مقالة منهجية

تصنيع وزرع مقاييس إجهاد السيليكون المكررة لمراقبة حركة المعدة على المدى الطويل في الفئران الحرة

113 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/72488

⸱

أغسطس 4, 2026

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Acupuncture and Moxibustion, China Academy of Chinese Medical Sciences

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول تصنيع وزرع مقاييس إجهاد السيليكون المرنة والمتوافقة حيويا للمراقبة المستمرة لحركة المعدة في فئران C57BL/6J الحرة الحرة. توفر هذه الطريقة تسجيلات طويلة الأمد مستقرة من خلال تغليف السيليكون المحسن وتثبيت الموصل المثبت على الرأس بأمان.

الملخص

يصف هذا البروتوكول تصنيع وزرع مقاييس إجهاد سيليكون مرنة ومتوافقة حيويا لمراقبة حركة المعدة على المدى الطويل في فئران C57BL/6J الحرة. لا يزال التقييم المستمر للنشاط الحركي المعدة في الحيوانات الواعية تحديا تقنيا لأن التخدير والإجراءات الغازية يمكن أن تغير فسيولوجيا الجهاز الهضمي الطبيعي. لمعالجة هذه التحديات، يجمع هذا البروتوكول بين تغليف السيليكون المكرر لمقياس الإجهاد وتثبيت موصل مثبت على الرأس لتحسين استقرار الجهاز أثناء التسجيلات طويلة الأمد مع حماية الدوائر الكهربائية من الأضرار الميكانيكية المرتبطة بالنشاط الحيواني الطبيعي. يتيح هذا الإجراء الزرع بشكل موثوق وتسجيل مستمر لنشاط انقباض المعدة خلال فترة 15 يوما بعد العملية. تظهر التسجيلات التمثيلية أنماط حركة معدة مميزة أثناء التخدير، والبداية اليقظة، والتعافي بعد العملية، والتكيف الناتج عن التغذية. تشير التقييمات النسيجية إلى وجود استجابات نسيجية محلية خفيفة فقط حول موقع الانغراس، مما يدعم التوافق الحيوي للجهاز في الظروف التي تم فحصها. يوفر هذا البروتوكول نهجا قابلا للتكرار للحصول على تسجيلات ثابتة طويلة الأمد لحركة المعدة في الفئران الواعية، وقد يسهل إجراء التحقيقات في فسيولوجيا الجهاز الهضمي والأمراض، بما في ذلك الدراسات باستخدام نماذج الفئران المعدلة وراثيا.

المقدمة

المراقبة الدقيقة للنشاط الفسيولوجي في البحث الطبي الحيوي، خاصة في دراسات حركة الجهاز الهضمي، أمر حاسم لفهم آليات الهضم وأمراض الأمراض 1,2. ومع ذلك، فإن الطرق الحالية لمراقبة حركة المعدة في الحيوانات الحرة تعاني من قيود كبيرة. غالبا ما تكون تقنيات التصوير مقيدة بتعقيد العمليات، ومتطلبات المعدات العالية، والتعرض المحتمل للإشعاع 3,4. الطرق المعتمدة على البالونات، رغم فائدتها، لا يمكنها عادة مراقبة حركة المعدة في الحيوانات الحرة لفترات طويلة وغالبا ما تقتصر على حالات التخدير5. الأساليب طفيفة التوغل، مثل القياس الصوتي الصوتي، غير قادرة على تسجيل حركة المعدة في الحيوانات الواعية6. وبالمثل، فإن طرق القياس المانومتري تنطبق بشكل أساسي على الفئران المخدرة 7,8,9. بدلا من ذلك، تم تطوير تسجيل كهربائي فيزيولوجي لموجات المعدة البطيئة باستخدام أقطاب السيروسال كنهج مباشر لالتقاط النشاط العضلي الكهربائي الأساسي لمنظم ضربات القلب الذي يدفع انقباضات المعدة10,11. على الرغم من أن أقطاب السيروسال فعالة جدا في اكتشاف الإيقاعات الكهربائية واضطرابات نظم النظم، إلا أنها لا تقيس القوة الميكانيكية الناتجة مباشرة. علاوة على ذلك، قد لا تعكس الموجات البطيئة المسجلة خارج الخلية التي يتم الحصول عليها في الجسم الحي دائما بأمانة الموجات البطيئة الحقيقية داخل الخلية12، ويمكن أن تتأثر الإشارات الكهربائية المسجلة من الأقطاب السطحية أو الأقطاب المصلية بشكل كبير بالنشاط العصبي الموضعي، مما يعني أنها لا تمثل بالضرورة انقباضات ميكانيكية مرحليةفعلية 13,14.

على النقيض من ذلك، تحول مقاييس إجهاد السيليكون التغيرات في الحركة الميكانيكية إلى إشارات كهربائية، مما يمكن من تسجيل أنماط الحركة المجوفة في الأعضاء الحشوية المجوفة مثل المعدة والأمعاء تحت ظروف فسيولوجية ومرضية 15,16,17. الهدف العام من هذا البروتوكول هو وصف تصنيع وزرع مقاييس إجهاد السيليكون المكررة جراحيا لمراقبة حركة المعدة طويلة الأمد في فئران C57BL/6J الحرة، وهي الخلفية الجينية الأكثر استخداما للنماذج المعدلة وراثيا في أمراض الجهاز الهضمي. استنادا إلى منهجيات قياس الإجهاد18 التي وصفت سابقا، يدمج هذا البروتوكول ملف حساس فائق النحافة (0.2 مم) مع تغليف سيليكون 704 خفيف الوزن ومتوافق حيويا لتقليل الحمل الميكانيكي على جدار المعدة الفأرية مقارنة بالتصاميم السابقة. بالإضافة إلى ذلك، فإن استراتيجية توجيه الموصل المثبت على الرأس بشكل معياري تقلل من توتر الكابلات بعد العملية والأضرار المرتبطة بالمضغ، مما يحسن من استقرار الجهاز أثناء التسجيلات طويلة الأمد. يهدف البروتوكول إلى الباحثين الذين يسعون لقياسات طويلة الأمد ومباشرة للنشاط الميكانيكي المعدة في الفئران الواعية خلال حالات فسيولوجية مختلفة، بما في ذلك التعافي بعد العملية والتغذية. يجب تفسير الانخفاضات المبلغ عنها في التصاق الأنسجة والاضطراب الوظيفي الأدنى ضمن نطاق بيانات التحقق المقدمة من الصحة، ويظل التقييم الكمي الإضافي لهذه المعايير اتجاها مهما للدراسات المستقبلية.

البروتوكول

أجريت هذه الدراسة وفقا للآراء التوجيهية حول علاج الحيوانات التجريبية الصادرة عن وزارة العلوم والتكنولوجيا. تمت الموافقة على جميع التجارب من قبل لجنة أخلاقيات التجارب الحيوانية في الأكاديمية الصينية للعلوم الطبية الصينية (رقم D2024-01-26-07).

1. تحضير الحيوانات

  1. احصل على فئران ذكور صحية من النوع البري C57BL/6J تبلغ من العمر 8 أسابيع وتزن 25 ± 3 جرام.
  2. حافظ على الفئران تحت ظروف خالية من مسببات الأمراض (SPF) عند 22°C ± 1°C، ورطوبة نسبية 55٪ ± 5٪، ودورة ضوء/ظلام لمدة 12 ساعة. لا يزيد عدد الفئران في كل قفص إلى أكثر من خمسة فئران.
  3. قدم الطعام القياسي والماء بحرية الآن. اترك للفئران حرية الوصول إلى الطعام والماء حتى تحفيز التخدير للحفاظ على توتر جدار المعدة المناسب أثناء الجراحة.
  4. اترك الحيوانات للتكيف مع المختبر لمدة 7 أيام قبل بدء التجارب في اليوم الثامن.
  5. قم بتعيين الفئران المتأهلة عشوائيا إلى مجموعات التجربة لتقليل احتمال تحيز الاختيار.
  6. قم بإجراء تقييم صحي سريري لكل فأر قبل 24 ساعة من الجراحة من خلال تقييم المظهر الجسدي، والسلوك، ووزن الجسم. استبعد الحيوانات التي تظهر عليها علامات مرض أو إصابة أو فقدان وزن يزيد عن 10٪.
  7. قس وزن جسم كل فأر مباشرة قبل التخدير. احسب حجم الحقن عند 20 مل/كجم، وهو ما يعادل جرعة تريبروموإيثانول تبلغ 250 ملغ/كجم.

