يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

جمع عينات براز متوافقة مع الإسكان الجماعي الطوعي في الفئران باستخدام نظام أقفاص مخصص

184 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/72280

⸱

أغسطس 7, 2026

 ,  ,  , 
1Department of Neurophysiology and Neuropharmacology, Center for Physiology and Pharmacology, Medical University of Vienna, 2Core Facility Animal Breeding and Husbandry, Medical University of Vienna, 3Department of Biological Sciences and Pathobiology, Unit of Pharmacology and Toxicology, University of Veterinary Medicine, 4Department of Farm Animals and Veterinary Public Health, Institute of Animal Husbandry and Animal Welfare (ITT)

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول نظام أقفاص مخصص لجمع عينات براز طوعية، صديقة للرفاهية، وبشكل متزامن وفردي من فئران مقيدة في مجموعات.

الملخص

يتطلب القياس الموثوق لمستقلبات الكورتيكوستيرون البرازية عينات براز يمكن تعيينها لحيوانات فردية وجمعها ضمن نافذة زمنية محددة. وهذا يمثل تحديا في الفئران الجماعية، حيث لا تسمح عينات الأقفاص المجمعة بتوزيع الأفراد على حدة، وقد يؤثر الانفصال المؤقت على رفاهية الحيوان ونتائج الدراسة. هدف هذا البروتوكول هو تقديم نظام أقفاص بسيط وغير مكلف يتيح جمع عينات براز طوعية ومتزامنة وفردية من فئران مقيدة في مجموعات. يتكون النظام من قفص منزلي مكون من البولي كربونات بسقف سلكي، متصل بثلاثة صناديق جمع فردية. بعد التعود والتدريب، تدخل الفئران الصناديق طوعا للحصول على مكافأة طعام صغيرة. يمكن بعد ذلك إغلاق الأبواب دون مطاردة أو التعامل أو النقل القسري. يتم جمع حبيبات البراز من كل صندوق بشكل منفصل، مما يسمح بتخصيص عينات للحيوانات الفردية مع الحفاظ على السكن الاجتماعي خارج فترة أخذ العينات. يدعم هذا البروتوكول أخذ عينات طولية غير جراحية وهو مناسب للدراسات التي تقيس مستقلبات الكورتيكوستيرون البرازية أو مؤشرات حيوية أخرى في البراز. التصميم سهل البناء من مادة أقفاص قياسية وزجاج أكريليك، ويمكن تفكيكه للتنظيف، ويسمح بأخذ عينات من عدة أقفاص بالتوازي. من خلال تقليل الاضطرابات المرتبطة بالتعامل وتحسين توحيد نافذة العينة، توفر الطريقة تحسينا عمليا لمراقبة الغدد الصماء في الفئران الجماعية.

المقدمة

تحد كبير في تقييم تركيزات كورتيكوستيرون البلازما هو أن إجراء أخذ العينة نفسه قد يؤدي إلى زيادة حادة في الكورتيكوستيرون، مما يربك القياس ويؤثر على تفسير نتائج الدراسة 1,2,3. يوفر قياس مستقلبات الكورتيكوستيرون البرازية (FCMs) بديلا غير جراحي، حيث تعكس تركيزات FCM مستويات الجلوكوكورتيكويد المتداولة قبل عدة ساعات من أخذ العينة، وذلك حسب النوع والسلالة والجنس ووقت مرور الأمعاء 4,5. ومع ذلك، لا يزال التحليل الموثوق للركوب الوظيفي في الفئران المجمعة أمرا صعبا. لا يمكن تخصيص عينات البراز المجمعة من القفص المنزلي لحيوانات فردية وقد تظهر تنوعا كبيرا بسبب الفروق بين الأفراد في إفراز الجلوكوكورتيكويد وعدم اليقين في نافذة الأخذ الدقيقة للعينات. فصل الحيوانات لفترات طويلة قد يتداخل مع أهداف الدراسة، بينما الفصل قصير الأمد لجمع العينات الفردية يتطلب جهدا كبيرا، ويحد من معدل الإنتاجية، وقد يسبب بحد ذاته توترا2.

