مقالة منهجية

تقنية التقييد اليدوي الموجهة نحو الرفاهية لإعطاء المواد وأخذ عينات الدم في الفئران

21 مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/72535

⸱

أغسطس 25, 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Hematology, Oncology, and Tumor Immunology, Charité – Universitätsmedizin Berlin, 2Taskforce Refinement C3R, Charité – Universitätsmedizin Berlin, 3Department of Hepatology and Gastroenterology, Charité – Universitätsmedizin Berlin, 4Julius Wolff Institute for Biomechanics and Musculoskeletal Regeneration, Berlin Institute of Health at Charité – Universitätsmedizin Berlin, 5Research Facilities of Experimental Medicine, Charité – Universitätsmedizin Berlin

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول طريقة تقييد يدوية مبتكرة لتثبيت الفئران أثناء عمليات الحقن أو سحب عينات الدم، مما يساهم في تقليل التوتر وتحسين مستوى الرعاية خلال هذه الإجراءات.

الملخص

لا تزال التجارب على الحيوانات أساسية في الأبحاث الطبية الحيوية، حيث تساهم بشكل كبير في فهم آليات الأمراض وتقييم فعالية وسلامة الأدوية والمواد الكيميائية، وتعد القوارض من بين حيوانات المختبر الأكثر استخداماً. ومن بين التدخلات الأكثر شيوعاً في الممارسة المختبرية عمليات المناولة والتثبيت أثناء الإجراءات مثل الحقن وسحب عينات الدم، والتي تُجرى بشكل روتيني على الفئران الواعية دون تخدير أو تسكين. ويعد التثبيت السليم ضرورياً لضمان سلامة كل من الحيوان والقائم بالعملية. ومع ذلك، من المعروف أن طرق التثبيت التقليدية، مثل التثبيت اليدوي أو أنابيب التثبيت، تسبب استجابات إجهاد حادة لدى الفئران، مما يؤثر سلباً على رفاهية الحيوان وقد يؤثر على النتائج التجريبية. ومن أجل تعزيز مبدأ التحسين (refinement) ضمن إطار مبادئ الـ 3Rs وتحسين رفاهية الحيوان، يصف هذا البروتوكول استخدام نفق تطبيق تم تطويره حديثاً لعمليات الحقن وسحب عينات الدم في الفئران. ويوفر النفق طريقة تثبيت أقل قسوة ولكنها تظل آمنة مقارنة بالتقنيات التقليدية. يمكن تنفيذ طريقة التثبيت الموجهة نحو الرفاهية هذه بسهولة في الإجراءات القياسية، مثل الحقن داخل الصفاق والحقن داخل الوريد وسحب عينات الدم، مع تقليل الإجهاد وتحسين ظروف المناولة لفئران المختبر.

المقدمة

لا تزال الاختبارات على الحيوانات تلعب دوراً محورياً في الأبحاث الطبية الحيوية، حيث تساهم بشكل كبير في فهم آليات الأمراض وتقييم فعالية وسلامة الأدوية والمواد الكيميائية. وتعتبر القوارض أكثر أنواع حيوانات المختبر استخداماً؛ ففي الاتحاد الأوروبي، تم استخدام ما يقرب من 3.5 مليون فأر و0.5 مليون جرذ لأغراض علمية في عام 20231. وقد أدى الوعي المجتمعي المتزايد بالمعاناة الناتجة عن الإجراءات التجريبية إلى ظهور متطلبات قانونية لتحسين رعاية الحيوان في الدراسات البحثية، وذلك اتباعاً لمبدأ 3R2,3. وبما أن الاستبدال الكامل للاختبارات الحيوانية بطرق بديلة ليس ممكناً بعد، فإن تحسين الإجراءات التجريبية الحالية يكتسب أهمية خاصة للتخفيف من معاناة الحيوانات. وتعد عملية المناولة، بما في ذلك استخدام أدوات التثبيت أثناء إجراءات مثل الحقن، واحدة من أكثر التدخلات شيوعاً التي تتعرض لها حيوانات المختبر، سواء في الرعاية الروتينية أو أثناء التجارب.

