قدرها 20 min لمراقبة انتشار الدكستران عبر الحاجز البطاني.
    4. قياس معامل النفاذية (Papp, cm/s) باستخدام الصيغة التالية:
      Papp (cm/s)= معادلة كفاءة العملية، وتتضمن Fs وFc وΔt؛ صيغة رياضية للبحث العلمي.
      حيث Papp هو معامل النفاذية الظاهري (cm/s)، وFS هو شدة الفلورة في الوقت الابتدائي في القناة الدموية، وFC هو شدة الفلورة في القناة الدماغية في نهاية فترة الانتشار، وΔt هو زمن الانتشار (s)، وVT هو حجم انتشار FITC-dextran في القناة الدماغية (cm3)، وA هي مساحة السطح البطاني (cm2).
      ملاحظة: يشير معامل النفاذية المنخفض إلى سلامة أعلى للحاجز الدموي الدماغي (BBB) وتكوين حاجز بطاني أكثر إحكاماً.
    5. إجراء تحليل البيانات وتحديد المعاملات.
      ملاحظة: تم طرح قيم الخلفية من قيم شدة الفلورة في كل من القناتين الدموية والدماغية باستخدام قياسات مأخوذة من المناطق الخالية من الخلايا في الشريحة. تم تحديد مناطق الاهتمام (ROIs) على كلا جانبي الواجهة الدموية الدماغية بناءً على طول انتشار الفلورة. تم حساب مساحة السطح البطاني (A) من مساحة الواجهة بين القناتين الوعائية والدماغية (باستخدام الفجوة بين عمودين دقيقين كمرجع): 200 µm × 150 µm = 30,000 µm2 = 3 × 10-6 cm2. تم اشتقاق حجم انتشار FITC-dextran (VT) من مسافة اختراق الانتشار في القناة الدماغية مضروبة في A. تم التقاط الصور الفلورية كل 20 min (1200 s) على مدار فترة 60 min؛ وحُسب معامل النفاذية باستخدام بيانات الفاصل الزمني 20 min. حُسبت قيم النفاذية من ثلاث شرائح مستقلة لكل مجموعة تجريبية. أُجريت جميع تحويلات الوحدات قبل التعبير عن النفاذية بصيغة cm/s.
  2. تحليل الفلورة المناعية لبروتين ZO-1
    1. غسل قنوات الموائع الدقيقة ثلاث مرات بمحلول ملحي منظم بالفوسفات (PBS) لإزالة ما تبقى من وسط الزراعة.
    2. تثبيت الخلايا عن طريق إدخال 4% بارافورمالدهيد (PFA) في القنوات والتحضين لمدة 10 min في درجة حرارة الغرفة.
    3. زيادة نفاذية الخلايا باستخدام 0.1% Triton X-100 في PBS لمدة 15 min في درجة حرارة الغرفة.
    4. منع الارتباط غير النوعي للأجسام المضادة عن طريق تحضين القنوات مع 2% ألبومين مصل بقري (BSA) في PBS لمدة 45 min في درجة حرارة الغرفة.
    5. إدخال الجسم المضاد الأولي anti-ZO-1 (تخفيف 1:200) في القنوات والتحضين عند 4 °C طوال الليل.
    6. غسل القناة جيداً بـ PBS لإزالة الجسم المضاد الأولي غير المرتبط.
    7. تحضين الشرائح مع جسم مضاد ثانوي مضاد للأرانب مقترن بـ Alexa Fluor 555 (تخفيف 1:1000) لمدة 45 min في درجة حرارة الغرفة وفي الظلام.
    8. صبغ الأنوية تباينياً باستخدام 1 µg/mL من 4’6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) لمدة 1 min في درجة حرارة الغرفة وفي الظلام.
      ملاحظة: مادة DAPI حساسة للضوء ويجب حمايتها من الضوء أثناء الصبغ.
    9. غسل القنوات ثلاث مرات بـ PBS.
    10. تصوير جهاز الموائع الدقيقة باستخدام مجهر فلوري مقلوب ومجهر مسح ليزري بؤري لتصور تموضع ZO-1 على طول الوصلة بين الخلايا البطانية.