2. تحضير مقياس الإجهاد18

  1. احصل على مقياس إجهاد بحجم 350 Ω بحجم قاعدة 3.6 مم × 3.0 مم، وحجم شبكة 2.0 مم × 1.0 مم، وسماكة 0.06 مم. استخدم مقياس إجهاد بمعامل حساسية 2.0٪ ± 1٪ (دقة الفئة A) مثبت مسبقا على أسلاك مزدوجة مطلية بالمينا (قطر 0.15 مم، طول 100 مم).
  2. ضع طبقة موحدة من مطاط السيليكون على جانبي مقياس الإجهاد حتى يصبح سمك الجهاز المغلف بالكامل حوالي 0.2 مم. تأكد من تغطية جميع الأسطح بالكامل دون وجود مناطق مكشوفة.
  3. ضع قطرة إضافية من مطاط السيليكون على نقطة اللحام ووزعها بالتساوي بقطعة قطن حتى يغطي مقياس الإجهاد بالكامل. تحقق من أن أبعاد الجهاز النهائية هي تقريبا 6.0 مم × 8.0 مم.
  4. تأكد من التغليف الكامل من خلال التأكد من أن طلاء السيليكون ناعم وخال من فقاعات الهواء أو الفجوات وأن الجهاز النهائي يطابق الأبعاد المستهدفة.
  5. قم بمعالجة مقياس الإجهاد المغلف لمدة لا تقل عن 48 ساعة في درجة حرارة الغرفة (22°C ± 1°C) ورطوبة نسبية بين 60٪–70٪ في بيئة جيدة التهوية وخالية من الغبار.
  6. لحام الموصل المثبت على الرأس على السلك المطلي بالمينا باستخدام مكواة لحام، ولحام، وتدفق لحام خالي من الحمض.
  7. تحقق من سلامة وصلات اللحام عن طريق سحب الأسلاك المطلية بلطف باستخدام ملقط مقزح تقطيع القزحية. تأكد من أن التوصيلات لا تزال آمنة بدون فصل الأسلاك.
  8. قم بتوصيل مقياس الإجهاد المجمع إلى مضخم جسر عبر صندوق حساس مقياس الإجهاد بنظام الضبط الصفري.
  9. وازن الدائرة عن طريق توصيل مقياس الإجهاد المجمع بصندوق مخصص 350 Ω الصفر ومضخم الجسر للقضاء على الانحرافات الأساسية الناتجة عن مقاومة الأسلاك وتعظيم نطاق الإشارة المتاح. بعد إكمال جميع التوصيلات، قم بثني مقياس الإجهاد المغلف بلطف باستخدام ملقط في الهواء ومحلول ملحي بنسبة 0.9٪ أثناء مراقبة الموجة الخارجة في برنامج الاستحواذ. تأكد من وظيفة الجهاز الصحيحة من خلال التحقق من انحراف الموجة الواضح، مما يشير إلى الاتصال الكهربائي الكافي، والعزل المائي، وحساسية المستشعرات.

3. الإجراء الجراحي لزرع مقياس الإجهاد

  1. قم بتعقيم جميع الأدوات الجراحية بنسبة 75٪ إيثانول. نقع مكونات مقياس الإجهاد المحضر في 75٪ إيثانول لمدة 15 دقيقة، ثم غمر في محلول كلوريد الصوديوم 0.9٪ لمدة 15 دقيقة.
  2. قم بإزالة مكونات مقياس الإجهاد من محلول كلوريد الصوديوم 0.9٪ وابدأ فورا في عملية الزرع الجراحي دون الحاجة إلى تجفيف أو شطف إضافي بهواء.
  3. تخدير الفأر عن طريق حقن محلول 1.25٪ من تريبروموإيثانول داخل الصفاق (20 مل/كغ).
  4. استخدم محلول تجاري محضر بنسبة 1.25٪ من التريبروموإيثانول دون تخفيف إضافي. تخزين المحلول عند 4°C في زجاجة كهرمانية محمية من الضوء واستخدمه ضمن تاريخ انتهاء صلاحية الشركة المصنعة.
  5. راقب الحيوان كل 10 دقائق خلال فترة الجراحة لضمان انتظام التنفس وغياب الحركة استجابة للتحفيز اللمسي. تأكد من وجود مستوى جراحي مناسب من التخدير من خلال التحقق من فقدان رد فعل التصحيح وغياب رد فعل انسحاب إصبع القدم.
  6. لم يكن هناك حاجة للتخدير التكميلي لأن الجرعة الأولية وفرت مستوى جراحي كاف طوال العملية.
  7. حافظ على درجة حرارة جسم الحيوان الأساسية عند 37.0°م ±0.5°م باستخدام بطانية تدفئة تتحكم بها التغذية الراجعة. ضع مرهم البترولاتوم العيني طوال فترة الجراحة لمنع جفاف القرنية.
  8. قم بإزالة الشعر من البطن والجمجمة باستخدام مقص شعر حيوان صغير. قم بتعقيم الجلد المكشوف بمحلول بوفيدون-يود بنسبة 1٪ يليه 75٪ إيثانول (الشكل 1A–C).
  9. غط البطن بغطاء جراحي معقم (الشكل 1D).
  10. غط منطقة الجراحة بمنشفة شاش جراحية معقمة. أنشئ شق في منتصف البطن بطول حوالي 1.5–3.0 سم، يمتد من النتوء الزيفويدي عبر الجلد وعضلات البطن. قم بإنشاء شق طولي ثان بطول حوالي 5.0–8.0 مم على طول الغرز السهمي في قمة الجمجمة (الشكل 1E,J).
  11. اختر طول الشق حسب حجم جسم الحيوان لتوفير تعرض كاف للشمع المعدة للخياطة مع تقليل إصابات الأنسجة وتسهيل إغلاق الجرح.
  12. قم بإزالة المعدة بلطف باستخدام مسحة قطنية. افصل الجزء الأكبر من العضلة وحافظ على ترطيب الأنسجة طوال العملية باستخدام كرات قطنية منقوعة في محلول ملحي فسيولوجي بنسبة 0.9٪ (الشكل 1F).
  13. افصل الأومنتوم الأكبر عن جدار المعدة عن طريق تشريح خفيف وغير حاد باستخدام مسحة قطنية رطبة أو ملقط حاد، مع الحرص على تجنب تلف الأوعية الدموية المجاورة والأنسجة المحيطة.
  14. ضع محلول ملحي دافئ (37.0°م± 0.5°م) معقم بنسبة 0.9٪ على المعدة المكشوفة كل 3–5 دقائق، أو كلما بدأ سطح الأنسجة في الجفاف، للحفاظ على ترطيب الأنسجة.
  15. افصل الجلد بلطف عن العضلات الأساسية باستخدام مسحة قطنية وملقط تشريح لإنشاء نفق تحت الجلد مستمر بين الشقوق القحفية والبطنية. مرر مجموعة مقياس الإجهاد عبر النفق، وضع الموصل المثبت على الرأس على الجبهة، وضع مقياس الإجهاد فوق منطقة البطن (الشكل 1G,J).
  16. قم بتوجيه السلك عبر النفق تحت الجلد من الشق البطني على طول الجدار الجانبي الأيسر للجسم، تحت الطرف الأمامي الأيسر، وعبر الرقبة الظهرية إلى الشق القحفية.
  17. خياط مقياس الإجهاد على سطح السيروسال للجيب المعدة باستخدام غرز غير قابلة للامتصاص بحجم 7-0 (الشكل 1H). إعادة وضع الأومنتوم الأكبر فوق مقياس الإجهاد وتحديد مساحة الخياطة الوظيفية إلى حوالي 5.0 مم × 5.0 مم.
  18. ضع مقياس الإجهاد على السطح المصلي للشرارة المعدية مع محورها الطويل والأسلاك المتصلة بمحاذاة ألياف العضلات الطولية الممتدة من القلب إلى البواب. وجه وصلات اللحام نحو جدار البطن، بحيث يكون الطرف الملحم موجها نحو الرأس والطرف المقابل نحو البواب (الشكل 1H).
  19. ثبت مقياس الإجهاد على السيروزا المعدية باستخدام خياطة مستمرة بثلاث نقاط تثبيت. ضع غرزة واحدة عند نهاية الذيلية (البوابية) وغرزتين متتاليتين في نهاية الجمجمة (القلبية)، ثم ثبت التجميع بعقدة واحدة في الخط الأوسط العلوي (الشكل 1H).
  20. أعد المعدة وجميع أعضاء البطن الأخرى إلى مواقعها التشريحية الطبيعية. ثبت السلك المطلي بالمينا على عضلات البطن لتقليل الحركة الأمامية الخلفية.
  21. ثبت الأسلاك المطلية بالمينا على عضلات البطن عن طريق وضع عقدة أولية في العضلة مع الخياطة، ولف الغرز حول السلكين عدة مرات، وربط عقدة أخيرة لتثبيت الأسلاك بإحكام.
  22. أغلق عضلات البطن تليها الجلد باستخدام غرز قابلة للامتصاص 6-0 (الشكل 1I).
  23. قم بإزالة الشغاخة باستخدام بيروكسيد الهيدروجين بنسبة 3٪ لكشف الجواء الأمامي (الشكل 1J).
    تحذير: بيروكسيد الهيدروجين هو مهيج. ارتد معدات الحماية الشخصية المناسبة وتجنب ملامسة العينين والبشرة.
  24. ضع بيروكسيد الهيدروجين بنسبة 3٪ على الجمجمة المكشوفة لمدة تقارب 10 ثوان لإزالة الشغاخة والسيطرة على النزيف الطفيف. أزل المحلول فورا بمسحة قطنية معقمة، اشطفها جيدا بمحلول ملحي معقم، وجفف السطح تماما قبل تطبيق راتنج الأساس.
  25. اخلط وطبق راتنج الأساس على الجمجمة. اضغط الموصل المثبت على الرأس على الراتنج حتى يتصلب بشكل طبيعي. قم بخياطة الفروة حول الموصل المثبت مع ترك الفتحة الدائرية للموصل المثبت على الرأس مكشوفة (الشكل 1K).
  26. اترك راتنج الأساس يبلمر دون إزعاج لمدة تقارب 5 دقائق. تأكد من التصلب الكامل عن طريق لمس سطح الراتنج بلطف بطرف ملقط.
  27. ثبت الموصل المثبت على الرأس باستخدام الملقط خلال مرحلة التصلب الأولية حتى يتصلب الراتنج بما يكفي للحفاظ على الموصل في مكانه دون دعم.
  28. ضع محلول بوفيدون-يود حول الجرح الجراحي. أعط الميلوكسيكام (0.2 ملغ/كغ، تحت الجلد) لتخفيف الألم بعد العملية وعلاج مضاد للالتهابات.
  29. بعد التعافي من التخدير، أعد الفأر إلى قفصه المنزلي. أعط الميلوكسيكام (0.2 ملغ/كغ، داخل الصفاق) مرة يوميا لمدة يومين متتاليين.
  30. أعد الفأر إلى قفصه الأصلي فقط بعد أن يستعيد رد فعل الاستقامة، ويظهر تنفسه بشكل منتظم ومستقر، وقادرا على الحركة بشكل طبيعي.
  31. راقب الفئران يوميا على الأقل خلال أول يومين بعد العملية ومرتين أسبوعيا على الأقل بعد ذلك. يتم القتل الرحيم للحيوانات التي تظهر فقدانا مستمرا في الوزن مصحوبا بانخفاض النشاط الحركي وفقا لمعايير النهاية الإنسانية المحددة مسبقا.