لتمكين جمع عينات براز فردية من فئران مقيدة في مجموعات مع التعامل البسيط، تم تطوير قفص جمع براز مخصص (الشكل 1A-E). تم تعديل التصميم من قفص جمع براز موصوف سابقا للفئران الشوكية6 وتم تعديله لاستخدامه مع فئران المختبر. يتكون النظام من قفص بولي كربونات عادي من النوع الثالث متصل بثلاثة صناديق جمع فردية، يمكن للحيوانات الوصول إليها طوعا وإغلاقها باستخدام أبواب منزلقة. يتيح هذا النظام جمع عينات البراز من فئران فردية دون التعامل المباشر خلال فترة أخذ العينات، كما يتيح أخذ عينات متزامنة من عدة حيوانات. لذلك، يوفر القفص نهجا عمليا لأخذ عينات FCM غير جراحية وتنسب فرديا في الفئران الجماعية.

يصف البروتوكول التالي نظام أخذ عينات من البراز يسمح بجمع وتحديد عينات البراز من فئران فردية مع الحفاظ على بيئة إسكان جماعي، باستخدام أقفاص مخصصة لأخذ عينات البراز بدون تلامس.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم استشارة لجنة أخلاقيات الحيوانات المسؤولة في جامعة فيينا الطبية قبل إجراء الدراسة وأبلغت بعدم الحاجة إلى ترخيص رسمي لتجارب الحيوانات؛ لذلك، لا يتوفر رقم موافقة أو بروتوكول. شملت الدراسة فقط ممارسات التربية والتربية المعتمدة، إلى جانب جمع عينات براز غير جراحية. لم تجرى أي إجراءات جراحية. وفقا للتوجيه 2010/63/الاتحاد الأوروبي، تم تقييم العبء المتوقع على الحيوانات على أنه أقل من عتبة الألم أو المعاناة أو الضيق أو الأضرار الدائمة التي تعادل أو أعلى من تلك الناتجة عن إدخال الإبرة وفقا للممارسة البيطرية الجيدة. تم إيواء جميع الحيوانات ورعايتها وفقا لمعايير رفاهية الحيوانات المؤسسية.

1. بناء الأقفاص (انظر قائمة المواد)

  1. اقطع الأجزاء 1-4 من زجاج بليكسي/أكريليك بقطر 5 مم وفقا للقوالب الموضحة في الشكل 2A-C.
    ملاحظة: يمكن طباعة القوالب ذات الأبعاد الدقيقة بصيغة DIN A3 (الشكل التكميلي 1 والشكل التكميلي 2).
  2. اقطع أسفل قفص البولي كربونات النوع الثاني (PTII) كما هو موضح في الشكل 2D. سيستخدم هذا الجزء لاحقا كغطاء علوي لصناديق جمع البراز.
  3. احفر الثقوب والفتحات في أسفل قفص PTII السابق كما هو موضح في الشكل 2D.
    ملاحظة: الأبعاد الدقيقة موضحة في الشكل الإضافي 3.
  4. احفر ثقوبا في الجانب الأمامي والقصير من قفص PTIII كما هو موضح في الشكل 2E.
    ملاحظة: الأبعاد الدقيقة موضحة في الشكل التكميلي 4.
  5. استخدم الجزء الثاني كقالب لتحديد ثقوب الحفر المقابلة على الجانب القصير من قفص PTIII وعلى الجانب الطويل من قفص PTII.
  6. احفر الثقوب المحددة وثبت قفص PTIII وقفص PTII والجزء الثاني باستخدام البراغي الملولبة، كما هو موضح في الشكل 2F.
  7. أدخل الجزء الأول كأسفل قفص PTII. ضع الجزئين 4a و4b بحيث يثبتان الجزء 1 في مكانه وقسم قفص العينات إلى صناديق تجميع منفصلة. استخدم مسدس الغراء الساخن لتثبيتها في مكانها.
  8. قم بإدخال البروزات السفلية للجزءين 4a و4b في فتحات الجزء 1. تشكل هذه البروزات أرجل صناديق الجمع.
  9. قم بتمرير البروزات العلوية للجزأين 4a و4b عبر الغطاء العلوي، وهو الجزء السفلي السابق من قفص PTII، لتثبيته في مكانه.
  10. قم بخيط عيدان الطعام الخشبية أو القضبان عبر الفتحات في البروزات، باستخدام قضيب واحد في الأعلى وقضيبان في الأسفل، لتثبيت وتثبيت البناء.
    ملاحظة: يجب استخدام المواد الخشبية في الحديقة فقط إذا كانت قابلة للتخلص منها، لأنها غير قابلة للتنظيف. إذا لم يكن هذا هو الحال، يجب استخدام قضبان بتركيب بديل.
  11. أغلق الفجوات المتبقية أو الأخطاء الطفيفة باستخدام مسدس الغراء الساخن. استخدم الأجزاء 3أ، 3ب، و3ج (الشكل 2B) كأبواب منزلقة بين قفص المنزل وصناديق الجمع.
    ملاحظة: تأكد من عدم وجود حواف حادة أو بقايا غراء أو مواد بارزة متاحة للحيوانات. المكونات الزجاجية الأكريليكية/البلاستيكية المستخدمة في هذا النموذج الأولي غير مناسبة لتعقيم المعقم بالبخار. لذلك، إذا تم استخدام النظام في منشآت SPF التي تتطلب مواد معقمة مرتبطة بالأقفاص، فيجب إما استخدام إجراء تعقيم غير معقم معتمد مؤسسيا، أو يجب استبدال مكونات الأكريليك بمادة قابلة للتعقيم مع الحفاظ على نفس الأبعاد.

