يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تصوير نقل السائل الدماغي النخاعي باستخدام التصوير بالرنين المغناطيسي المعزز بالتباين عن طريق التسريب داخل البطينات في القوارض

79 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/72175

⸱

أغسطس 28, 2026

 ,  , 
1Department of Electrical, Computer, and Systems Engineering, Case Western Reserve University, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University, 3Department of Radiology, Case Western Reserve University, 4Department of Physiology and Biophysics, Case Western Reserve University

في هذه المقالة

ملخص

يقدم هذا المقال بروتوكولاً للقسطرة داخل البطينات وتسريب المقتفي مصمماً خصيصاً لدراسات التصوير بالرنين المغناطيسي المعزز بديناميكية التباين (DCE-MRI) في القوارض. يتيح هذا البروتوكول توصيلاً مستمراً للمقتفي أثناء عملية الحصول على الصور، مما يسمح برسم خرائط لكامل الدماغ لعمليات نقل المقتفي وتطهيره من الدماغ ضمن جلسة تصوير واحدة غير منقطعة.

الملخص

تتيح عملية القسطرة داخل البطينات (ICV) توصيل المتتبعات الخارجية أو العوامل العلاجية مباشرة إلى البطين الجانبي، وهو منشأ مسار دوران السائل الدماغي الشوكي (CSF). وتنتقل الجزيئات المحقونة عن طريق التدفق الكتلي للسائل الدماغي الشوكي عبر الحجرات البطينية إلى الحيز تحت العنكبوتية، ومن ثم تدخل إلى متن الدماغ عبر الحيز المحيط بالأوعية. ومع ذلك، تعتمد طرق القسطرة داخل البطينات التقليدية عادةً على قساطر حديدية مغناطيسية، وهي غير متوافقة مع دراسات التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI)، وبالتالي تتطلب إجراء الحقن خارج جهاز المسح وإزالة القسطرة قبل التصوير. وغالباً ما يؤدي الوقت المطلوب لنقل الحيوان وإعداد التصوير إلى فقدان المرحلة الأولية، والتي قد تكون الأكثر أهمية، من انتقال المتتبع. نصف هنا بروتوكولاً للقسطرة والحقن داخل البطينات للقوارض متوافقاً مع التصوير بالرنين المغناطيسي، مما يدعم التوصيل المستمر للمتتبع داخل جهاز المسح أثناء عملية الاستحواذ الديناميكي لصور الرنين المغناطيسي. تم إنشاء خط الحقن بالكامل من مواد غير مغناطيسية، مما يسمح بالاستحواذ غير المنقطع على الصور ضمن جلسة واحدة. وهذا النهج مناسب تماماً لدراسات التصوير بالرنين المغناطيسي الديناميكي المعزز بالتباين لديناميكيات السائل الدماغي الشوكي، والنقل الغليمفاوي، وتصفية المذابات، وتوصيل الأدوية داخل القراب.