يتضمن التقييد التقليدي للتثبيت من أجل الحقن داخل الصفاق الإمساك الوثيق بجلد وفراء الرقبة باستخدام الإبهام والسبابة، وتثبيت الذيل، وتدوير الحيوانات لكشف منطقة البطن لإجراء الحقن. ويعد هذا الوضع غير طبيعي وقد يؤدي إلى صعوبة في التنفس، مما يثير الخوف لدى الحيوانات4. وقد تم وصف تقنيات تقييد محسنة متنوعة بالفعل، بما في ذلك، على سبيل المثال، ما يسمى بطريقة الأصابع الثلاثة، والتي يتم فيها تقليل الضغط على منطقة الرقبة مقارنة بتقنيات الإمساك بالرقبة التقليدية4. وهناك طريقة أخرى تتجنب التثبيت الكامل إلى حد كبير: حيث يمكن للحيوانات التشبث بشبكة سلكية بينما يتم تقييد الذيل والأطراف الخلفية للسماح بالوصول إلى أسفل البطن من أجل الحقن5. ومع ذلك، فإن كلا الإجرائين لهما محدوديات؛ ففي طريقة الأصابع الثلاثة، لا يزال يتعين رفع الحيوانات ووضعها في وضع غير طبيعي، وهو ما قد يحفز استجابات الإجهاد. ومن ناحية أخرى، فإن التقنية البديلة لا توفر حماية كافية ضد العض من قبل الحيوانات المجهدة أو الدفاعية، وقد تحد من الوقت المتاح لإجراء الحقن. وبالإضافة إلى إصابات العض المحتملة، هناك أيضًا خطر متزايد من التقييد غير الصحيح أو إصابات وخز الإبر العرضية. ويتطلب التثبيت من أجل الحقن الوريدي أو سحب عينات الدم من وريد الذيل استخدام مقيدات تثبت الحيوانات دون الحاجة للإمساك بها، بحيث تظل اليدان حرتين لإجراء العمليات. وتكون المقيدات عمومًا عبارة عن أنابيب مصنوعة من الأكريليك الشفاف، وتتميز بطرف مغلق به فتحات وصول أو ثقوب لمرور الذيل، وطرف مفتوح لإدخال الفئران، والتي يمكن تأمينها بسدادات قابلة للتعديل. ويتطلب ذلك إمساك الحيوانات من الذيل وسحبها إلى الجزء الخلفي من المقيد أولاً لكي يتم تمرير الذيل عبر فتحات الوصول. ويعد هذا إجراءً مجهداً يتفاقم بسبب القطر الضيق نسبياً للمقيدات الضروري لمنع الفئران من الالتفاف أثناء الإجراءات، وهو ما قد يؤدي إلى حدوث إصابات6,7.

يصف هذا البروتوكول استخدام نفق تطبيقي تم تطويره حديثاً للحقن وجمع الدم في الفئران، والذي يسمح بتثبيت أقل قسوة ولكنه لا يزال آمناً. يتكون النفق من إطار خارجي صلب وبطانة داخلية ناعمة قابلة للإزالة، مما يخلق مساحة مظلمة وناعمة تشبه الجحر. وبالمقارنة مع أدوات التقييد التقليدية، تم تصميم النفق عمداً بأبعاد أكبر لاستيعاب قطعة من Vetbed Isobed مقصوصة حسب المقاس، مما يوفر بطانة داخلية ناعمة ومريحة تعزز شعور الحيوانات بالأمان مع الحفاظ على تقييد كافٍ (الشكل 1A–B). كلا طرفي النفق مفتوحان، بحيث يمكن للفئران الدخول ببساطة عبر المشي من الأمام والخروج من الخلف. وبمجرد دخول الحيوانات إلى النفق، يتم منعها من الدوران بينما يظل الذيل متاحاً للحقن الوريدي أو سحب عينات الدم (الشكل 1C). بالنسبة للحقن داخل الصفاق، يمكن الوصول إلى المنطقة البطنية الذيلية عن طريق وضع النفق بزاوية (الشكل 1D) وإمساك ذيل الحيوان من قاعدته مع تطبيق ضغط خفيف على المنطقة العجزية، مما يؤدي إلى ثني الطرف الخلفي للفأر للأعلى (الشكل 1C). وتعد هذه الطريقة أقل إجهاداً لكل من الفئران والباحثين، حيث لا تتطلب تثبيتاً يدوياً.

أظهرت دراسة سابقة أن استخدام النفق للحقن داخل الصفاق يقلل مستويات الإجهاد بشكل مستدام ويحسن رفاهية الفئران، حتى في النماذج التجريبية التي تتطلب حقناً متكرراً داخل الصفاق8. وفي هذه الدراسة، تم أيضاً اختبار نفق التطبيق بنجاح للحقن الوريدي وسحب عينات الدم من الوريد الذيلي في كل من ذكور وإناث الفئران.