4. توصيل الميسيلات النانوية المعززة بالموجات فوق الصوتية عبر الحاجز الدموي الدماغي (BBB) إلى خلايا الورم الأرومي الدبقي (GBM)

  1. التحفيز بالموجات فوق الصوتية
    1. أخرج الشريحة بعناية من طبق الزرع وضعها داخل كابينة السلامة البيولوجية.
    2. طبّق التحفيز بالموجات فوق الصوتية باستخدام نظام موجات فوق صوتية علاجي مجهز بمحول طاقة بتردد 1 ميجاهرتز (مساحة الإشعاع الفعالة: 5 سم٢)2).
    3. ضع وسادة اقتران صوتي طبية بسمك 3 مم بين مسبار الموجات فوق الصوتية وسطح شريحة الموائع الدقيقة لضمان كفاءة الانتقال الصوتي.
    4. ضع مسبار الموجات فوق الصوتية مباشرة فوق منطقة القناة الوعائية في الجهاز مائع الميكروات.
      ملاحظة: تؤدي الفقاعات الهوائية الموجودة بين المحول والرقاقة إلى تقليل انتقال الطاقة الصوتية بشكل كبير، لذا يجب تجنب تكونها.
    5. اضبط معلمات الموجات فوق الصوتية كما يلي: دورة التشغيل: 60%؛ التردد: 1 ميجاهرتز؛ الشدة: 1 واط/سم²2؛ مدة التعرض: 30 ثانية؛ تردد تكرار النبضات (PRF): 100 هرتز. تتوفر معايير الموجات فوق الصوتية التفصيلية في الجدول التكميلي 1.
    6. بالنسبة لمجموعة الضبط غير المعالجة، ضع محول الطاقة فوق الصوتي في الموضع نفسه، ولكن تأكد من إبقائه غير نشط ليكون بمثابة ضابط وهمي، مع ضمان تطابق إجراءات المناولة دون التعرض للموجات الصوتية.
    7. بعد التعرض للموجات فوق الصوتية، قم بإزالة وسادة التوصيل وأعد الشريحة على الفور إلى طبق زراعة معقم.
    8. أضف وسط استنبات جديداً إلى منافذ الإدخال في الشريحة.
    9. حضّن الجهاز عند 37 °C مع 5% من أول أكسيد الكربون (CO)2 حتى إجراء المزيد من التحليل.
  2. تقييم تعديل الحاجز الدموي الدماغي المستحث بالموجات فوق الصوتية
    1. أجرِ صبغ التألق المناعي لبروتين ZO-1 فوراً بعد العلاج بالموجات فوق الصوتية (0 ساعة) وبعد 24 ساعة من العلاج لتقييم التغيرات في سلامة الموصلات المحكمة.
    2. اتبع إجراء صبغ التألق المناعي الموصوف في الخطوة 3.2.
    3. قارن توزيع صبغة ZO-1 على طول المحور z لتقييم تأثير التحفيز بالموجات فوق الصوتية على سلامة الموصلات المحكمة في الحاجز الدموي الدماغي.
  3. تحضير وتوصيف النانوميسيلات SFN@RB@SPM
    1. قم بتحضير النانوميسيلات SFN@RB@SPM وفقاً للبروتوكول المعتمد مسبقاً17وباختصار، خُلطت المحاليل الأم لكل من الببتيد الأمفيفيلي (المسمى SPM، بتركيز 6 ملغ/مل)، وRB (بتركيز 0.6 ملغ/مل)، وSFN (بتركيز 6 ملي مولار) بنسبة حجمية بلغت 1:1:1.
    2. ضع الخليط في جهاز سونيكيتور (sonicator) وقم بمعالجته بالموجات فوق الصوتية عند تردد 28 كيلو هرتز، 25 °C لمدة 30 دقيقة.
    3. أجرِ عملية الديلزة (الديلزة الغشائية) للخليط (حد القطع للوزن الجزيئي: 1000 دالتون) لمدة 48 ساعة لإزالة الـ RB والـ SFN الحرين.