المقدمة

يُعد الدماغ أحد أكثر أعضاء الجسم نشاطاً وديناميكية من الناحية الأيضية، حيث ينتج باستمرار فضلات يجب التخلص منها بكفاءة للحفاظ على الوظائف العصبية الطبيعية1. ويُعتبر تراكم الفضلات الأيضية سمة مميزة للتنكس العصبي وشيخوخة الدماغ2. ويلعب النظام الجليمفاوي دوراً مركزياً في عملية التخليص هذه، حيث يسهل إزالة النواتج الأيضية الثانوية والفضلات السامة من خلال تدفق السائل الدماغي النخاعي (CSF) بكميات كبيرة وتبادل السائل الدماغي النخاعي مع السائل الخلالي (ISF)3,4,5، وهي عملية تسهلها قنوات المياه aquaporin-4 (AQP4) الموجودة على النهايات القدمية للخلايا النجمية6. وقد تم اكتساب فهم جوهري لديناميكيات السائل الدماغي النخاعي من خلال دراسة نقل متتبعات مختلفة للسائل الدماغي النخاعي. ويُعد التصوير بالرنين المغناطيسي الديناميكي المعزز بالتباين (DCE-MRI) باستخدام عوامل التباين القائمة على الجادولينيوم (GBCAs) مناسباً بشكل خاص لتقييم نقل المتتبعات على نطاق الدماغ بالكامل7,8. وقد تم إثبات الأهمية السريرية لهذا النهج من خلال العمل الانتقالي على البشر؛ حيث استُخدم الإعطاء داخل القراب لعوامل التباين القائمة على الجادولينيوم (GBCAs) متبوعاً بتصوير متسلسل بالرنين المغناطيسي لتقييم ديناميكيات السائل الدماغي النخاعي في الدماغ البشري9. وأظهرت أعمال لاحقة نقل المتتبعات على نطاق الدماغ بالكامل يليه تخليص خلال الليل10. طُبِّق هذا النهج مؤخراً للكشف عن ضعف نقل المتتبعات حول الشرايين لدى الأشخاص الذين يعانون من انخفاض سعة احتياطي الضغط والحجم داخل الجمجمة، وكذلك لدى المرضى المصابين باستسقاء الرأس مجهول السبب ذو الضغط الطبيعي11. وتؤكد هذه الدراسات أن التصوير بالرنين المغناطيسي الديناميكي المعزز بالتباين (DCE-MRI) لنقل متتبعات السائل الدماغي النخاعي هو نهج قابل للتطبيق سريرياً، مما يحفز تطوير طرق ما قبل سريرية دقيقة وقابلة للتكرار للبحث الميكانيكي في تنظيم ديناميكيات السائل الدماغي النخاعي وتخليص الفضلات.

يُستخدم القنطرة داخل الصهريج الكبير (ICM) بشكل شائع في دراسات الجهاز الجليمفاوي لإيصال المواد التتبعـية.12ومع ذلك، فإن ما يقرب من 20% فقط من عوامل التباين المعتمدة على الجادولينيوم (GBCAs) التي تم إيصالها عن طريق تُنقل هذه المسارات إلى متنه الدماغ، حيث يتصرف معظمها مباشرة في النخاع الشوكي أو الأوعية اللمفاوية.8ينطوي هذا النهج أيضاً على خطر إتلاف المخيخ أو جذع الدماغ، كما يظل تثبيت القنية للدراسات الطولية تحدياً تقنياً. وقد ظهر تثبيت القنية داخل البطينات الدماغية (ICV) كبديل أكثر قوة.13,14,15أظهرت دراسة حديثة إمكانية تكرار هذه الطريقة ومزاياها الرئيسية في إيصال المتتبعات الفلورية، بما في ذلك التثبيت المستقر للقنية الذي يسمح بحرية حركة الحيوان ويدعم عمليات حقن المتتبعات المتكررة في الدراسات الطولية.13.

على الرغم من هذه المزايا، فإن بروتوكولات قثطرة البطينين الجانبيين (ICV) الحالية لا تتوافق بشكل مباشر مع دراسات التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI)16. وبما أن قثطرة ICV تتطلب اختراق متن الدماغ، فإنها تستخدم عادةً قثاطر حديدية مغناطيسية تسبب تداخلات شديدة في القابلية المغناطيسية في صور الرنين المغناطيسي. ونتيجة لذلك، يجب إجراء تسريب المادة التتبعية خارج الماسح الضوئي، مع إزالة القثطرة قبل نقل الحيوان للتصوير. ويتضمن سير العمل النموذجي الحصول على مسح أساسي، ثم إخراج الحيوان لإجراء القثطرة وتسريب المادة التتبعية، ثم إعادة وضع الحيوان لإجراء المسوحات الديناميكية اللاحقة. وهذا سير العمل المتقطع يمنع عملية الاستحواذ المستمرة المرجعية للخط الأساسي، ويتسبب في عدم محاذاة عند إعادة الوضع، مما قد يربك التحليل الحركي على مستوى الفوكسل. والأهم من ذلك، وبما أن مرحلة الامتصاص المبكرة هي عادةً الجزء الأكثر ديناميكية وعابرية في حركية المادة التتبعية، فإن إجراء عملية نقل الحيوان وإعداد الماسح الضوئي خلال هذه النافذة الزمنية يؤدي إلى فقدان البيانات الأكثر أهمية.