2. تحضير الحيوانات وإسكانها

  1. احصل على العدد المطلوب من فئران السلالة المناسبة للدراسة.
    ملاحظة: تم الحصول على البيانات التمثيلية من 30 فأرا عمرها ثمانية أسابيع من نوع C57BL/6J، تضم 20 أنثى و10 ذكور. كانت الفئران خالية من الممرضات المحددة وفقا لمعايير FELASA، وتم الحصول عليها من مختبرات تشارلز ريفر في سولزفيلد، ألمانيا.
  2. الحيوانات المنزلية في الظروف التقليدية في أقفاص البولي كربونات من النوع الثالث المتكيفة مع حد أقصى ثلاثة فئران بالغة في كل قفص.
    ملاحظة: تم وضع الذكور المنفصلين في أقفاص البولي كربونات من النوع الثاني القياسية لهذه الدراسة.
  3. حافظ على غرفة الحيوانات عند 22 ± 2 درجة مئوية و55 ± رطوبة نسبية 10٪ خلال دورة ضوء/ظلام مدتها 12 ساعة مع إضاءة في الساعة 6:00 صباحا.
  4. قدم نظاما غذائيا قياسيا للصيانة والماء بحرية الآن.
  5. أضف أغطية خشب الحور، ولفافة تواليت ورقية، وبيت بلاستيكي شفاف أحمر، ومناشف ورقية كمواد تعشيش لكل قفص.
  6. حدد الفئران بشكل أساسي من خلال علامات الذيل الطبيعية. ضع علامات القلم مؤقتا على الحيوانات التي تحمل علامات ذيل مشابهة أثناء الوزن إذا لزم الأمر.

3. التعود وتدريب الحيوانات

ملاحظة: القفص المكتمل يتكون من قفص منزلي (PTIII)، متصل بقفص أخذ عينات يحتوي على ثلاثة صناديق جمع منفصلة، PTII. يمكن استخدام أقفاص المنزل مثل الأقفاص التقليدية، مع فراش، وتعزيز الأقفاص، وغطاء سلكي بدون مثبتات خارجية، وتوفير الطعام والماء. يمكن تفكيك النظام للغسيل ولا يمكن استخدامه إلا خلال أسابيع العينة. خلال أسابيع بدون أخذ عينات، يمكن إيواء الحيوانات في أقفاص PTIII القياسية.