figure-protocol-1
الشكل 1. سير عمل الزرع الجراحي وإعداد تسجيل حركة المعدة. (أ) إزالة الشعر من البطن. (ب) التعقيم بمحلول بوفيدون-يود. (ج) التنظيف بنسبة 75٪ إيثانول. (د) وضع ستارة جراحية معقمة فوق البطن. (ه) شق بطني وسطي وشق فروة الرأس. (و) تعريض المعدة. (G) المرور تحت الجلد لمجموعة مقياس الإجهاد ووضع الحساس على المقعد المعدي. (ح) خياطة مقياس الإجهاد إلى الطبقة المصلية في الفتحة المعدية، الواقعة تشريحيا بين العضلة الجزئية البوبية (incisura angularis) والبواب. (1) إغلاق متسلسل لعضلات البطن والجلد. (ج) تعرض الفونتانيل الأمامي بعد إزالة السحاج باستخدام بيروكسيد الهيدروجين بنسبة 3٪. (ك) تثبيت الموصل المثبت على الرأس وإغلاق الطبقة حول فتحة الموصل. (L) جهاز قياس إجهاد مخصص معروض بجانب المسطرة. (M) مخطط لنظام تسجيل حركة المعدة الحر، بما في ذلك غرفة التسجيل، المبدل الدوار، الموصل المثبت على الرأس المربوط بالحبل، مضخم الجسر، نظام جمع البيانات، الحاسوب، وبرمجيات تحليل الإشارات. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

4. تسجيل حركة المعدة

  1. ضع غرفة التسجيل الدائرية الحرة المخصصة تحت كاميرا تركيز تلقائي بدقة 2K لتمكين مراقبة سلوكية متزامنة مستمرة للماوس.
  2. بناء غرفة التسجيل باستخدام حاوية شفافة أسطوانية من البلاستيك البلاستيكي (قطرها 35 سم × ارتفاع 45 سم).
    1. تركيب لوحة معلقة مخصصة (39.5 سم × 10.0 سم) فوق الحجرة لدعم كابل الموصل المثبت على الرأس.
    2. ادعم اللوح المعلق باستخدام قاعدتين عموديتين موضوعتين على جانبي الحجرة. قم بضبط الارتفاع (حتى 15.5 سم) للحفاظ على توتر الكابل المناسب أثناء التسجيل.
  3. ضع الفأرة في غرفة التسجيل. قم بتوصيل المقبس الأنثوي المثبت على الرأس بحبل التسجيل المرن متعدد القنوات المعلق من المبدل الدوار. تأكد من أن الحبل يسمح بالحركة والدوران والتغذية غير المقيدة.
  4. تعويد الفئران على غرفة التسجيل لمدة 60 دقيقة يوميا لمدة 3 أيام متتالية قبل الجراحة. بعد الزراعة، ضع الفأر المخدر في الحجرة لمدة 30 دقيقة للسماح بالاستقرار الفسيولوجي قبل بدء التسجيل المستمر.
  5. قم بتوصيل الطرف المقابل للحبل المرن بمضخم الجسر وتوصيل المضخم بنظام استحواذ البيانات PowerLab 8/35.
  6. تحقق من توازن مضخم الجسر وتصفير مقياس الإجهاد كما هو موضح في الخطوة 2.9. راقب الإشارة الحية لمدة لا تقل عن دقيقتين وابدأ التسجيل فقط بعد التأكد من ثبات خط الأساس مع انحراف طفيف.
  7. قم بتكوين إعدادات الأجهزة في برنامج اكتساب البيانات LabChart (الإصدار 8.0) بتردد أخذ عينات 10 كيلوهرتز وكسب تضخيم 10× لقناة الإشارة المعدية الخام.
  8. قم بتكوين نظام الاستحواذ بنطاق جهد إدخال ±5 فولت، وجهد إثارة جسر 5 فولت، ومرشح تمرير منخفض مادي مضبوط على 100 هرتز لتقليل الضوضاء عالية التردد مع الحفاظ على دقة الإشارة.
  9. شغل كاميرا التركيز التلقائي 2K وقم بتشغيل برنامج جمع البيانات على جهاز التسجيل.
  10. احصل على البيانات باستخدام برنامج جمع البيانات مع قالب استحواذ مخصص. قم بتكوين قناة تناظرية واحدة لإشارة مقياس إجهاد المعدة الخام وقناة فيديو متزامنة واحدة من كاميرا التركيز التلقائي 2K. احفظ جميع التسجيلات بصيغة ملف برنامج الاستحواذ الأصلي (*.adicht).
  11. قم بإجراء جلسات تسجيل أثناء التعافي بعد العملية، والانتقال من التخدير إلى حالة اليقظة، واختبار سلوكي للتغذية لمدة 6 دقائق يتضمن دقيقتين من مرحلة الأساس قبل الأكل، ومرحلة تغذية لمدة دقيقتين، ومرحلة ما بعد الأكل لمدة دقيقتين.
  12. قم بإجراء التسجيلات بين الساعة 09:00 و15:00 في أيام ما بعد العملية (PODs) 1، 3، 5، 7، 10، و15. ابدأ التسجيل فور وضع الحيوان في الحجرة واستخدم البيانات التي تم جمعها من 10 دقائق فصاعدا للتحليل لضمان الاستقرار الفسيولوجي.
  13. الفئران السريعة لمدة 12 ساعة قبل تجربة التغذية. يسجل حركة المعدة بشكل مستمر لمدة 6 دقائق، يشمل دقيقتين من الأساس قبل الأكل، وفترة تغذية لمدة دقيقتين تبدأ عند بدء الحيوان في التغذية، وفترة ما بعد الأكل لمدة دقيقتين.
  14. استبعاد التسجيلات من التحليل إذا استوفرت أيا من المعايير التالية: (1) فقدان الإشارة الناتج عن فشل الموصل أو انقطاع السلك؛ (2) تشوهات حركة شديدة ناتجة عن التنظيف أو التشغيل تتجاوز نطاق إدخال المضخم؛ أو (3) الإشارات غير المستقرة أو انحراف الأساس يزيد عن 20٪ من سعة الخط الأساسي خلال جلسة تسجيل واحدة.