نقدم هنا بروتوكولاً يعالج هذه القيود من خلال دمج خط تسريب في البطينات الدماغية (ICV) متوافق مع التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI)، مع إمكانية إيصال مادة تباين داخل الماسح، مما يسمح بالاستحواذ الديناميكي المستمر لصور الرنين المغناطيسي في القوارض. يتيح هذا النهج رسم خرائط كمية لكامل الدماغ لنقل مقتفي أثر السائل الدماغي الشوكي (CSF) ضمن جلسة تصوير واحدة غير منقطعة. ويعد هذا البروتوكول مناسباً جداً لدراسة ديناميكيات السائل الدماغي الشوكي على مستوى الدماغ، والنقل الجليمفاوي، وحركية تصفية المذابات. وبالرغم من وصفه هنا للجرذان البالغة، إلا أنه يمكن تكييف البروتوكول للفئران مع إجراء التعديلات المناسبة على إحداثيات القثطرة ومعايير التسريب15.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على البروتوكول الموضح أدناه من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوان (IACUC) في جامعة Case Western Reserve (A-3145-01-2023-0015)، وذلك وفقاً لدليل رعاية واستخدام حيوانات المختبر وسياسة خدمة الصحة العامة بشأن الرعاية والإستخدام الرحيم لحيوانات المختبر. الكواشف والمعدات المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. تحضير خط التسريب

  1. اقطع قطعة بطول 30 mm من الكانيولا النحاسية وطول 2 m من أنبوب البولي إيثيلين (PE) باستخدام مقص مسنن.
  2. باستخدام المجهر، قم بتوسيع أحد طرفي أنبوب PE برفق باستخدام إبرة مقاس 30 G، ثم أدخل الكانيولا النحاسية في الطرف الموسع وثبت الوصلة باستخدام لاصق السيانوأكريليت. قم بتوصيل الطرف المقابل لأنبوب PE بإبرة مقاس 30 G.
    ملاحظة: النحاس مادة عالية المطيلية؛ لذا يجب توخي الحذر لتجنب سحق التجويف أثناء القطع. تجنب تشويه الكانيولا أو ثقب الأنبوب أثناء التجميع. يجب أن يسمح طول أنبوب PE بوضع مضخة المحقنة خارج المجال الهامشي للماسح الضوئي.
  3. املأ مجموعة الكانيولا والأنبوب بمحلول المتتبع منزوع الغاز وقم بتوصيلها بمحقنة Hamilton سعة 50 µL. لف طرف المحقنة بشريط سد التسرب من بولي تيترا فلورو إيثيلين (PTFE) لمنع التسرب. توخ الحذر لتجنب إدخال فقاعات هواء أثناء هذه العملية.
  4. ثبت محقنة Hamilton على مضخة المحقنة واسحب 30 µL إضافية من محلول المتتبع داخل المحقنة.