    4. قِس حجم وجهد زيتا للميكيلات النانوية باستخدام تشتت الضوء الديناميكي (DLS). بيانات التوصيف موضحة في الشكل التكميلي 4.
  4. تقييم توصيل المذيلات النانوية المحفزة بالموجات فوق الصوتية وتراكمها في خلايا الورم الدبقي
    1. مباشرة بعد التعرض للموجات فوق الصوتية، أدخل وسط الزرع الذي يحتوي على المذيلات النانوية في القناة الوعائية لجهاز الموائع الدقيقة.
    2. لتقييم انتقال المذيلات النانوية عبر الحاجز الدموي الدماغي (BBB)، ضع الشريحة الموائع مجهرية التدفق على منصة مجهر فلورسنتي مقلوب، والتقط صوراً فلورسنتية لكل من القناة الوعائية وقناة الدماغ المجاورة بفواصل زمنية مدتها 20 دقيقة على مدار 60 دقيقة.
    3. قم بقياس صور الفلورة في قناة الدماغ لتقييم نفاذية المذيلات النانوية المعززة بالموجات فوق الصوتية.
    4. لتقييم تراكم المذيلات النانوية (nanomicelles) في خلايا الورم الدبقي، يتم تحضين الجهاز تحت ظروف استزراع قياسية (37 °C، 5% CO22لمدة 3 ساعات بعد التعرض للموجات فوق الصوتية، ثم يتم تصوير قناة الورم الدبقي باستخدام مجهر فلوري لتقييم امتصاص النانوميسيلات داخل الخلايا.
  5. التحليل الإحصائي
    1. يُعبر عن جميع البيانات الكمية في صورة المتوسط ± الخطأ المعياري للمتوسط (SEM).
    2. يتم إجراء كل تجربة باستخدام ثلاث مكررات بيولوجية مستقلة (n = 3 شرائح لكل حالة تجريبية). وبالنسبة لكل مكرر بيولوجي، تم قياس ثلاث مكررات تقنية على الأقل (منطقة اهتمام ROI لكل قناة) لضمان موثوقية البيانات.
    3. احسب معامل النفاذية (Pتطبيق، سم/ثانية) من كل شريحة مستقلة، والتي استُخدمت كووحدة تحليل أساسية لجميع المقارنات الإحصائية.
      ملاحظة: أُجريت المقارنات بين مجموعتين باستخدام اختبار Student للعينات غير المرتبطة وذي الذيلين. اختبار tتم تحليل المقارنات بين ثلاث مجموعات أو أكثر باستخدام تحليل التباين أحادي الاتجاه (ANOVA)، يليه اختبار توكي البعدي (Tukey’s post hoc test) للمقارنات المتعددة. أما بالنسبة للتجارب التي تضمنت متغيرين مستقلين، فقد أُجري تحليل التباين ثنائي الاتجاه (two-way ANOVA) يليه اختبار توكي للمقارنات المتعددة. وقد أُجريت التحليلات الإحصائية باستخدام برامج إحصائية وبرامج للتمثيل البياني. pقيمة الـ p <اعتُبرت القيمة 0.05 دالة إحصائياً.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

لإعادة تكوين بنية الحاجز الدموي الدماغي (BBB) in vivo، تم تطوير شريحة مائعية دقيقة ذات زراعة ثلاثية من خلال دمج خلايا HCMECs، وخلايا ACs الأولية، وخلايا U87-MG (والتي سميت بـ "نموذج الشريحة"). كما هو موضح في الشكل 1A،B، تم ترتيب ثلاث قنوات متوازية داخل الجهاز: القناة الوعائية (اليسرى، زرقاء)، وقناة الدماغ المملوءة بـ Matrigel (المركزية، وردية)، وقناة الورم (اليمنى، خضراء)، والتي تم استزراعها بخلايا HCMECs وACs وU87-MG على التوالي. تفصل بين القنوات مصفوفات من الركائز...