البروتوكول

تمت مراجعة جميع الإجراءات الموضحة في هذا البروتوكول والموافقة عليها من قبل السلطة المحلية المختصة (مكتب ولاية برلين للشؤون الصحية والاجتماعية (LAGeSo)؛ رقم الموافقة 2022-077-G) وأُجريت وفقاً لإرشادات ARRIVE 2.0. جميع المواد المستخدمة في هذه الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. الإعطاء عن طريق الوريد

ملاحظة: تصف هذه الطريقة نهجاً للتقييد اليدوي الموجه نحو الرفق بالحيوان من أجل الإعطاء الوريدي في الفئران. يجب أن يتم إجراء الحقن الوريدي فقط من قبل موظفين مدربين، وفقاً للإرشادات المؤسسية وإجراءات السلامة والنظافة المعتمدة.

  1. تحضير الحيوانات
    تنبيه: يجب دائمًا ارتداء معدات الوقاية الشخصية (PPE) اللازمة وفقًا لمتطلبات السلامة البيولوجية والنظافة في المؤسسة (على سبيل المثال: المآزر، والقفازات، وأغطية الرأس، والأقنعة) عند العمل مع الحيوانات.
    1. ضع القفص المنزلي تحت مصباح أحمر لمدة 10–15 min لتعزيز تمدد الأوعية الدموية وتحسين رؤية أوردة الذيل.
  2. تحضير منطقة العمل
    1. نظف نفق التطبيق باستخدام ethanol بتركيز 70%. اترك ethanol ليتبخر تمامًا لمدة 5 min تقريبًا.
    2. ضع قطعة ملفوفة من البطانة المغسولة والمعقمة بجهاز الأوتوكلاف (قم بقص Vetbed Isobed إلى الحجم المطلوب) داخل النفق (الشكل 1B).
    3. باستخدام الأصابع، اضغط برفق على البطانة عند مدخل النفق حتى تصبح الفتحة المتبقية بعرض إصبعين متجاورين تقريبًا. لا تضغط البطانة أكثر من ذلك.
    4. ضع نفق التطبيق على سطح العمل وضع قطعة إضافية من البطانة المسطحة أمام مدخل النفق.
    5. جهز محقنة الحقن المزودة بإبرة 27G والتي تحتوي على محلول الحقن المطلوب وضعها بجوار النفق. تأكد من توفر المسحات وبخاخ المطهر في متناول اليد.
  3. التقييد الموجه نحو الرفاهية في النفق
    1. انقل الفأر من القفص المنزلي باستخدام أنبوب المناولة.
    2. اسمح للفأر بالدخول طوعًا إلى نفق التطبيق عن طريق وضع أنبوب المناولة مباشرة أمام فتحة النفق (الشكل 1C).
      ملحوظة: تفضل بعض الفئران الخطو أولاً على البطانة الموضوعة أمام نفق التطبيق قبل الدخول طوعًا إلى النفق. يمكن منع الفئران من السير بعيدًا جدًا داخل النفق عن طريق إمساك قاعدة الذيل برفق.
    3. بمجرد الدخول، يظل الفأر عادةً مستقرًا داخل البطانة الملفوفة دون أن يستدير.
      ملحوظة: إذا لم تدخل الفئران إلى النفق، فقد تكون الفتحة صغيرة جدًا؛ قم بضغط البطانة قليلاً عند مدخل النفق. إذا كانت الفئران صغيرة جدًا وتميل إلى الاستدارة، قم بتضييق البطانة الملفوفة أو أضف طبقة إضافية (الشكل 1B).
  4. الحقن الوريدي
    ملحوظة: يتم إجراء الحقن الوريدي باستخدام إجراءات حقن وريد الذيل التقليدية والمعتمدة.
    1. قم بتقويم الذيل برفق عن طريق إمساك الطرف وعقم موقع الحقن المستهدف. أدر الذيل بزاوية 90° تقريبًا لوضع أوردة الذيل الجانبية في الجهة الظهرية.
    2. ابدأ الحقن عند الطرف القاصي للذيل للسماح بمحاولات إضافية في مواقع أكثر قربًا إذا لزم الأمر.
      خطوة حرجة: أدخل الإبرة بزاوية 15–20° تقريبًا بالنسبة للذيل، مع الحفاظ على الإبرة موازية للذيل تقريبًا. قم بدفع الإبرة قليلاً فقط بعد الشطب، لأن أوردة الذيل تكون سطحية. يُستدل على الوضع الصحيح للإبرة من خلال الحد الأدنى من المقاومة أثناء الحقن والتدفق المرئي للمحلول المحقون عبر الوريد. احقن الحجم المطلوب بمعدل بطيء وثابت (≤5 mL/kg خلال 13 s). بعد سحب الإبرة، ضع ضغطًا خفيفًا على موقع الحقن باستخدام مسحة معقمة لمنع النزيف.
      تنبيه: تخلص فورًا من الإبر/المحاقن المستخدمة في حاويات الأدوات الحادة المقاومة للثقب والتسرب. لا تحاول إعادة تغطية المحاقن لمنع إصابات وخز الإبر.
  5. الإطلاق والتعزيز الإيجابي
    1. أعد النفق الذي يحتوي على الفأر إلى القفص المنزلي واسمح للحيوان بالخروج طوعًا من الطرف المقابل للنفق (الشكل 1C).
    2. قدم مكافآت في القفص المنزلي لدعم التعزيز الإيجابي والتعود على الإجراء.
  6. التنظيف والصيانة
    1. أزل البطانة الداخلية من نفق التطبيق. نظف نفق التطبيق باستخدام ethanol بتركيز 70%.
    2. إذا ظلت البطانة نظيفة، يمكن إعادة استخدامها في التجارب اللاحقة. إذا كانت ملوثة أو متسخة بشكل مرئي، اغسلها وعقمها بجهاز الأوتوكلاف قبل إعادة الاستخدام.
      ملحوظة: استخدم بطانة واحدة لكل مجموعة تجريبية. استبدل البطانة بين التجارب المختلفة، وبين الحيوانات الذكور والإناث، وكلما تطلبت إرشادات النظافة المؤسسية ذلك.