5. معالجة الإشارات والتحليل الإحصائي

  1. قم بإنشاء الاتصال المادي الكامل وتطبيق سير عمل تصفية الأجهزة والبرمجيات لمعالجة الإشارات البيولوجية الخام وعزل موجات حركة المعدة عن تشوهات الحركة.
    1. توجيه الإشارات البيولوجية عبر مرشح تمرير منخفض تناظري مدمج في مضخم الجسر ونظام جمع البيانات. قم بضبط تردد قطع المرشح التناظري منخفض التمرير على 100 هرتز لتقليل الضوضاء الكهرومغناطيسية عالية التردد وتداخل خطوط الطاقة وتوليد قناة البيانات الخام الأساسية (الشكل S1).
    2. لا تطبق أي فلاتر أجهزة إضافية، مثل مرشحات التمرير العالي، أو النوتش، أو مرشحات مكافحة التعرج، أثناء جمع البيانات.
    3. إنشاء قناة تحليل منعمة باستخدام وحدة التقويم في برنامج الاستحواذ (الشكل S2). اختر التنميم من قائمة القناة المنسدلة، واختر المثلث (بارتليت) كنوع التنميع، واضبط عرض النافذة إلى 10 ثوان (الشكل S3).
      ملاحظة: تعمل نافذة المثلث 10 ثوان كمرشح رقمي تكيفي للمرور المنخفض يخفف من التشوهات التنفسية والحركة مع الحفاظ على سعة وإيقاع الموجة البطيئة المعدية في الفأر القاعدي (~5 دورات/دقيقة؛ ~0.083 هرتز).
    4. لا تطبق خطوات معالجة رقمية إضافية إضافية، بما في ذلك تصحيح خط الأساس، إزالة الاتجاه، إعادة العينة، ضبط إزاحة القناة، أو تطبيع الإشارة.
    5. حفظ الموجة الملساء كقناة تحليل جديدة (القناة 2) مع الإشارة الخام (القناة 1) في نفس ملف برنامج الاستحواذ الأصلي (*.adicht) دون تحويل خارجي (الأشكال S3 و S4).
  2. استخرج إشارات حركة المعدة الملساء للتحليل. اختر نوافذ تسجيل مستقرة وممثلة مستمرة مدتها دقيقتان لكل حالة تجريبية مع تقليل العيوب المتعلقة بالحركة والسلوك (الشكل S4).
    1. اختر عشوائيا نافذة تسجيل متواصلة مدتها دقيقتان باستخدام تسجيل الفيديو المتزامن. ادرج فقط المقاطع ذات الأساس المستقر ولا توجد أي علامات حركية أو سلوك تنظيف أو نشاط حركي.
    2. استخرج مقطع تسجيل مستمر مدته دقيقتان من كل نقطة محددة من 1 إلى 15. قارن أشكال موجات حركة المعدة المسجلة تحت التخدير العميق مع تلك المسجلة في حالة الوعي الكامل.
    3. توحيد جميع التسجيلات بين الساعة 09:00 و15:00، كما هو موضح في الخطوة 4.12، لتقليل تأثير التغيرات اليومية على حركة المعدة.
    4. حلل تسجيلا متواصلة مدته 6 دقائق من تجربة التغذية عن طريق تقسيم التسجيل إلى ثلاث فترات متتالية مدتها دقيقتان تمثل المراحل الأساسية قبل الأكل، والتغذية النشطة، ومرحلة ما بعد الأكل.
    5. حدد بداية التغذية من خلال تسجيل الفيديو المتزامن عندما يبدأ الحيوان في المضغ المستمر. عرف مرحلة التغذية بأنها الفترة التالية التي مدتها دقيقتان واستبعد التسجيلات التي تستمر فيها التغذية لبضع ثوان فقط.
  3. قم بقياس متوسط التردد الدوري (دورات/دقيقة)، والسعة الدورية (μV)، والمساحة تحت المنحنى (AUC؛ mV·s·min−1) من الموجات الملساء. تحديد تردد الانقباض من خلال تحليل فترات الذروة إلى الذروة وحساب AUC عن طريق تكامل إشارة الانقباض المصححة خلال فترة التسجيل المختارة (الشكل S5).
    1. قم بإجراء اكتشاف الذروة تلقائيا باستخدام وحدة القياسات الدورية في منصة بيانات برنامج جمع البيانات لحساب متوسط التردد الدوري لكل جزء تسجيل محدد (الشكل S5).
    2. حدد الخط الأساسي كأقل جهد للإشارة ضمن فترة التسجيل المحددة. احسب AUC تلقائيا باستخدام التكامل النسبي للدالة الأدنى في وحدة لوحة البيانات (الشكل S5).
    3. قس سعة الانقباض تلقائيا كمتوسط ارتفاع دوري باستخدام وحدة Data Pad، التي تحسب متوسط ارتفاع القمة إلى المنخفض لكل جزء تسجيل مدته دقيقتان (الشكل S5).
  4. تلخيص بيانيا وتحليل بيانات التردد والسعة وAUC عبر جميع الظروف التجريبية.
    1. قارن بين معايير حركة المعدة بين التخدير العميق والحالات الواعية الكاملة.
    2. تقييم التغيرات الطولية في حركة المعدة من نقطة الانتقال 1 إلى 15.
    3. قارن معايير حركة المعدة خلال مرحلة التغذية النشطة مع تلك خلال المراحل قبل وبعد الأكل.
    4. تضمين جميع البيانات التي تستوفي معايير جودة التسجيل المحددة مسبقا في التحليل الإحصائي. لا تجري اكتشاف الشاذة إحصائيا أو تستبعد الملاحظات بناء على معايير إحصائية.
  5. تقييم طبيعية البيانات وتجانس التباين قبل التحليل الإحصائي. تحليل البيانات الموزعة بشكل طبيعي باستخدام تحليل التباين أحادي الاتجاه العادي (ANOVA) أو اختبار t غير مقترن. تحليل البيانات غير الموزعة بشكل طبيعي باستخدام اختبار كروسكال–واليس أو اختبار مان–ويتني يو .
    1. تقييم طبيعية البيانات باستخدام اختبار شابيرو-ويلك وتجانس التباين باستخدام اختبار براون-فورسايث. تحليل البيانات الموزعة بشكل طبيعي ذات تباين متساو باستخدام تحليل ANOVA أحادي الاتجاه وتحليل البيانات غير الموزعة بشكل طبيعي أو البيانات ذات التباين غير المتساوي باستخدام اختبار كروسكال–واليس.
    2. قم بإجراء اختبارات مقارنة متعددة بعد الحدث باستخدام اختبار توكي بعد تحليل أنوفا-أنوفاي أحادي الاتجاه أو اختبار دن بعد اختبار كروسكال-واليس، حسب الحاجة.
  6. حلل جميع البيانات باستخدام GraphPad Prism الإصدار 10.0. أبلغ عن البيانات كمتوسط ± الخطأ المعياري (SE). اعتبر p < 0.05 ذات دلالة إحصائية.
    1. قم بإجراء جميع التحليلات الإحصائية كاختبارات ذات طرفين. اعتبر p < 0.05 ذات دلالة إحصائية.
    2. أعمى الباحث المسؤول عن تصفية البيانات واستخراج المعلمات للمجموعات التجريبية والعلاجات. قم بإخفاء هوية وبرمجة جميع مجموعات البيانات قبل التحليل.
    3. أرشفة جميع الموجات الخام، والإشارات المعالجة، والبيانات الوصفية المرتبطة بها في صيغة ملف برنامج الاستحواذ الأصلي (*.adicht). تخزين هذه الملفات والجداول المصدرة في مستودع مركزي لتمكين التحقق المستقل. اجعل مجموعات البيانات وملفات التحليل الإحصائي ذات الصلة متاحة عند طلب أكاديمي معقول.