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يصف هذا البروتوكول إنشاء شريحة ميكروفلويديك لمحاكاة الحاجز الدموي الدماغي وورم الأرومة الدبقية (BBB-GBM) لتقييم تعديل الحاجز الدموي الدماغي بوساطة الموجات فوق الصوتية وإيصال المذيلات النانوية. وبالمقارنة مع نماذج الحاجز الدموي الدماغي التقليدية المختبرية in vitro (مثل Transwell)، تتيح هذه المنصة الميكروفلويديكية زراعة مشتركة محددة مكانيًا للخلايا البطانية، والخلايا النجمية (ACs)، وخلايا الورم الدبقي، مما يسمح بدراسة انتقال الدواء عبر حاجز دموي دماغي ذي صلة فسيولوجيًا. تتطلب عدة خطوات حرجة في البروتوكول تحسينًا د...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

أثناء إعداد هذه المخطوطة، استخدم المؤلفون ChatGPT (OpenAI) لغرض تحرير اللغة وتحسينها فقط. وقد قام المؤلفون بمراجعة وتحرير جميع المحتويات التي تمت الاستعانة بالذكاء الاصطناعي في إنتاجها، ويتحملون المسؤولية الكاملة عن دقة المخطوطة وسلامتها. لم يتم استخدام أي أدوات ذكاء اصطناعي لتوليد البيانات أو تحليلها أو إعداد الأشكال.

شكر وتقدير

نقر بامتناننا للتمويل المقدم من مؤسسة تشجيانغ الطبيعية للعلوم (LQ24H160003)، ومؤسسة البحوث العلمية الطبية في مقاطعة تشجيانغ (2024KY351)، ومؤسسة نينغبو للعلوم الطبيعية (2023J365)، وبرنامج يونغجيانغ لاستقطاب المواهب (مشروع المواهب الابتكارية الشابة، 2021A-012-G)، وبرنامج بي آن للمواهب في منطقة جيانغبي، نينغبو (2023RC004).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
جسم مضاد ثانوي مضاد للأرنب مقترن بـ Alexa Fluor 555Cell Signaling Technology, Inc.4413
جسم مضاد لـ ZO-1شركة Thermo Fisher Scientific Co., Ltd.40-2200
خزعة ثقبيةشركة Zhejiang YoungChip Technology المحدودة10305130004
ألبومين المصل البقريAbsin Bioscience Inc.9048-46-8
عداد الخلاياشركة Thermo Fisher Scientific المحدودةCountess TM3
طبق زراعة خلايا (100 ملم)Corning Inc.430167
جهاز طرد مركزيBeckman Coulter, Inc.Avanti J-15R
قناع كرومشركة سوزو تشيب للأجهزة العلمية المحدودة (Suzhou Chip Scientific Instrument Co.,Ltd.)ZX-GBYM
المجهر البؤري الماسح بالليزرCarl Zeiss AGZeiss LSM900
DAPIشركة Beyotime Biotech Inc.C1002
المُطورشركة سوزو شيب للأجهزة العلمية المحدودة (Suzhou Chip Scientific Instrument Co., Ltd.)RCD-400
DMEM/F12مختبرات ScienCell Research LaboratoriesC3130-0500
المصفوفة خارج الخلويةمختبرات ScienCell للأبحاث1001
إيثانولمصنع نينغبو تشنهاي يونغفنغ للمواد الكيميائية6923193900015
مصل جنين البقرمختبرات ساين سيل للأبحاث (ScienCell Research Laboratories)C04001-500
فيجي (Fiji Is Just ImageJ)مشروع مفتوح المصدربما أنه لم يتم توفير نص مصدر للترجمة، يرجى تزويدي بالنص الإنجليزي المراد ترجمته إلى اللغة العربية، وسأقوم بصياغته وفقاً للمعايير العلمية والأكاديمية المحددة لـ JoVE.
ديكستران مُعلم بـ FITC (40 كيلو دالتون)شركة Thermo Fisher Scientific Co., Ltd.GC19938
شرائح زجاجيةشركة سيتوتست العلمية المحدودة (Citotest Scientific Co., Ltd.)188105W
GraphPad Prism 9.5GraphPad Software, Inc.بما أنه لا يوجد نص مصدر للترجمة، يرجى تزويدي بالنص الذي ترغب في ترجمته إلى اللغة العربية وفقاً للمعايير العلمية والأكاديمية المذكورة.