2. الإعطاء داخل الصفاق

ملاحظة: تصف هذه الطريقة نهجاً للتقييد اليدوي الموجه نحو رفاهية الحيوان للإعطاء داخل الصفاق في الفئران. يجب ألا يتم إجراء الحقن داخل الصفاق إلا من قبل موظفين مدربين، وبما يتماشى مع الإرشادات المؤسسية ووفقاً لإجراءات السلامة والنظافة المعتمدة. ولتسهيل الوصول بشكل أفضل إلى منطقة الحقن، يُستخدم نفق التطبيق بالتزامن مع منصة مائلة (إسفين)، والتي تعمل على رفع الجزء الخلفي من الفئران إلى الأعلى.

  1. تحضير منطقة العمل
    1. نظف نفق التطبيق والوتد باستخدام ethanol بتركيز 70%. اترك الـ ethanol يتبخر تماماً لمدة 5 min تقريباً.
    2. ضع قطعة ملفوفة من البطانة المغسولة والمعقمة بجهاز autoclave (قص Vetbed Isobed إلى الحجم المطلوب) داخل النفق (الشكل 1B).
    3. باستخدام الأصابع، اضغط برفق على البطانة عند مدخل النفق حتى تصبح الفتحة المتبقية بعرض إصبعين متجاورين تقريباً. لا تضغط على البطانة أكثر من ذلك
    4. ضع نفق التطبيق فوق الوتد (الشكل 1D) على سطح العمل وضع بطانة مسطحة إضافية أمام مدخل النفق.
    5. جهز محقنة الحقن المزودة بإبرة 27G والتي تحتوي على محلول الحقن المطلوب وضعها بجانب النفق.
  2. التقييد الموجه نحو الرفاهية داخل النفق
    تنبيه: ارتدِ دائماً معدات الوقاية الشخصية (PPE) اللازمة وفقاً لمتطلبات السلامة البيولوجية والنظافة الخاصة بالمؤسسة (مثل: المآزر، القفازات، القبعات، الأقنعة) عند العمل مع الحيوانات.
    1. انقل الفأر من القفص الأساسي باستخدام أنبوب المناولة. اسمح للفأر بالدخول طواعية إلى نفق التطبيق عن طريق وضع أنبوب المناولة مباشرة أمام فتحة النفق (الشكل 1C).
      ملاحظة: تفضل بعض الفئران الصعود أولاً على البطانة الموجودة أمام نفق التطبيق قبل الدخول طواعية إلى النفق. في هذه الحالة، اترك الفأر يدخل النفق أولاً قبل وضع النفق على الوتد.
    2. بمجرد دخوله، أمسك قاعدة الذيل برفق بين السبابة والإبهام لمنع الفأر من التحرك بعيداً داخل النفق. عادةً ما يظل الفأر متمركزاً داخل البطانة الملفوفة دون أن يلتف.
      ملاحظة: إذا لم تدخل الفئران إلى النفق، فقد تكون الفتحة صغيرة جداً؛ اضغط قليلاً على البطانة عند مدخل النفق. إذا كانت الفئران صغيرة جداً وتميل إلى الالتفاف، قم بتضييق البطانة الملفوفة أو أضف طبقة إضافية (الشكل 1B).
  3. الحقن داخل الصفاق
    1. أمسك قاعدة الذيل بين الإبهام والسبابة لإحدى اليدين (الشكل 1C). طبق ضغطاً خفيفاً على المنطقة العجزية باستخدام الإصبع الوسطى لنفس اليد وأدر الذيل قليلاً للأعلى. يؤدي ذلك إلى تثبيت الحيوان ويوفر وصولاً واضحاً إلى المنطقة البطنية الذيلية.
    2. خطوة حرجة: قم بإجراء الحقن عن طريق إمساك المحقنة بشكل موازٍ لسطح العمل وإدخالها في المنطقة البطنية الذيلية الواضحة.
    3. بعد الحقن، خفف الضغط برفق واترك الذيل.
      تنبيه: تخلص فوراً من الإبر/المحاقن المستخدمة في حاويات الأدوات الحادة المقاومة للثقب والتسريب. لا تحاول إعادة غطاء المحاقن لمنع إصابات وخز الإبر.
  4. الإطلاق والتعزيز الإيجابي
    1. أعد النفق الذي يحتوي على الفأر إلى القفص الأساسي واسمح للحيوان بالخروج طواعية من الطرف المقابل للنفق (الشكل 1C).
    2. قدم مكافآت في القفص الأساسي لدعم التعزيز الإيجابي والتعود على الإجراء.
  5. التنظيف والصيانة
    1. أزل البطانة الداخلية من نفق التطبيق. نظف نفق التطبيق والوتد باستخدام ethanol بتركيز 70%.
    2. إذا ظلت البطانة نظيفة، فيمكن إعادة استخدامها في التجارب اللاحقة. إذا كانت ملوثة أو متسخة بشكل ظاهر، اغسلها وعقمها بجهاز autoclave قبل إعادة الاستخدام.
      ملاحظة: استخدم بطانة واحدة لكل مجموعة تجريبية. استبدل البطانة بين التجارب المختلفة، وبين الحيوانات الذكور والإناث، وكلما تطلبت إرشادات النظافة في المؤسسة ذلك.