النتائج

حركة المعدة تحت التخدير والحالات اليقظة

لتقييم التأثير المحتمل للتخدير على حركة المعدة، تمت مقارنة معايير حركة المعدة بين الفئران المخدرة والواعية (n = 6؛ الشكل 2A,B). لم يلاحظ فرق كبير في التكرار بين الحالات المخدرة والحالة الواعية (5.38 ± 0.13 مقابل 5.48 ± 0.10 دورات على الأقل 1 دورة في الدقيقة، على التوالي؛ اختبار t غير المرتبط: t = 0.4053، p = 0.6874). وبالمثل، لا السعة (73.88 ± 10.79 مقابل 60.79 ± 3.96 ميكروفولت؛ اختبار مان–ويتني U: U = 68.5، p = 0.1620) ولا المساحة تحت المنحنى (AUC) (6.83 ± 1.26 مقابل 7.47 ± 0.84 mV·s·min−1; اختبار مان–ويتني U: U = 102، p = 0.8437) اختلفت بشكل كبير بين الشرطين. تظهر هذه التسجيلات التمثيلية معايير حركة المعدة المماثلة تحت ظروف التخدير والوعي التي تم فحصها.

figure-results-1
الشكل 2. تسجيلات حركة المعدة التمثيلية، والتحليل الكمي، وعلم النسيجة في المعدة بعد زرع مقياس الإجهاد. (أ، ب) تم تسجيل آثار حركة المعدة الممثلة مباشرة بعد الجراحة تحت التخدير (A) وفي الحالة الواعية المستيقظة (B) (n = 6 فئران). (C–H) تم تسجيل آثار حركة المعدة الممثلة خلال فترة التعافي بعد العملية في يوم ما بعد العملية (POD) 1 (C)، POD 3 (D)، POD 5 (E)، POD 7 (F)، POD 10 (G)، وPOD 15 (H). شريط المقياس في H ينطبق على الألواح A–H: 50 ميكروفولت، 15 ثانية. (I–K) قياس تردد حركة المعدة (I؛ تحليل براون-فورسايث وويلش للتباين مع مقارنات متعددة، F = 0.3898، p = 0.8762)، السعة (J؛ اختبار H لكروسكال-واليس، H = 3.989، p = 0.6782)، والمساحة تحت المنحنى (AUC) (K؛ اختبار H لكروسكال–واليس، H = 0.8218، p = 0.9915) عبر نقاط زمنية طولية (n = 6 فئران). (L) أثر حركة المعدة الممثل المسجل قبل وأثناء وبعد التغذية الطوعية. المنطقة المظللة تشير إلى فترة التغذية التي تبلغ دقيقتين. شريط المقياس: 100 ميكروفولت، 30 ثانية (M–O) قياس تردد حركة المعدة (M؛ تحليل التباين العادي أحادي الاتجاه، F = 5.490، p = 0.0138)، السعة (N؛ اختبار H لكروسكال-واليس، H = 0.3639، p = 0.8451)، واختبار AUC (O؛ تحليل التباين العادي أحادي الاتجاه، F = 4.954، p = 0.0193) قبل وأثناء وبعد التغذية (n = 7 فئران). (ملاحظة – س) أقسام المعدة الملطخة بالهيماتوكسيلين والإيوزين من فئران ضابطة طبيعية (P) والفئران المزروعة على POD 7 (Q)، POD 10 (R)، وPOD 15 (S). في اللوحة P، a تشير إلى العضلات، b إلى الغشاء المخاطي تحت المخاطي، وc إلى الغشاء المخاطي. شريط المقياس 100 ميكرومتر المعروض في اللوحة S ينطبق على جميع لوحات الأنسجة (P–S). تعرض البيانات كمتوسط ± خطأ معياري. *ص < 0.05. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

تغيرات حركة المعدة بعد العملية مع مرور الوقت

تمت مراقبة حركة المعدة في الفئران الحرة من نقطة النقطة 1 إلى نقطة 15 لتقييم الاستقرار بعد العملية (n = 6؛ الشكل 2C–K). خلال المرحلة المبكرة بعد العملية (POD 1–3)، لم يختلف التكرار بشكل كبير عن القياس الأساسي (5.76 ± 0.27 مقابل 5.38 ± 0.14 سم في الدقيقة؛ تحليل براون-فورسايث وويلش للتباين [ANOVA] مع مقارنات متعددة، p = 0.9670). وبالمثل، لم تلاحظ فروق ذات دلالة إحصائية في السعة (60.41 ± 3.41 مقابل 56.43 ± 4.78 ميكروفولت؛ اختبار كروسكال–واليس مع مقارنات متعددة، > 0.9999) أو AUC (6.34 ± 0.79 مقابل 6.42 ± 0.92 mV·s·min−1; اختبار كروسكال–واليس مع مقارنات متعددة، ص > 0.9999).

خلال المرحلة الوسيطة بعد العملية (POD 5–7)، ظلت المعايير المقاسة مستقرة، دون فروق ذات دلالة إحصائية في التكرار (5.49 ± 0.23 مقابل 5.31 ± 0.22 cpm؛ p > 0.9999)، السعة (58.96 ± 5.40 مقابل 63.29 ± 8.01 ميكروفولت؛ p > 0.9999)، أو AUC (7.52 ± 1.59 مقابل 5.78 ± 0.69 mV·s·min−1; p > 0.9999) بالنسبة للقيم الأساسية المقابلة.

خلال المرحلة اللاحقة بعد العملية (PODs 10–15)، لم تلاحظ تغييرات ذات دلالة في التكرار (5.55 ± 0.42 مقابل 5.41 ± 0.10 دورات/دقيقة؛ p > 0.9999)، السعة (69.33 ± 21.04 مقابل 56.33 ± 7.95 ميكروفولت؛ p > 0.9999)، أو المساحة تحت المنحنى (AUC؛ 9.74 ± 3.87 مقابل 9.00 ± 2.71 mV·s·min−1؛ p > 0.9999) مقارنة بالقيم الأساسية المقابلة. تظهر هذه البيانات الممثلة مجتمعة أن معايير حركة المعدة المقاسة ظلت مستقرة طوال فترة المراقبة بعد العملية تحت الظروف التي تم فحصها.

حركة المعدة أثناء تناول الطعام

تم الحصول على تسجيلات تمثيلية لحركة المعدة أثناء تناول الطعام الصلب الطوعي لتوصيف التغيرات المعتمدة على الطور في حركة المعدة (n = 7؛ الشكل 2L–O). أثناء التغذية النشطة، انخفض التكرار بشكل ملحوظ عن الأساس قبل تناول الطعام (5.78 ± 0.30 إلى 4.44 ± 0.42 سم في الدقيقة؛ التحليل النووي المنخفض العادي في الاتجاه الواحد مع مقارنات متعددة، p = 0.0301). على النقيض من ذلك، لم تختلف السعة بشكل كبير بين مرحلتي ما قبل الأكل والتغذية (62.73 ± 3.31 مقابل 77.33 ± 15.32 ميكروفولت؛ اختبار كروسكال–واليس مع مقارنات متعددة، ص > 0.9999). على الرغم من انخفاض AUC من 7.50 ± 0.61 إلى 4.92 ± 0.78 mV·s·min⁻1 أثناء التغذية، إلا أن الفرق لم يصل إلى دلالة إحصائية (ANOVA العادي أحادي الاتجاه مع مقارنات متعددة، p = 0.0611).