خلايا بطانية مجهرية وعائية دماغية بشرية (HCMECs)مجموعة مزارع BeNaBNCC337717
حضّانةشركة Esco Lifesciences المحدودةCLM-170B-8-CN
مجهر فلوري مقلوبNikon Instruments Inc.TS2-FL
إيزوبروبانولشركة سينوفارم للكواشف الكيميائية المحدودة (Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd.)80109218
ماتريجيل (Matrigel)Corning Inc.354234
وسط إيجل الأساسي المعدل (MEM)بريسيلا لعلوم الحياة (Pricella Life Science) &شركة amp; للتكنولوجيا المحدودة.PM150410
النيتروجينشركة نينغبو بايفانغ للغاز المحدودة (Ningbo Baifang Gas CO., Ltd.)نظرًا لعدم وجود نص مصدر للترجمة، يرجى تقديم المحتوى الذي ترغب في ترجمته من الإنجليزية إلى العربية.
الأكسجينشركة نينغبو بايفانغ للغاز المحدودة (Ningbo Baifang Gas CO., Ltd.)نظرًا لعدم توفر نص مصدر للترجمة، يرجى تقديم النص الإنجليزي المطلوب ترجمته إلى اللغة العربية وفقًا للمعايير العلمية والمهنية المحددة.
بارافورمالدهيد (PFA، 4%)شركة ووهان سيرفيسبيو للتكنولوجيا المحدودة (Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd.)G1101-500مل
محلول منظم من الفوسفات الملحي (PBS)مختبرات ScienCell للأبحاثC3580-0500
بولي داي ميثيل سيلوكسان (PDMS)Corning Inc.220777
بنسلين/ستربتومايسينبريسيلا لعلوم الحياة (Pricella Life Science) &شركة amp; للتكنولوجيا المحدودةPB180120
الطباعة الحجرية الضوئيةمعهد البصريات والإلكترونيات، الأكاديمية الصينية للعلومURE-2000\AL
لوح تسخين للتصوير الضوئيشركة سوزو وينهاو لتكنولوجيا الموائع الدقيقة المحدودة (Suzhou Wenhao Microfluidic Technology Co., Ltd.)WH-HP-02
جهاز ترميد البلازماشركة TIANKECHUANGDA المحدودةPT-05-LF
الخلايا النجمية الأوليةنظرًا لعدم توفر نص مصدر للترجمة، يرجى تقديم المحتوى المراد ترجمته من اللغة الإنجليزية إلى اللغة العربية، وسأقوم بترجمته وفقًا للمعايير العلمية والأكاديمية المحددة.يرجى تقديم النص المراد ترجمته.عُزلت من دماغ جرذ حديث الولادة (اليوم 1-3)
رقاقة السيليكونشركة Zhejiang YoungChip Technology المحدودة10204040001
جهاز الطلاء الدورانيشركة سوزو وينهاو لتكنولوجيا الموائع الدقيقة المحدودة (Suzhou Wenhao Microfluidic Technology Co., Ltd.)WH-SC-01
SU-8شركة Kayaku Advanced Materials Inc.1030403002
Triton X-100بكين سولاربيو ساينس (Beijing Solarbio Science) &شركة amp; Technology المحدودة9002-93-1
تريبسينمختبرات سايينسيل للأبحاث (ScienCell Research Laboratories)C3530-0100
خلايا U87-MGبريسيلا لعلوم الحياة (Pricella Life Science) &شركة amp; للتكنولوجيا المحدودةCL-0238
جهاز الموجات فوق الصوتية شركة شينزين دونغديكسين للتكنولوجيا المحدودة (Shenzhen Dongdixin Technology Co., Ltd.)Sonic-Stimu Pro UT1041
Zen3.4(blue edition)Carl Zeiss AGيرجى تقديم النص الذي ترغب في ترجمته.