  1. ضع الحيوانات في نظام الأقفاص قبل أسبوعين على الأقل من أول جلسة أخذ عينات مخطط لها.
  2. تعود الحيوانات على صناديق الجمع عن طريق إزالة الأبواب المنزلقة لليلة واحدة، مما يسمح لها باستكشاف الصناديق بحرية.
  3. قم بإجراء ثلاث جلسات تدريبية قبل أول جلسة أخذ عينات. إجراء التدريب تحت نفس ظروف الضوء وفي نفس الوقت المخطط له للعينات لاحقا، ويفضل تحت الضوء الأحمر بعد بداية المرحلة المظلمة مباشرة.
  4. ضع كمية صغيرة من المكافأة، مثل كريمة البندق، زبدة الفول السوداني، معجون الشعير، أو طعام لذيذ مشابه، على الحائط المقابل لمدخل كل صندوق جمع.
  5. في أول يوم تدريب، اترك الأبواب مفتوحة ودع الحيوانات تكتشف وتستهلك المكافأة طوعا.
  6. في اليوم الثاني من التدريب، انتظر حتى يدخل حيوان صندوق الجمع ويبدأ في لعق المكافأة. أغلق الباب المنزلق خلف الحيوان بحذر وأطلقه بعد 10 دقائق.
  7. في اليوم الثالث من التدريب، كرر الإجراء وقم بتمديد الوقت الذي تبقى فيه الحيوانات في صناديق الجمع تدريجيا.
    ملاحظة: يجب أن يكون التدريب هادئا ومستمرا. تجنب مطاردة الحيوانات إلى الصناديق، لأن ذلك قد يزيد من التوتر ويقلل من المشاركة الطوعية في جلسات الأخذ اللاحقة.