3. سحب عينات الدم من الوريد الذيلي

ملاحظة: تصف هذه الطريقة نهجًا يدويًا للتقييد يراعي رفاهية الحيوان لسحب عينات الدم من وريد الذيل في الفئران. يجب تنفيذ جميع الإجراءات بواسطة موظفين مدربين وفقًا للإرشادات المؤسسية وبروتوكولات السلامة والنظافة المعتمدة.

  1. تجهيز منطقة العمل
    1. نظف نفق التطبيق باستخدام ethanol بتركيز 70%. اترك ethanol ليتبخر تماماً لمدة 5 min تقريباً.
    2. ضع قطعة ملفوفة من البطانة المغسولة والمعقمة بجهاز autoclave (قم بقص Vetbed Isobed للحجم المطلوب) داخل النفق (الشكل 1B).
    3. باستخدام الأصابع، اضغط برفق على البطانة عند مدخل النفق حتى تصبح الفتحة المتبقية بعرض إصبعين متجاورين تقريباً. لا تضغط البطانة أكثر من ذلك.
    4. ضع نفق التطبيق على سطح العمل وضع بطانة مسطحة إضافية أمام مدخل النفق.
    5. تأكد من توفر المشارط، وأنابيب جمع الدم الدقيقة، والمسحات، وبخاخ المطهر في متناول اليد.
  2. التقييد الموجه نحو الرفق بالحيوان داخل النفق
    تنبيه: ارتدِ دائماً معدات الوقاية الشخصية (PPE) اللازمة وفقاً لمتطلبات السلامة البيولوجية والنظافة في المؤسسة (على سبيل المثال: المآزر، والقفازات، والقبعات، والأقنعة) عند العمل مع الحيوانات.
    1. انقل الفأر من القفص الأصلي باستخدام أنبوب المناولة. اسمح للفأر بالدخول طواعية إلى نفق التطبيق عن طريق وضع أنبوب المناولة مباشرة أمام فتحة النفق (الشكل 1C).
      ملاحظة: تفضل بعض الفئران الصعود أولاً على البطانة الموجودة أمام نفق التطبيق قبل الدخول طواعية إلى النفق. يمكن منع الفئران من السير بعمق شديد داخل النفق عن طريق إمساك قاعدة الذيل برفق.
    2. بمجرد الدخول، يظل الفأر عادةً مستقراً داخل البطانة الملفوفة دون أن يستدير.
      ملاحظة: إذا لم تدخل الفئران إلى النفق، فقد تكون الفتحة صغيرة جداً؛ اضغط برفق على البطانة عند مدخل النفق. إذا كانت الفئران صغيرة جداً وتميل إلى الاستدارة، قم بتضييق البطانة الملفوفة أو أضف طبقة إضافية (الشكل 1B).
  3. سحب عينات الدم
    1. قم بفرد الذيل برفق عن طريق إمساك الطرف، وعقم موقع السحب المستهدف. أدر الذيل بزاوية 90° تقريباً لوضع الأوردة الجانبية للذيل في وضع ظهري.
    2. خطوة حرجة: اثقب الوريد الجانبي باستخدام مشرط. اجمع قطرات الدم باستخدام أنبوب دقيق أو أنبوب شعري.
      تنبيه: تخلص فوراً من المشارط المستخدمة في حاويات أدوات حادة مقاومة للثقب والتسرب. لا تحاول إعادة تغطية المشارط لمنع إصابات وخز الإبر.
    3. بعد السحب، طبق ضغطاً خفيفاً على موقع الثقب باستخدام مسحة معقمة للسيطرة على النزيف.
  4. الإطلاق والتعزيز الإيجابي