المراجع

  1. Narsinh KH, Perez E, Haddad AF, Young JS, Savastano L, Villanueva-Meyer JE, et al. Strategies to improve drug delivery across the blood-brain barrier for glioblastoma. Curr Neurol Neurosci Rep. 2024;24(5):123-139.
  2. Xie Y, Yang F, He L, Huang H, Chao M, Cao H, et al. Single-cell dissection of the human blood-brain barrier and glioma blood-tumor barrier. Neuron. 2024;112(18):3089-105 e7.
  3. Scalise AA, Kakogiannos N, Zanardi F, Iannelli F, Giannotta M. The blood-brain and gut-vascular barriers: from the perspective of claudins. Tissue Barriers. 2021;9(3):1926190.
  4. Sivandzade F, Cucullo L. In-vitro blood-brain barrier modeling: A review of modern and fast-advancing technologies. J Cereb Blood Flow Metab. 2018;38(10):1667-1681.
  5. Shawahna R, Decleves X, Scherrmann JM. Hurdles with using in vitro models to predict human blood-brain barrier drug permeability: a special focus on transporters and metabolizing enzymes. Curr Drug Metab. 2013;14(1):120-136.
  6. Oddo A, Peng B, Tong Z, Wei Y, Tong WY, Thissen H, et al. Advances in Microfluidic Blood-Brain Barrier (BBB) Models. Trends Biotechnol. 2019;37(12):1295-1314.
  7. Hajal C, Offeddu GS, Shin Y, Zhang S, Morozova O, Hickman D, et al. Engineered human blood-brain barrier microfluidic model for vascular permeability analyses. Nat Protoc. 2022;17(1):95-128.
  8. Xu H, Li Z, Yu Y, Sizdahkhani S, Ho WS, Yin F, et al. A dynamic in vivo-like organotypic blood-brain barrier model to probe metastatic brain tumors. Sci Rep. 2016;6:36670.
  9. Park J, Wetzel I, Marriott I, Dreau D, D'Avanzo C, Kim DY, et al. A 3D human triculture system modeling neurodegeneration and neuroinflammation in Alzheimer's disease. Nat Neurosci. 2018;21(7):941-951.
  10. Park TE, Mustafaoglu N, Herland A, Hasselkus R, Mannix R, FitzGerald EA, et al. Hypoxia-enhanced Blood-Brain Barrier Chip recapitulates human barrier function and shuttling of drugs and antibodies. Nat Commun. 2019;10(1):2621.
  11. Peng B, Tong Z, Tong WY, Pasic PJ, Oddo A, Dai Y, et al. In situ surface modification of microfluidic blood-brain-barriers for improved screening of small molecules and nanoparticles. ACS Appl Mater Interfaces. 2020;12(51):56753-56766.
  12. Mainprize T, Lipsman N, Huang Y, Meng Y, Bethune A, Ironside S, et al. Blood-brain barrier opening in primary brain tumors with non-invasive MR-guided focused ultrasound: a clinical safety and feasibility study. Sci Rep. 2019;9(1):321.
  13. Adriani G, Ma D, Pavesi A, Kamm RD, Goh EL. A 3D neurovascular microfluidic model consisting of neurons, astrocytes and cerebral endothelial cells as a blood-brain barrier. Lab Chip. 2017;17(3):448-459.
  14. Silvani G, Scognamiglio C, Caprini D, Marino L, Chinappi M, Sinibaldi G, et al. Reversible cavitation-induced junctional opening in an artificial endothelial layer. Small. 2019;15(51):e1905375.
  15. Beekers I, Vegter M, Lattwein KR, Mastik F, Beurskens R, van der Steen AFW, et al. Opening of endothelial cell-cell contacts due to sonoporation. J Control Release. 2020;322:426-438.
  16. Qiao C, Luo S, Liu Z, Bu Y, Cai Y, Liu Z, et al. Tuning endothelial barrier permeability with ultrasound: a pulse-length-dependent interplay between bubble dynamics and cellular bioeffects. Ultrason Sonochem. 2026;129:107851.