4. جمع عينات البراز

  1. توقيت جمع العينات
    1. خطط وقت أخذ العينات وفقا للسؤال البيولوجي والتأخير المتوقع بين إخراج كورتيكوستيرون البلازما واستقلاب الكورتيكوستيرون البرازي. في الفئران، تعكس مستقلبات الكورتيكوستيرون البرازية عادة مستويات الجلوكوكورتيكويدات المتداولة حوالي 8-10 ساعات قبل أخذ العينة.
      ملاحظة: إذا كان التوقيت الدقيق أمرا حاسما، قم بإجراء دراسة تجريبية لتحديد المسار الزمني لإخراج FCM في السلالة المحددة والجنس والظروف التجريبية المستخدمة. يمكن دمج هذا الطيران مع جلسات التدريب.
    2. أخذ عينات جدولية خلال فترة إنتاج براز مرتفع. عادة ما يكون أخذ العينات أكثر كفاءة في بداية المرحلة المظلمة والنشطة.
    3. قم بإجراء جميع جلسات أخذ العينات في نفس الوقت من اليوم طوال الدراسة لتقليل التباين الناتج عن إيقاع النهار لمستويات FCM.
      ملاحظة: من خلال تجربتنا، فإن الأحداث التي تحدث في الصباح حوالي الساعة 10:00 صباحا تنعكس بشكل جيد عند جدولة أخذ العينات بين الساعة 6:00 مساء و8:00 مساء، حسب جدول إضاءة غرفة الحيوانات.
  2. إجراءات أخذ العينات والنصائح العملية
    1. ضع علامة على الحيوانات بشكل فردي قبل أخذ العينة. استخدم علامات الأذن أو علامات الذيل الفردية.
      ملاحظة: قد يكون من الصعب التعرف على علامات الأصابع ورموز الألوان داخل الصناديق تحت الضوء الأحمر.
    2. جهز صناديق الجمع خلال مرحلة الضوء بتطبيق المكافأة على الجدار الخلفي لكل صندوق.
      ملاحظة: تحضير الصناديق خلال النهار يحسن الرؤية للجرب ويسمح للحيوانات بشم المكافأة قبل أخذ العينة.
    3. في وقت أخذ العينات المقرر، افتح صناديق الجمع وانتظر حتى تدخل الحيوانات طوعا.
    4. بمجرد دخول الفأر إلى صندوق الجمع، أغلق الباب المنزلق خلفه بحذر.
    5. بعد دخول جميع الحيوانات إلى صندوق، سجل هوية وموقع كل فأر في ورقة عينات محضرة.
    6. إذا تم أخذ عينات من أكثر من 10 أقفاص في جلسة واحدة، يجب إشراك مجرب ثان لدعم تحديد هوية الحيوانات، والتعامل مع الأبواب، والتوثيق.
    7. احتفظ بالحيوانات في صناديق الجمع لمدة العينات المخططة، عادة من 30 دقيقة إلى ساعتين، حسب إنتاج البراز المتوقع وتصميم الدراسة.
      ملاحظة: استبعد العينات إذا لم يكن بالإمكان تحديد هوية فردية بشكل مؤكد، أو إذا كانت حبيبات البراز ملوثة بالبول أو الفراش أو براز حيوان آخر، أو إذا انحرفت مدة أخذ العينات بشكل كبير عن النافذة الزمنية المخططة، أو إذا كانت كمية البراز غير كافية لتحليل FCM.
      ملاحظة: استخدام 50 ملغ هو بروتوكولنا القياسي، وقد تم استخدام هذه الكمية في جميع الاختبارات الصحية وجميع الأوراق الأخرى5، 7، 8. عادة، يمكن الحصول عليها بسهولة.
    8. في نهاية فترة العينة، افتح الأبواب المنزلقة ودع الفئران تعود إلى قفص المنزل.
    9. أغلق صناديق الجمع فورا بعد مغادرة الفئران لمنع إعادة الدخول والتلوث المتقاطع للعينات.
    10. أزل حبيبات البراز من كل صندوق جمع باستخدام ملقط طويل وانقلها إلى أنابيب جمع معنونة بشكل فردي.
    11. تخزين العينات عند -20 درجة مئوية حتى التحضير الإضافي لاختبار FCM.
      ملاحظة: إذا كانت الصناديق مغلقة بإحكام ولا يمكن إعادة الدخول من قبل الفئران، يمكن تأجيل جمع الحبيبات البرازية حتى المرحلة الضوئية التالية. ومع ذلك، يجب أن يتم ذلك بشكل متسق داخل الدراسة.
    12. احتفظ بالحيوانات في جزء القفص المنزلي (PTIII) حتى تغيير القفص التالي. بعدها يمكن تفكيكها وغسلها في غسالة أقفاص عادية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تم قياس مستقلبات الكورتيكوسترون البرازي (FCMs) بنجاح من عينات تم جمعها باستخدام أقفاص أخذ عينات البراز المخصصة في دراسة طولية قارنت بين الفئران التي تم تربيتها بشكل دائم ومتقطع. شمل تحليل FCM التمثيلي 30 حيوانا: مجموعة مربوطة بشكل دائم، n = 15 حيوانا في 5 أقفاص؛ المجموعة التي تم تربيتها بشكل متقطع، n = 10 حيوانات في 5 أقفاص، مع 5 ذكور في مأوى فردي باستثناء 3 فعاليات تكاثر، حيث تم إقامتهم مع الإناث. تم جمع العينات في 19 نقطة زمنية نصف شهرية في أيام تبديل الأقفاص وكذلك في عطلات نهاية الأسب...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يصف هذا البروتوكول نظام أقفاص بسيط لجمع عينات براز قابلة للتخصيص فرديا من الفئران المحفوظة في مجموعات. الميزة الرئيسية لهذه الطريقة هي أنها تجمع بين نسبة العينات الفردية والحفاظ على الجوانب الرئيسية للإسكان الاجتماعي، خاصة الاتصال البصري والشم مع شركاء القفص. وهذا مهم لأن السكن الجماعي غالبا ما يكون مطلوبا لرفاهية الحيوان وقد يكون أيضا جزءا من التصميم التجريبي10. على عكس أخذ عينات الأقفاص المنزلية المجمعة، يسمح النظام بتعيين قيم FCM للحيوانات الفردية، مع تجنب الإس...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون أنه لا توجد لديهم مصالح مالية متنافسة.

شكر وتقدير

نشكر البروفيسور بولاك على دعمه نشر هذا المقال.