بعد التوقف عن التغذية، زاد التكرار بشكل ملحوظ مقارنة بمرحلة التغذية (5.84 ± 0.27 سم في الدقيقة؛ p = 0.0230). وبالمثل، ارتفع معدل AUC بشكل ملحوظ من 4.92 ± 0.78 إلى 8.01 ± 0.82 mV·s·min−1 (p = 0.0228). لم يلاحظ فرق كبير في السعة بين مرحلتي التغذية وما بعد الأكل (77.33 ± 15.32 مقابل 64.17 ± 5.65 ميكروفولت؛ ص > 0.9999). عند مقارنة المرحلة بعد الأكل مع الأساس قبل الأكل، لم تلاحظ فروق ذات دلالة إحصائية في التكرار (p = 0.9908)، أو السعة (p > 0.9999)، أو AUC (p = 0.8784)، مما يشير إلى أن معلمات الحركة المقاسة عادت إلى المستويات الأساسية خلال فترة الملاحظة.

التغيرات النسيجة المعدية

أظهر الفحص النسيجي لأنسجة المعدة التي جمعت على مجموعات POD 7–15 تغيرات التهابية موضعية بجانب مقياس السلالة المزروع، بما في ذلك تسرب الخلايا الالتهابية الخفيفة، وتركيب الخلية غير المنظم، والاضطرابات النووية (الشكل 2P–S). لم يلاحظ أي التهاب شديد أو تلف نسيج واسع في الأقسام التي تم فحصها. تشير هذه النتائج النسيجية التمثيلية إلى استجابات نسيجية موضعية في موقع الزرع تحت الظروف التي تم فحصها.

الشكل S1. إنشاء قناة تسجيل حركة المعدة الخام الأساسية. لقطة شاشة ممثلة لإشارة الحركة المعدة الخام التي تم الحصول عليها في برنامج جمع البيانات بعد ترشيح الأجهزة التناظرية باستخدام فلتر تمرير منخفض بسرعة 100 هرتز. تعمل قناة التسجيل الأساسية هذه كمدخل لمعالجة وتحليل الإشارات الرقمية اللاحقة. يرجى الضغط هنا لتحميل هذا الملف.

الشكل S2. توليد قناة التحليل المنعمة في برنامج جمع البيانات. لقطة شاشة تمثيلية توضح إنشاء قناة تحليل جديدة منعمة باستخدام وظيفة التقويم في برنامج جمع البيانات. تم توليد القناة الملساء من تسجيل حركة المعدة الخام لإجراء تحليل كمي لاحق. يرجى الضغط هنا لتحميل هذا الملف.

الشكل S3. تكوين معلمات التنعم في برنامج جمع البيانات. لقطات شاشة تمثيلية تظهر إعدادات تنعيم برامج اكتساب البيانات المستخدمة لمعالجة الإشارات الرقمية. تم اختيار نافذة التنعيم المثلثية (بارتليت) بعرض نافذة 10 ثوان لتخفيف العيوب التنفسية والحركة مع الحفاظ على إيقاع الموجة البطيئة الفسيولوجي للمعدة الطبيعية. يرجى الضغط هنا لتحميل هذا الملف.

الشكل S4. اختيار نوافذ تسجيل تمثيلية للتحليل الكمي. مثال تمثيلي يوضح اختيار مقطع تسجيل مستمر مستقر مدته دقيقتان (منطقة مظللة باللون الرمادي) من أثر حركة المعدة الملمس للتحليل الكمي. تم اختيار نوافذ تسجيل لتقليل العيوب المتعلقة بالحركة والسلوك قبل حساب معايير حركة المعدة. يرجى الضغط هنا لتحميل هذا الملف.

الشكل S5. قياس معلمات حركة المعدة من الموجة الملساء. لقطات شاشة تمثيلية لبرنامج جمع البيانات، لوحة البيانات وواجهة التحليل المستخدمة لقياس معايير الحركة الأساسية في المعدة. تم حساب متوسط التردد الدوري (دورات/دقيقة)، متوسط السعة الدورية (μV)، والمساحة المتكاملة تحت المنحنى (AUC؛ mV·s·min⁻1) من مقاطع التسجيل الملساء المختارة. يرجى الضغط هنا لتحميل هذا الملف.

المناقشة

يوفر هذا البروتوكول المحسن نهجا مستقرا ومتوافقا حيويا وقابلا للتكرار لتسجيل حركة المعدة على المدى الطويل في الفئران الحرة. خطوة حاسمة هي تصنيع مقياس إجهاد السيليكون18، الذي ينتج جهازا محسنا (الأبعاد الإجمالية: ~6.0 مم × 8.0 مم؛ المساحة الوظيفية: ~5.0 مم × 5.0 مم) يتناسب مع الخلايا المعدية للفأر مع تقليل التداخل مع البواب والقاع19. مقارنة بالأجهزة الصلبة التقليدية، يوفر التغليف بمطاط سيليكون 704 مرونة ميكانيكية فائقة (استطالة عند الكسر ≥ 140٪)، مما يسمح للحساس باستيعاب انتفاخ المعدة أثناء التغذية الفسيولوجية مع تقليل احتمالية كسر الجهاز أو تقييد الحركة. علاوة على ذلك، من المتوقع أن يقلل تغليف السيليكون الناعم من التصاق الأنسجة حول الزرعة، مما يساعد في الحفاظ على جودة الإشارة أثناء التسجيلات الطولية. على الرغم من أن التقييم الكمي المنهجي لتكون الالتصاق بعد العملية والأداء الميكانيكي طويل الأمد كان خارج نطاق هذه الدراسة، إلا أن التسجيلات المزمنة أظهرت جودة إشارة مستقرة وحساسية مستشعرة مستمرة لمدة تصل إلى 15 يوما بعد الانغراس. كما يعمل الطلاء السيليكون الرقيق والناعم كحاجز وقائي قد يساعد في تقليل التصاق الأنسجة الزائد. ومع ذلك، فإن التحقق طويل الأمد الإضافي باستخدام تقييم الالتصاق الكمي واختبارات الأداء الميكانيكية المخصصة سيكون مهما لتوصيف الأداء المزمن للأجهزة بشكل كامل. أخيرا، دمج موصل مثبت على الرأس مع مقياس إجهاد السيليكون يقلل من تلف التواء الكابلات والمضغ، مما يسهل تسجيل حركة المعدة على المدى الطويل في الحيوانات الحرة.

تعديل رئيسي لهذا البروتوكول هو أن الفئران تحتفظ بإمكانية الوصول إلى الطعام حتى تحفيز التخدير. على عكس بروتوكولات الجراحة التقليدية للجهاز الهضمي، يتم حذف الصيام قبل العملية لأن الانتفاخ المعدة الناتج عن تناول الطعام الطبيعي يسهل رؤية سطح السيروسي المعدة وقد يقلل من خطر الاختراق غير المقصود للمخاط أثناء وضع غرز السيروسال 7-016،19. على النقيض من ذلك، فإن انهيار المعدة الناتج عن الصيام المطول يزيد من تكرار الأنسجة، مما قد يعقد تحديد مكان الغرز بدقة. ومع ذلك، في جلسات تسجيل الحركة اللاحقة، يتم تنفيذ فترة صيام موحدة مدتها 12 ساعة قبل التسجيلات الأساسية لتقليل التغيرات بعد الأكل16,19.