    1. أعد النفق الذي يحتوي على الفأر إلى القفص الأصلي واسمح للحيوان بالخروج طواعية من الطرف المقابل للنفق (الشكل 1C).
    2. قدم مكافآت في القفص الأصلي لدعم التعزيز الإيجابي والتعود على الإجراء.
  5. التنظيف والصيانة
    1. أزل البطانة الداخلية من نفق التطبيق. نظف نفق التطبيق باستخدام ethanol بتركيز 70%.
    2. إذا ظلت البطانة نظيفة، يمكن إعادة استخدامها في التجارب اللاحقة. أما إذا كانت ملوثة أو متسخة بشكل ظاهر، فقم بغسلها وتعقيمها بجهاز autoclave قبل إعادة استخدامها.
      ملاحظة: استخدم بطانة واحدة لكل مجموعة تجريبية. استبدل البطانة بين التجارب المختلفة، وبين الحيوانات الذكور والإناث، وكلما تطلبت إرشادات النظافة المؤسسية ذلك.

النتائج

لتقييم تأثير تقنية التقييد الجديدة على رفاهية الفئران، تم إجراء سحب عينات الدم من الوريد الذيلي والحقن الوريدي وفقاً للبروتوكول الموصوف. خضع ذكور وإناث فئران C57BL/6 من النوع البري لهذه الإجراءات إما في نفق التطبيق أو في أداة تقييد تقليدية، وتم تقييمهم بحثاً عن علامات الألم والتوتر. استُخدم مقياس تعبيرات وجه الفئران (MGS) لتحديد مستوى التوتر لدى الفئران بعد سحب عينات الدم من الوريد الذيلي. ويُعد MGS نظام تسجيل واسع الاستخدام، يقوم بتحليل تعبيرات عضلات الوجه كرد فعل للألم أو الإجراءات المسببة للتوتر9,10. ولتحديد الدرجات، التقطت صور فور تحرير الفئران من أداة التقييد أو النفق (تظهر الصور التمثيلية في الشكل 2). قام مراقبان خبيران في تقييم سلوك الفئران بتقييم ثلاثة معايير لتعبيرات الوجه (تظهر في المخططات التوضيحية في الشكل 2C): تضيق المدار (إغلاق جفن العين وتضيق المنطقة المدارية؛ وقد تظهر تجعيدة حول العين)، وبروز الأنف (قد يظهر بروز في جسر الأنف وتجاعيد عمودية على جانب الأنف)، ووضعية الأذن (تدور الأذنان للخارج و/أو للخلف بعيداً عن الوجه وقد تنطوي لتشكل شكلاً "مدبباً"؛ وتزداد المسافة بين الأذنين). ولم يتم تقييم وضعية الشوارب أو بروز الخدين لأن لون الفراء الداكن للفئران جعل التقييم الموثوق صعباً. تم تسجيل كل معيار باستخدام مقياس ثلاثي النقاط يتراوح من 0 إلى 2 (0 = غير موجود، 1 = موجود بدرجة متوسطة، 2 = موجود بشكل واضح)، وحُسب متوسط المعايير الثلاثية للوجه للحصول على درجة MGS متوسطة واحدة لكل حيوان. ولضمان الموثوقية، قام كلا المراقِبَيْن بتسجيل درجة كل حيوان بشكل مستقل ومعمى، ثم تم حساب متوسط درجتي MGS لاحقاً لإنتاج درجة MGS نهائية لكل حيوان. أظهرت كل من إناث وذكور الفئران انخفاضاً ملحوظاً في درجة MGS عند إجراء سحب عينات الدم في نفق التطبيق مقارنة بأداة التقييد التقليدية (الشكل 2A–B).