تعبر كاثرينا تيلمان عن امتنانها لدعم جدها الراحل، برونو ووشنر، الذي ساهم في تخطيط نظام الأقفاص في سن الت99، وجعل ورشة الخشب متاحة له، وساعد في الصنفرة والبناء. كان حماسه للحرفية والبناء مصدر إلهام دائم ويذكر بامتنان هنا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Drill bit 5 mmCraftomat223804875mm diameter; Quantity 1
Drill bits 60 mmBosch3206464760 mm diameter; Quantity 1
Drill bits 7 mmCraftomat223805207 mm diameter; Quantity 1
Drilling machineMakita25730054Standard handheld or bench drill; Quantity 1
Hot glue gunEinhell 29051207For cage assembly; Quantity 1
Hot glue sticksEinhell29049664Compatible with hot glue gun; Quantity 5-10
Makrolon cageAnimalab31200129Standard Type II cage; Quantity 1
Makrolon cageAnimalab31200256Standard Type III cage; Quantity 1
Plexiglass / acrylic glassBauhaus29122352Approx. 0.25 m² total; 5 mm thickness; Quantity  2DIN A3 sheets
Saw or milling deviceScheppach32079641Small band saw, jigsaw, or CNC mill; Quantity 1
Threaded screwsProfi Depot1080753320 mm × 3 mm; Quantity 4
Wooden chopsticks / rodsIkea903.429.71Round wooden rods; Quantity 3

المراجع

  1. Abelson KS, Adem B, Royo F, Carlsson HE, Hau J. High plasma corticosterone levels persist during frequent automatic blood sampling in rats. In vivo (Athens, Greece) 2005; 19(5): 815-819.
  2. Kim S, Foong D, Cooper MS, Seibel MJ, Zhou H. Comparison of blood sampling methods for plasma corticosterone measurements in mice associated with minimal stress-related artefacts. Steroids 2018; 135: 69-72.
  3. Teilmann AC, Kalliokoski O, Sorensen DB, Hau J, Abelson KS. Manual versus automated blood sampling: impact of repeated blood sampling on stress parameters and behavior in male NMRI mice. Lab Anim 2014; 48(4): 278-291.
  4. Thanos PK, Cavigelli SA, Michaelides M, Olvet DM, Patel U, Diep MN et al. A non-invasive method for detecting the metabolic stress response in rodents: characterization and disruption of the circadian corticosterone rhythm. Physiological research 2009; 58(2): 219-228.
  5. Touma C, Sachser N, Möstl E, Palme R. Effects of sex and time of day on metabolism and excretion of corticosterone in urine and feces of mice. General and Comparative Endocrinology 2003; 130(3): 267-278.
  6. Frynta D, Nováková M, Kutalová H, Palme R, Sedláček F. Apparatus for Collection of Fecal Samples from Undisturbed Spiny Mice (Acomys cahirinus) Living in a Complex Social Group. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS 2009; 48(2): 196-201.
  7. Meyer N, Kroger M, Thummler J, Tietze L, Palme R, Touma C. Impact of three commonly used blood sampling techniques on the welfare of laboratory mice: Taking the animal's perspective. PLoS One 2020; 15(9): e0238895.
  8. Touma C, Palme R, Sachser N. Analyzing corticosterone metabolites in fecal samples of mice: a noninvasive technique to monitor stress hormones. Hormones and Behavior 2004; 45(1): 10-22.
  9. Müller K, Lengheimer T, Kral-Pointner JB, Wojta J, Yeghiazaryan L, Krall C et al. Exposure to soiled bedding reduces abnormal repetitive behaviors in mice. Frontiers in Behavioral Neuroscience 2022; 16.
  10. Cinque C, Zinni M, Zuena AR, Giuli C, Alemà SG, Catalani A et al. Faecal corticosterone metabolite assessment in socially housed male and female Wistar rats. Endocrine connections 2018; 7(2): 250-257.
  11. Palme R. Monitoring stress hormone metabolites as a useful, non-invasive tool for welfare assessment in farm animals. Animal Welfare 2012; 21(3): 331-337.
  12. Kalliokoski O, Jacobsen KR, Teilmann AC, Hau J, Abelson KSP. Quantitative Effects of Diet on Fecal Corticosterone Metabolites in Two Strains of Laboratory Mice. In vivo (Athens, Greece) 2012; 26(2): 213.
  13. Rowland NE, Toth LA. Analytic and Interpretational Pitfalls to Measuring Fecal Corticosterone Metabolites in Laboratory Rats and Mice. Comparative medicine 2019; 69(5): 337-349.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

السلوكالعدد 234العدد 234قيمة فارغةعددقفص جمع عينات البرازنواتج أيض الكورتيكوستيرون البرازيةفأررفاهية الحيوانأخذ العينات الفرديةتقليل التوتر

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.