تعديل إجرائي مهم آخر هو اختيار نظام التخدير. على الرغم من أن التخدير الاستنشاقي يستخدم على نطاق واسع في جراحة القوارض20،21، فإن الإجراء الجراحي ذو المواقعين الموضح هنا يتطلب إعادة تموضع الحيوان بشكل متكرر والوصول غير المعوق إلى مجال جراحة الجمجمة لوضع الموصل المثبت على الرأس. يعتمد جمع البيانات أيضا على حبل خفيف الوزن متصل بغرفة تسجيل مخصصة (الشكل 1M)، والذي قد يحد من حركة الحيوانات مقارنة ببيئة قفص منزلي غير مقيدة. طور مايل وآخرون نظام قياس لاسلكي بقياس الإجهاد قادر على تسجيل حركة الجهاز الهضمي في الفئران الحرة22. ومع ذلك، فإن أبعاد ووزن جهاز التليمترية هذا غير متوافقة بسهولة مع فئران C57BL/6J البالغة، مما يحد من تطبيقه المباشر في هذا النموذج. وبالتالي، يمثل التكوين السلكي الموصوف هنا نهجا عمليا لتسجيل حركة المعدة على المدى الطويل في الفئران مع الحفاظ على الاستيلاء المستمر على الإشارة. في هذه الظروف، يوفر إعطاء 1.25٪ من تريبروموإيثانول داخل الصفاق وصولا جراحيا دون عوائق طوال العملية. يدعم استخدام 1.25٪ من تريبروموإيثانول بتحفيزها السريع، والتخدير الجراحي الموثوق، واسترخاء العضلات الممتاز المطلوب للخياطة الدقيقة. لضمان الاستقرار الكيميائي وتقليل التحلل، تم استخدام محلول عمل محضر تجاريا وتخزينه عند 4°C محمي من الضوء. على الرغم من أن التريبروموإيثانول قد يسبب تثبيطا عابرا في الجهاز الهضمي أو تهيج الأنسجة إذا تم تحضيره أو التعامل معه بشكل غير صحيح، إلا أن الدراسات الحديثة أظهرت فعاليته وسلامته عند استخدامه تحت إجراءات مراقبة الجودة المناسبة23. تماشيا مع هذه التقارير، لم تلاحظ أي أحداث جانبية، بما في ذلك اللفائفي بعد العملية أو التهاب الصفاق، خلال هذه الدراسة.

البروتوكول الحالي له عدة قيود. أولا، رغم أن التقييم النسيجي التمثيلي أظهر تغيرات نسيجية موضعية بعد العملية، إلا أن الدراسة الحالية لم تتضمن التقييم الكمي للاستجابات الالتهابية أو الالتصاقات بعد العملية. تم تطوير هذا البروتوكول بشكل أساسي كدليل منهجي لتصنيع الأجهزة القابلة للتكرار والزرع التشريحي الدقيق بدلا من كونه تقييما مرضيا شاملا. وبناء عليه، كانت التقييمات النسيجية شبه الكمية، والتقييم المرضي الأعمى، والتقييم الكمي للالتصاقات بعد العملية خارج نطاق الدراسة الحالية. ومع ذلك، أظهرت الأقسام الممثلة بالهيماتوكسيلين والمصبوغة بالإيوسين تغيرات طفيفة وموضعية في الأنسجة محصورة في سطح السيروسال، دون وجود دليل على تلف واسع النطاق في الأقسام الفحصية. ستوفر الدراسات المستقبلية التي تتضمن التحليلات الكمية النسيجة وتقييم الالتصاق الموحد تقييما أكثر شمولا لاستجابات الأنسجة طويلة الأمد.

وأخيرا، ركز التحقق الحالي بشكل أساسي على تسجيلات حركة المعدة والملاحظات النسيجة. كانت التقييمات الفسيولوجية التكميلية، بما في ذلك إفراغ المعدة، ووقت مرور الأمعاء بالكامل، وخروج حبيبات البراز، خارج نطاق هذه الدراسة الأولية للتحقق من الصحة. على الرغم من أن هذه التدابير توفر تقييما أكثر شمولا لوظيفة الجهاز الهضمي، إلا أن أنماط الانقباض المعدة المستقرة والإيقاعية التي لوحظت طوال فترة التسجيل بعد العملية تشير إلى أن إجراء الزرع حافظ على تسجيلات حركية المعدة الموثوقة في الظروف التي تم فحصها. ومع ذلك، يظل التقييم الشامل للوظيفة العامة للجهاز الهضمي باستخدام هذه الفحوصات الفسيولوجية التكميلية اتجاها مهما للتحقق المستقبلي من هذا النهج المزمن للتسجيل.

على الرغم من هذه القيود، يوسع البروتوكول مجموعة الأدوات التجريبية المتاحة لتقييم حركة المعدة على المدى الطويل في الفئران الواعية. تتوافق الترددات القاعدية في المعدة المرصودة مع القيم التي تم الإبلاغ عنها سابقا باستخدام محولات القوة خارج الضوءية19 والسجلات الكهربائية الفيزيولوجية المصلية10، كما أن التغيرات الممثلة المرتبطة بالتغذية تتوافق مع الاستجابات الفسيولوجية الموصوفة سابقا في نماذج الثدييات. ومع ذلك، تظل القيم المطلقة لسعة الإشارة وAUC تعتمد على المتغيرات التجريبية، بما في ذلك تصنيع المستشعرات، إعدادات التضخيم، وظروف الزرع الجراحي، وبالتالي يجب تفسيرها ضمن سياق كل إعداد تجريبي. قد يكون هذا البروتوكول مفيدا للدراسات الطولية لفسيولوجيا وأمراض المعدة، بما في ذلك نماذج عسر الهضم الوظيفي، وخزل المعدة السكري، والحفائفي بعد العملية، وقد يسهل تقييم التدخلات العلاجية في ظروف تسجيل واعية.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون أنه لا توجد لديهم مصالح مالية متنافسة معروفة أو علاقات شخصية قد تكون أثرت على العمل المبلغ عنه في هذه الورقة.

شكر وتقدير

يرغب المؤلفون في الشكر على مساعدة ييكوان شي من معهد العلوم الطبية الأساسية، الأكاديمية الصينية للعلوم الطبية، على مساهماتهم في تحضير مقاييس الإجهاد وتحسين الإجراءات التجريبية. وقد دعم هذا العمل صناديق البحوث الأساسية لمعاهد البحوث المركزية للرعاية العامة (ZZ-JQ2023002)، ومشروع الابتكار العلمي والتكنولوجي التابع لأكاديمية الصين للعلوم الطبية الصينية (CI2026A03401)، والمؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82174281 و 82230123).