2. إجراء القسطرة

  1. قم بوزن الجرذ وتخديره عن طريق حقن داخل الصفاق من الكيتامين (90 mg/kg) والزيلازين (10 mg/kg). تأكد من وصول التخدير إلى العمق المناسب من خلال اختبار منعكس قرص الأصابع. قم بإضافة ثلث الجرعة الأولية إذا لزم الأمر وأعد الفحص قبل المتابعة.
  2. احلق الرأس والرقبة، وأزل الشعر السائب، وعقم الجلد المكشوف باستخدام مسحات إيثانول 70%.
  3. ثبت الجرذ في إطار التوجيه المجسم (stereotaxic frame) وضع وسادة تدفئة مغطاة بورق ماص أسفل الحيوان. ضع مرهمًا للعين في كلتا العينين لمنع جفاف القرنية.
  4. اضبط مشبك الأنف لموازاة الجمجمة. قم بإجراء شق في الخط الناصف واسحب الجلد باستخدام أربعة مشابك مرقئة (hemostat clips) للكشف عن نقطتي البريغما (bregma) واللامدا (lambda). ضع بيروكسيد الهيدروجين 3% على الجمجمة لإزالة بقايا السمحاق وتعزيز رؤية العلامات التشريحية.
    ملاحظة: يعد التسوية الدقيقة للجمجمة أمرًا بالغ الأهمية لضمان وضع القنية بشكل قابل للتكرار. كإجراء عملي لمراقبة الجودة، قارن الإحداثيات الإنسية الجانبية (ML) والظهرية البطنية (DV) عند نقطتي البريغما واللامدا: إذا كانت الجمجمة مستوية بشكل صحيح، فيجب ألا يتجاوز الفرق بين العلامتين 0.2 mm في أي من المحورين ML أو DV.
  5. ثبت المثقاب الكهربائي المزود بريشة ثقب دقيقة في ذراع التوجيه المجسم وتأكد من قفل الذراع بإحكام.
  6. ضع ريشة المثقاب عند نقطة البريغما، ثم تحرك 0.7 mm للخلف و 1.4 mm جانبيًا نحو اليمين. اخفض ريشة المثقاب حتى تلامس سطح الجمجمة وسجل إحداثي DV.
  7. تحت الملاحظة المجهرية، قم بتدوير المثقاب بزيادات قدرها 0.1 mm. توقف فورًا عند اختراق الجمجمة (يبلغ سمك الجمجمة النموذجي في الجرذان البالغة 0.3–0.4 mm).
  8. استبدل المثقاب بالقنية المحملة مسبقًا على ذراع التوجيه المجسم. قم بتشغيل مضخة التسريب لفترة وجيزة حتى يخرج السائل للتو من طرف القنية، مما يؤكد خلو مسار السوائل من أي انسداد.
  9. تأكد من تركيب القنية بشكل عمودي على سطح الجمجمة، ثم قم بمحاذاتها فوق ثقب الحفر. ادفع القنية بسرعة 0.1 mm/s وصولاً إلى عمق الهدف النهائي وهو 3.5 mm تحت سطح الأم الجافية.
  10. ضع قطرة من لاصق الأنسجة عند نقطة التقاء القنية بالجمجمة. بمجرد جفافه، أغلق شق فروة الرأس بالغرز الجراحية واثنِ القنية النحاسية برفق لتكون موازية لسطح الجمجمة لتجنب التلامس مع ملف الرنين المغناطيسي (MRI coil).