خضعت مجموعة منفصلة من الفئران لحقن وريدي بـ 100 µL من كلوريد الصوديوم (NaCl) بتركيز 0.9%، وتم تسجيل حالات التصويت المسموع بالإضافة إلى محاولات الدوران داخل جهاز التثبيت. تصدر الفئران أصوات صرير مسموعة كعلامة على الضيق الشديد، لا سيما عند الشعور بالألم أو الخوف وأثناء السلوك الدفاعي11,12,13. بالإضافة إلى ذلك، تتفاعل الفئران طبيعيًا مع التقييد الجسدي بالذعر، مما يؤدي إلى استجابة هروب للخروج من المساحة المحصورة. وبناءً على ذلك، اعتُبرت محاولات الدوران بزاوية 180 درجة في جهاز التثبيت علامات على الخوف. وفي كل من إناث وذكور الفئران، لوحظ ارتفاع في تكرار التصويتات المسموعة ومحاولات الدوران عند إجراء الحقن الوريدي داخل جهاز التثبيت مقارنةً بنفق التطبيق (الشكل 3).

figure-results-1
الشكل 1: نفق التطبيق المبتكر. (A) صور تمثيلية توضح الفرق في الحجم بين أداة التثبيت التقليدية ونفق التطبيق المبتكر. (B) تتكون البطانة الداخلية للنفق من قطعة مقصوصة وفق القياس من مادة Vetbed الملفوفة، مما يوفر بيئة ناعمة وداعمة ومظلمة. في حال كانت الفئران صغيرة جداً وتميل للدوران، يمكن تضييق البطانة الملفوفة لتقليل المساحة المتاحة. (C) خطوات مناولة مختلفة داخل نفق التطبيق، تشمل الدخول والخروج، والتثبيت الآمن والمريح، والوصول إلى منطقة البطن والذيل. (D) وتد إضافي لإجراء الحقن داخل الصفاق (intraperitoneal injections) داخل النفق؛ حيث يعمل الوتد على زيادة زاوية النفق بالنسبة للشخص القائم بالمناولة، مما يسهل الوصول إلى منطقة البطن. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-results-2
الشكل 2مقياس تعابير وجه الفأر بعد سحب عينة دم من الوريد الذيلي. خضع الفئران من الذكور أو الإناث لسحب عينات الدم إما داخل نفق التطبيق أو باستخدام مقيد تقليدي. تُم التقاط صور لتقييم مقياس تكشير الفأر فور خروج الحيوانات من المقيد أو النفق، ثم قام لاحقاً باحثان خبيران بتقييم هذه الصور بشكل مستقل، مع تعمية توزيع المجموعات التي تنتمي إليها الفئران، حيث قوما بتقييم تضيق المدارات، وانتفاخ الأنف، ووضعية الأذنين. وحُسب متوسط الدرجات لكل حيوان بناءً على التقييمين.A) فئران إناث (مجموعة النفق n = 5؛ مجموعة المقيد n = 8). (B) فئران ذكور (مجموعة النفق العدد = 11؛ مجموعة المقيد العدد = 11). تم اقتباس هذا الرسم البياني من Schlutt et al., 2026. PLOS ONEتم تعديل البيانات الأصلية، التي نُشرت في شكل رسم بياني شريطي بموجب رخصة المشاع الإبداعي (CC BY 4.0)، وإعادة رسمها هنا على شكل مخطط صندوقي وشاربي.كـرسم تخطيطي لوحدات العمل الوجهية التي تم إنشاؤها من خلال نص توجيهي طوره المؤلف باستخدام ChatGPT Image 2 (شركة OpenAI؛ متاح من https://chatgpt.com/); وقد راجع المؤلفون الصورة النهائية واعتمدوها من حيث الدقة العلمية. عُرضت البيانات في شكل مخططات صندوقية (من الحد الأدنى إلى الحد الأقصى)؛ ويشير الخط إلى المتوسط. اختبار مان-ويتني (Mann-Whitney test)، pالقيم-p < اعتُبرت القيمة 0.05 ذات دلالة إحصائية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-results-3
الشكل 3: الأصوات المسموعة ومحاولات الدوران بعد الحقن الوريدي. خضعت فئران ذكور أو إناث لحقن وريدي بـ 100 µL من 0.9% NaCl إما داخل نفق التطبيق أو داخل أداة تثبيت تقليدية. تم تسجيل حالات إصدار أصوات مسموعة ومحاولات الدوران داخل جهاز التثبيت أثناء الإجراء (نعم/لا). جميع المجموعات n = 10. عُرضت البيانات على شكل مخططات احتمالية ذات أعمدة مكدسة. اعتُبرت قيم p-values < 0.05 في اختبار فيشر الدقيق (Fisher’s exact test) ذات دلالة إحصائية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