  17. Li Y, Yang X, Wei Z, Niu H, Wu L, Chen C, et al. Sulforaphane wrapped in self-assembled nanomicelle enhances the effect of sonodynamic therapy on glioma. Pharmaceutics. 2024;17(1):34.
  18. Yuan W, Lv Y, Zeng M, Fu BM. Non-invasive measurement of solute permeability in cerebral microvessels of the rat. Microvasc Res. 2009;77(2):166-173.
  19. Lee SWL, Campisi M, Osaki T, Possenti L, Mattu C, Adriani G, et al. Modeling nanocarrier transport across a 3D in vitro human blood-brain-barrier microvasculature. Adv Healthc Mater. 2020;9(7):e1901486.
  20. Mehta RI, Carpenter JS, Mehta RI, Haut MW, Ranjan M, Najib U, et al. Blood-brain barrier opening with MRI-guided focused ultrasound elicits meningeal venous permeability in humans with early Alzheimer disease. Radiology. 2021;298(3):654-662.
  21. Cho H, Seo JH, Wong KH, Terasaki Y, Park J, Bong K, et al. Three-dimensional blood-brain barrier model for in vitro studies of neurovascular pathology. Sci Rep. 2015;5:15222.
  22. Campisi M, Shin Y, Osaki T, Hajal C, Chiono V, Kamm RD. 3D self-organized microvascular model of the human blood-brain barrier with endothelial cells, pericytes and astrocytes. Biomaterials. 2018;180:117-129.
  23. Wang YI, Abaci HE, Shuler ML. Microfluidic blood-brain barrier model provides in vivo-like barrier properties for drug permeability screening. Biotechnol Bioeng. 2017;114(1):184-194.
  24. Jiang L, Li S, Zheng J, Li Y, Huang H. Recent progress in microfluidic models of the blood-brain barrier. Micromachines (Basel). 2019;10(6):375.
  25. Bonkowski D, Katyshev V, Balabanov RD, Borisov A, Dore-Duffy P. The CNS microvascular pericyte: pericyte-astrocyte crosstalk in the regulation of tissue survival. Fluids Barriers CNS. 2011;8(1):8.
  26. Hurtado-Alvarado G, Cabanas-Morales AM, Gomez-Gonzalez B. Pericytes: brain-immune interface modulators. Front Integr Neurosci. 2014;7:80.
  27. Santa-Maria AR, Walter FR, Figueiredo R, Kincses A, Vigh JP, Heymans M, et al. Flow induces barrier and glycocalyx-related genes and negative surface charge in a lab-on-a-chip human blood-brain barrier model. J Cereb Blood Flow Metab. 2021;41(9):2201-2215.
  28. van der Helm MW, van der Meer AD, Eijkel JC, van den Berg A, Segerink LI. Microfluidic organ-on-chip technology for blood-brain barrier research. Tissue Barriers. 2016;4(1):e1142493.
  29. Alluri H, Peddaboina CS, Tharakan B. Evaluation of tight junction integrity in brain endothelial cells using confocal microscopy. Methods Mol Biol. 2024;2711:257-262.
  30. Nitta T, Hata M, Gotoh S, Seo Y, Sasaki H, Hashimoto N, et al. Size-selective loosening of the blood-brain barrier in claudin-5-deficient mice. J Cell Biol. 2003;161(3):653-660.
  31. Ben-Zvi A, Lacoste B, Kur E, Andreone BJ, Mayshar Y, Yan H, et al. Mfsd2a is critical for the formation and function of the blood-brain barrier. Nature. 2014;509(7501):507-511.
  32. Andreone BJ, Chow BW, Tata A, Lacoste B, Ben-Zvi A, Bullock K, et al. Blood-brain barrier permeability is regulated by lipid transport-dependent suppression of caveolae-mediated transcytosis. Neuron. 2017;94(3):581-594 e5.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

نموذج الورم الأرومي الدبقيفتح الحاجز الدموي الدماغي بالموجات فوق الصوتيةنفاذية الحاجز الدموي الدماغيالخلايا البطانيةالمزارع المشتركة للخلايا النجميةمقايسة ديكستران-FITCنقل المذيلات النانوية

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.