3. إعداد التصوير بالرنين المغناطيسي والاستحواذ الديناميكي

  1. ضع ملف إرسال الحجم عند المركز المتساوي (isocenter) للمصور.
  2. انقل الحيوان إلى مهد متوافق مع الرنين المغناطيسي (MRI) في وضع الانكباب. قم بتوصيل نظام المراقبة الفسيولوجية، بما في ذلك مستشعر التنفس ومسبار درجة الحرارة الشرجية. قم بتشغيل حمام الماء الدافئ الجاري للحفاظ على درجة حرارة الجسم عند ~37 °C.
  3. حافظ على التخدير المناسب طوال جلسة التصوير باستخدام الإيزوفلوران التكميلي الذي يتم إعطاؤه عبر القمع الأنفي. اضبط تركيز الإيزوفلوران بين 0.25% و 1.0% للحفاظ على معدل تنفس يتراوح بين 50–70 نفس/دقيقة.
    ملاحظة: يوفر التخدير بالكيتامين والزيلازين الذي يتم إعطاؤه قبل جراحة القسطرة تسكيناً متبقياً أثناء النقل الأولي إلى مهد الرنين المغناطيسي. أدخل الإيزوفلوران تدريجياً وراقب معدل التنفس باستمرار أثناء التصوير.
    تحذير: الإيزوفلوران عامل متطاير يشكل خطراً عند استنشاقه؛ استخدم نظام سحب فعال وقلل من تعرض الموظفين له.
  4. ضع مضخة التسريب خارج المجال الحدي للمغناطيس، واضبط معدل التسريب على 1 µL/min ومدة التسريب على 20 min، وهو ما يتوافق مع إجمالي حجم تسريب قدره 20 µL. قم بترتيب وتثبيت خط التسريب بعناية على طول المهد لمنع الشد والإزاحة.
    تحذير: يمكن أن تتحول الأشياء الفيرومغناطيسية إلى مقذوفات خطيرة عند وضعها بالقرب من مصور الرنين المغناطيسي. حافظ على جميع المعدات غير المتوافقة مع الرنين المغناطيسي خارج المجال الحدي.
  5. ثبت ملف المصفوفة السطحي مباشرة فوق الجمجمة الظهرية، بحيث يكون متمركزاً فوق الدماغ. ضع قطعة صغيرة من الورق الماص بين الملف وموقع الشق لامتصاص أي إفرازات من الجرح.
  6. ادفع المهد إلى داخل المغناطيس حتى يصبح الدماغ عند المركز المتساوي. تحقق من أن خط التسريب وأسلاك المراقبة الفسيولوجية تظل غير مسدودة.
  7. قم بإجراء الإعداد الأولي للمصور والتقط صوراً تشريحية للتأكد من وضع القسطرة بنجاح.
  8. بعد التقاط الصور المرجعية، ابدأ مضخة التسريب والتصوير الديناميكي في وقت واحد، واستمر في الالتقاط لمدة إجمالية تصل إلى 3 h (راجع الجدول 1 للحصول على تفاصيل الالتقاط).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يتم تهيئة محطة العمل الجراحية للسماح بتحديد الموضع الدقيق للمثقاب لاستهداف البطين الجانبي (0.7 mm خلف و 1.4 mm جانبي بالنسبة للبرغما؛ الشكل 1A،D). يتكون خط التسريب من كانيولا نحاسية بطول 30-mm، وقطعة من أنبوب PE بطول 2-m، وإبرة قياس 30 G متصلة بمحقنة Hamilton (الشكل 1B). ويسمح طول الأنبوب الممتد بوضع مضخة المحقنة خارج المجال الهامشي للماسح الضوئي. بعد حفر ثقوب الجمجمة، يتم تركيب خط التسريب المُجهّز مسبقاً على الذراع المجسمة، ثم يتم دفع