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
1% Povidone-Iodine SolutionJiangmen Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd., Guangdong, China500 mLتطهير الجلد
1.25% Ready-to-Use Tribromoethanol SolutionNanjing Aibei Biotechnology Co., Ltd., Jiangsu, ChinaM2910يستخدم مباشرة دون إعداد أو تخفيف إضافي.
2K Auto-focus CameraShenzhen Lvlian Technology Co., Ltd., Guangdong, ChinaCM717-25442مراقبة السلوك
3% Hydrogen Peroxide SolutionLircon Medical Technology Co., Ltd., Shandong, China100 mLتحضير الجمجمة
6-0 Absorbable Sutures with NeedleJinhuan Medical Products Co., Ltd., Shanghai, ChinaR611إغلاق العضلات البطنية والجلد
7-0 Non-absorbable SuturesNingbo Chenghe Microscopic Instrument Factory, Zhejiang, China45/35تثبيت مقياس السلالة
75% EthanolLircon Medical Technology Co., Ltd., Shandong, China500 mLتطهير الأدوات والأجهزة
Acid-free Soldering FluxProkit's Industries Co., Ltd., Shanghai, China8S005التجميع الكهربائي
Animal Mini Arco Cordless TrimmerAUX Group Co., Ltd., Zhejiang, ChinaC6Sإزالة الشعر
Basing ResinYAMAHACHI Dental Material Co., Ltd., Jiangsu, ChinaLSBR-NPSتثبيت الجمجمة للموصل المثبت على الرأس
Circular Free-moving Recording ChamberBeijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, Chinaمصنوع حسب الطلبحاوية زجاجية شفاف أسطوانية (قطرها 35 سم × الارتفاع 45 سم) مزودة بلوحة تعليق علوية مخصصة (39.5 سم × 10.0 سم) وحاملي دعم قابلين للتعديل حسب الارتفاع (حتى 15.5 سم) لتعليق كابل الموصل المثبت على الرأس.
Custom Strain Gauge (350 Ω)Yiyang Heshan District Guangce Electronics Co., Ltd., Hunan, Chinaمخصصقاعدة: 3.6 مم × 3.0 مم؛ شبكة: 2.0 مم × 1.0 مم؛ السماكة: 0.06 مم
Delicate ScissorsRWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, ChinaS12003-09مقص جراحي
Disposable Micro-applicatorOuwen Medical Device Technology Co., Ltd., Guangdong, Chinaصغيرتطبيق السيليكون
Feedback-controlled Electric Heating BlanketNanjing Xin Xiao Yuan Biotech, Jiangsu, ChinaH-KWDY-IIIالحفاظ على درجة حرارة الجسم أثناء الجراحة
GraphPad PrismGraphPad Software, LLC, MA, USAالإصدار 10.0التحليل الإحصائي
Head-mounted ConnectorBeijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, Chinaمصنوع حسب الطلبموصل مخصص 2 × 3 للتثبيت على رأس الفأرة؛ مسافة بين المسامير 1.27 مم، قطر المسمار 0.44 مم، تباعد ذيل الطرف 4.90 ± 0.25 مم؛ الأبعاد: 4.88 مم × 3.25 مم × 5.32 مم (الطول × العرض × الارتفاع)؛ ارتفاع العازل: 3.80 مم.
Iris Dissecting ForcepsRWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, ChinaF12006-10تشريح الأنسجة
LabChart Professional SoftwareADInstruments Ltd., New South Wales, Australiaالإصدار 8.0اكتساب البيانات ومعالجة الإشارة
Meloxicam InjectionQilu Animal Health Products Co., Ltd., Shandong, China20 mLالمعالجة بعد العملية الجراحية
Needle HoldersRWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, ChinaF31047-12الخياطة الجراحية
Petrolatum Ophthalmic OintmentDechra Pharmaceuticals PLC, Northwich, UK17033-211-38حماية القرنية أثناء التخدير
PowerLab 8/35ADInstruments Ltd., New South Wales, AustraliaPL3508نظام اكتساب البيانات
Quad Bridge AmplifierADInstruments Ltd., New South Wales, AustraliaFE224تضخيم الإشارة
Silicone Rubber (704 RTV)Liyang Kangda Co., Ltd., Jiangsu, China704 RTVتغليف مقياس السلالة
Sodium Chloride Physiological Solution (0.9%)BBCA Pharmaceutical Co., Ltd., Anhui, China500 mLشطف الجهاز وترطيب الأنسجة
SolderSANKI, Japanمقطر بالراتنج، قطره 0.5 مم، 60/40التجميع الكهربائي
Soldering IronHAKKO Corp., Osaka, JapanFX888D-06BYالتجميع الكهربائي
Standard ChowSPF (Beijing) Biotechnology Co., Ltd., Beijing, ChinaSPF-F02-001نظام غذائي للحيوانات
Sterile Protective Membrane for Surgical IncisionsShanghai Sea Pure Biological Science and Technology Co., Ltd., Shanghai, ChinaSPU12 (10 سم × 12 سم)ستريل ستار عمليات جراحية
Strain Gauge Sensor Zero Setting BoxBeijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, Chinaمصنوع حسب الطلبصندوق موازنة مخصص يتضمن دائرة مقاومة 350 Ω متطابقة مع جسر ويستون.
Wild-type C57BL/6J MiceVital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd., Beijing, ChinaSCXK (Beijing) 2021-0011ذكور؛ عمر 8 أسابيع؛ 25 ± 3 جم

المراجع

  1. Goyal RK, Guo Y, Mashimo H. Advances in the physiology of gastric emptying. Neurogastroenterol Motil. 2019;31(4):e13546.
  2. Febo-Rodriguez L, Chumpitazi BP, Sher AC, Shulman RJ. Gastric accommodation: Physiology, diagnostic modalities, clinical relevance, and therapies. Neurogastroenterol Motil. 2021;33(12):e14213.
  3. Servin-Vences MR, et al. PIEZO2 in somatosensory neurons controls gastrointestinal transit. Cell. 2023;186(16):3386-3399.e15.
  4. Jin M, et al. Cell membrane-functionalized bismuth oxyiodide nanodots as potential contrast agents for gastrointestinal tract imaging. Colloids Surf B Biointerfaces. 2025;245:114235.
  5. Xiao A, et al. H2S, a novel gasotransmitter, is involved in gastric accommodation. Sci Rep. 2015;5:16086.
  6. Adelson DW, et al. Coordinated gastric and sphincter motility evoked by intravenous CCK-8 as monitored by ultrasonomicrometry in rats. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2004;286(2):G321-G332.
  7. Ataka K, et al. Wood creosote prevents corticotropin-releasing factor-induced motility via 5-HT3 receptors in the proximal colon and 5-HT4 receptors in the distal colon in rats. Auton Neurosci. 2007;133(2):136-145.
  8. Chen CY, et al. Des-acyl ghrelin acts via corticotropin-releasing factor type 2 receptors to disrupt fasted stomach motility in conscious rats. Gastroenterology. 2005;129(1):8-25.
  9. Fujino K, et al. Ghrelin induces fasted motor activity of the gastrointestinal tract in conscious fed rats. J Physiol. 2003;550(Pt 1):227-240.
  10. Wang H, et al. Establishment of a radiotelemetric recording technique in mice to investigate gastric slow waves: Modulatory role of putative neurotransmitter systems. Exp Physiol. 2018;103(6):827-837.
  11. Yin J, Chen JD. Electrogastrography: Methodology, validation and applications. J Neurogastroenterol Motil. 2013;19(1):5-17.
  12. Rhee PL, et al. Analysis of pacemaker activity in the human stomach. J Physiol. 2011;589(Pt 24):6105-6118.
  13. Hasler WL, Soudah HC, Dulai G, Owyang C. Mediation of hyperglycemia-evoked gastric slow-wave dysrhythmias by endogenous prostaglandins. Gastroenterology. 1995;108(3):727-736.
  14. Coleski R, Gonlachanvit S, Owyang C, Hasler WL. Selective reversal of hyperglycemia-evoked gastric myoelectric dysrhythmias by nitrergic stimulation in healthy humans. J Pharmacol Exp Ther. 2005;312(1):103-111.
  15. Zhou L, Ke MY. Textbook of Gastrointestinal Motility: Basic and Clinical Aspects. Science Press; Beijing, China; 1991:262-278.
  16. Holmes GM, Swartz EM, McLean MS. Fabrication and implantation of miniature dual-element strain gauges for measuring in vivo gastrointestinal contractions in rodents. J Vis Exp. 2014;(91):51739.
  17. Chen QC, et al. Xiangbinfang granules enhance gastric antrum motility via intramuscular interstitial cells of Cajal in mice. World J Gastroenterol. 2021;27(7):576-591.
  18. Wang SY, Xie Y, Zhu B, Chen X; China Academy of Chinese Medical Sciences, assignee. Silicone strain gauge and physiological signal acquisition apparatus for animal hollow visceral organs. China Utility Model Patent CN221533769U. 2024.
  19. Zheng J, et al. Ghrelin regulates gastric phase III-like contractions in freely moving conscious mice. Neurogastroenterol Motil. 2009;21(1):78-84.
  20. Hüske C, et al. Towards optimized anesthesia protocols for stereotactic surgery in rats: Analgesic, stress and general health effects of injectable anesthetics. A comparison of a recommended complete reversal anesthesia with traditional chloral hydrate monoanesthesia. Brain Res. 2016;1642:364-375.
  21. Callahan LM, Ross SM, Jones ML, Musk GC. Mortality associated with using medetomidine and ketamine for general anesthesia in pregnant and nonpregnant Wistar rats. Lab Anim (N Y). 2014;43(6):208-214.
  22. Meile T, Zieker D, Königsrainer A, Glatzle J. New telemetry device for the measurement of gastrointestinal motility in rats and comparison with standard equipment. Int Surg. 2015;100(4):755-760.
  23. Black C, et al. Revisiting tribromoethanol as a safe and effective murine anesthetic for veterinary clinical and biomedical research. Vet Immunol Immunopathol. 2025;282:110909.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

الهندسة الحيويةالعدد 234العدد 234قيمة فارغةعددحركية الجهاز الهضميالتقنيات النسيجيةإجرائيالإجراءات الجراحيةالمحولات
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.