الكانيولا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يدمج البروتوكول الموصوف هنا عملية قسطرة البطين الجانبي (ICV) مع التسريب داخل الماسح واكتساب صور الرنين المغناطيسي (MRI) الديناميكية، مما يتيح تقييماً كمياً للدماغ بأكمله لنقل كواشف السائل الدماغي الشوكي (CSF) ضمن جلسة تصوير واحدة. ويتم تقييم قيم التسريب عبر ICV، وكذلك حدوده، بشكل أفضل من خلال مقارنته بالتسريب عبر الصهريج الكبير (ICM). يتجنب التسريب عبر ICM القسطرة عبر النسيج الدماغي، وبالتالي فهو أقل توغلاً. ومع ذلك، وبما أن الصهريج الكبير يقع في منتصف مسار دورة السائل الدماغي الشوكي، فإن التسريب عبر ICM، خاصة عند معدلات...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة بموجب أرقام المنح R01NS124206 و RF1AG094791. تقع مسؤولية المحتوى على عاتق المؤلفين وحدهم، ولا يمثل بالضرورة وجهات النظر الرسمية للمعاهد الوطنية للصحة. تم إنشاء الشكل 4 باستخدام BioRender.com.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
إبرة تحت الجلد 30 G × 1 in. مع محور بلاستيكيExel26439
حقنة محكمة الغلق 50 µL، برأس Luer (LT)Hamilton80901
ملقط تشريحي ضيقFine Science Tools11003-12
سائل نخاعي اصطناعي (Artificial CSF)TOCRIS3525
Attane Isofluran 1000 mg/gScanVet55226
أنبوب شعري نحاسي بقطر خارجي 0.32 mm × قطر داخلي 0.16 mmNippon Tokushukan Mfg. Co., Ltd.C1220-11-109
مشبك نحاسيIEUYOFEBA 1801
مسحة قطنيةPuritan868-WCS
حقن Dotarem (gadoterate meglumine)، بتركيز 0.5 mmol/mLGuerbetNDC 67684-2001-1
مثقابForedomModel SR
ريشة مثقابFine Science Tools19007-05
حامل مثقابStoelting51630
ملقط Dumont طبيFine Science Tools11252-00, 11253-20
مرهم للعينRugbyNDC 0536
نظام التخدير E-Z Anesthesia EZ-7000 Classic SystemE-Z SystemsEZ-7000
ملقط GraefeFine Science Tools11052-10,11152-10
وسادة تدفئةBraintree Scientific5381
طقم كي عالي الحرارةFine Science Tools18010-00
Ketaminol Vet 100 mg/mL (ketamine)Intervet International BV511519
طقم لاصق السيليكون KWIK-SIL، منخفض السميةWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
إبرة 5/8 in. للاستخدام مرة واحدة، معقمة، 26 GBD305115
أنبوب بولي إيثيلين بقطر خارجي 0.61 mm × قطر داخلي 0.28 mmScandidactSKU252
Rompin Vet 20 mg/mL (xylazine)KVP Pharma + Veterinär Produkte GmbH148999
شفرات مشرطFine Science Tools10023-00
مقصاتFine Science Tools91460-11, 14007-14
ملعقة مسطحة (Spatula)Fine Science Tools10090-13
إطار تثبيت مجسم (Stereotaxic Frame)Stoelting51600U
حامل إبر جراحيةAgnTho’s12502-12
مضخة حقنNew era pump systemNE-4000
Xylocain 20 mg/mL (lidocaine)AstraZeneca158543

المراجع

  1. Balasubramanian V. Brain power. Proc Natl Acad Sci U S A. 2021;118:e2107022118.
  2. Mattson MP, Arumugam TV. Hallmarks of brain aging: adaptive and pathological modification by metabolic states. Cell Metab. 2018;27:1176-1199.
  3. Iliff JJ, Wang M, Liao Y, Plogg BA, Peng W, Gundersen GA, et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid β. Sci Transl Med. 2012;4. doi:10.1126/scitranslmed.3003748.
  4. Nedergaard M. Garbage truck of the brain. Science. 2013;340:1529-1530.
  5. Benveniste H, Lee H, Volkow ND. The glymphatic pathway: waste removal from the CNS via. cerebrospinal fluid transport. Neuroscientist. 2017;23:454-465.
  6. Mestre H, Hablitz LM, Xavier AL, Feng W, Zou W, Pu T, et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. eLife. 2018;7:e40070.
  7. Iliff JJ, Lee H, Yu M, Feng T, Logan J, Nedergaard M, et al. Brain-wide pathway for waste clearance captured by contrast-enhanced MRI. J Clin Invest. 2013;123:1299-1309.
  8. Benveniste H, Lee H, Ozturk B, Chen X, Koundal S, Vaska P, et al. Glymphatic cerebrospinal fluid and solute transport quantified by MRI and PET imaging. Neuroscience. 2021;474:63-79.
  9. Eide PK, Ringstad G. MRI with intrathecal MRI gadolinium contrast medium administration: a possible method to assess glymphatic function in human brain. Acta Radiol Open. 2015;4:2058460115609635.
  10. Ringstad G, Valnes LM, Dale AM, Pripp AH, Vatnehol SAS, Emblem KE, et al. Brain-wide glymphatic enhancement and clearance in humans assessed with MRI. JCI Insight. 2018;3:e121537.
  11. Eide PK, Ringstad G. Functional analysis of the human perivascular subarachnoid space. Nat Commun. 2024;15:2001.
  12. Xavier ALR, Hauglund NL, von Holstein-Rathlou S, Li Q, Sanggaard S, Lou N, et al. Cannula implantation into the cisterna magna of rodents. J Vis Exp. 2018;(135):57378.
  13. Gahn-Martinez D, Giannetto MJ, Chang E, Beam N, Tobin P, Plá V, et al. Chronic intraventricular cannulation for the study of glymphatic transport. eNeuro. 2025;12:ENEURO.0537-24.2025.
  14. Decker Y, Müller A, Proulx ST. Contrast agent clearance dynamics and diffusion in the mouse brain after ventricular administration. Adv Sci (Weinh). 2025;12:2501502.
  15. Zhu Y, Zhu J, Ni C, Chen A, Li L, Gao Y, et al. Impact of infusion conditions and anesthesia on CSF tracer dynamics in mouse brain. Fluids Barriers CNS. 2026;23:23.
  16. DeVos SL, Miller TM. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. J Vis Exp. 2013;(75):50326.
  17. Ding G, Chopp M, Li L, Zhang L, Davoodi-Bojd E, Li Q, et al. MRI investigation of glymphatic responses to Gd-DTPA infusion rates. J Neurosci Res. 2018;96:1876-1886.
  18. Stanton EH, Persson NDÅ, Gomolka RS, Lilius T, Sigurðsson B, Lee H, et al. Mapping of CSF transport using high spatiotemporal resolution dynamic contrast-enhanced MRI in mice: effect of anesthesia. Magn Reson Med. 2021;85:3326-3342.
  19. Berger ML, Reither H, Schmid RW, Lassmann H. Manufacture and use of fused silica cannulas for intracerebral injections in freely moving rats. J Neurosci Methods. 1989;27:225-234.
  20. Zhang J, Tian W, Chen J, Yu J, Zhang J, Chen J. The application of polyetheretherketone (PEEK) implants in cranioplasty. Brain Res Bull. 2019;153:143-149.
  21. Plá V, Bork P, Harnpramukkul A, Olveda G, Ladrón-de-Guevara A, Giannetto MJ, et al. A real-time in vivo. clearance assay for quantification of glymphatic efflux. Cell Rep. 2022;40:111320.
  22. Benveniste H, Lee H, Ding F, Sun Q, Al-Bizri E, Makaryus R, et al. Anesthesia with dexmedetomidine and low-dose isoflurane increases solute transport via. the glymphatic pathway in rat brain when compared with high-dose isoflurane. Anesthesiology. 2017;127:976-988.
  23. Chiu C, Miller MC, Caralopoulos IN, Worden MS, Brinker T, Gordon ZN, et al. Temporal course of cerebrospinal fluid dynamics and amyloid accumulation in the aging rat brain from three to thirty months. Fluids Barriers CNS. 2012;9:3.
  24. Karimy JK, Kahle KT, Kurland DB, Yu E, Gerzanich V, Simard JM. A novel method to study cerebrospinal fluid dynamics in rats. J Neurosci Methods. 2015;241:78-84.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

التصوير بالرنين المغناطيسي المعزز بالتباينتصوير دماغ القوارضنقل السائل الدماغي الشوكيالقثطرة المتوافقة مع الرنين المغناطيسيالنقل الجليمفاويتصفية المواد المذابةالاكتساب الديناميكي لصور الرنين المغناطيسيإيصال الأدوية داخل القراب

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.