الشكل التكميلي 1: الحقن داخل الصفاق في الجرذان باستخدام نسخة أكبر من نفق التطبيق. تم استخدام نفق تطبيق بقطر 15 cm للحقن داخل الصفاق في الجرذان. وقد نُفذ الإجراء وفقاً لنفس البروتوكول الموصوف للفئران. يرجى النقر هنا لتحميل هذا الملف.

المناقشة

تم تطوير تقنية التقييد هذه لغرض إعطاء المواد وأخذ عينات الدم لدعم نهج أفضل الممارسات في رعاية الحيوان. لا تزال بعض المجتمعات العلمية مترددة في اعتماد طرق التعامل والتقييد المحسنة التي تختلف عن الإجراءات المعيارية الراسخة منذ فترة طويلة، خاصة عندما تتطلب وقتاً وجهداً إضافيين. ومع ذلك، فإن تقليل التوتر لدى حيوانات المختبر ليس مرغوباً فيه من منظور رعاية الحيوان فحسب، بل يساهم أيضاً بشكل كبير في نجاح التجارب من خلال تقليل تباين البيانات، والحد من التغيرات الفسيولوجية الناجمة عن التوتر، وتقليل المحاولات الفاشلة وحالات استبعاد الحيوانات. يقدم هذا البروتوكول طريقة سهلة التنفيذ تعمل على تحسين رعاية الحيوان بشكل ملحوظ، مع ضمان التقييد الآمن وإتاحة الوصول دون الحاجة لاستخدام اليدين لضمان سلامة إجراءات التطبيق وأخذ العينات.

تتمثل الخطوة الحاسمة في البروتوكول في ضمان الدخول الناجح والتموضع المستقر داخل نفق التطبيق. وبالنسبة للدخول الطوعي، يوصى بنهجين محتملين: إما الدخول المباشر من أنبوب النقل إلى النفق، أو وضع الفئران أولاً من أنبوب النقل على البطانة الناعمة المجهزة مسبقاً، والتي يمكنهم من خلالها دخول النفق. ويعتمد النهج الأمثل على سلوك الحيوانات، ويجب تقييم كلا الطريقتين. والمتغير المفضل هو الذي تدخل فيه الفئران بسرعة أكبر وبأقل قدر من التردد. وإذا ترددت الفئران في دخول النفق، فيجب مراعاة عدة عوامل: (1) قد تكون فتحة الدخول ضيقة للغاية، وفي هذه الحالة يمكن ضغط البطانة قليلاً لتوسيع الفتحة؛ (2) قد تؤثر الإشارات الشمية من البطانة الداخلية على القبول، لذا يفضل أن تحتفظ البطانات برائحة القفص المألوفة، مع ضمان الفصل بين المجموعات التجريبية والأقفاص والجنسين، واستبدال المواد المتسخة لتجنب الروائح المربكة؛ (3) ثبت أن الفئران تشعر بأمان أكبر على الأسطح ذات الألوان الشبيهة بلون فرائها14، لذا قد يكون من المفيد مطابقة لون البطانة مع لون فراء الحيوانات؛ و(4) قد يشجع وضع فتحة النفق باتجاه جدار القفص على الدخول لأن الفئران تظل قادرة على رؤية القفص المألوف وزملائها في القفص. ومن القيود المحتملة لنفق التطبيق أنه يعتمد على الدخول الطوعي للحيوان، وهو ما قد يُنظر إليه على أنه يتسبب في تأخير قصير قبل العلاج أو أخذ العينات. ومع ذلك، في هذه الدراسة، دخلت الفئران النفق بسرعة وبشكل متسق، عادةً خلال 2–10 s، مما سمح بتنفيذ الإجراءات ضمن نافذة زمنية ضيقة وقابلة للتكرار. وعلى الرغم من أن هذا النهج قد يتطلب وقتاً أطول قليلاً من التقييد التقليدي عن طريق إمساك الرقبة (scruff restraint)، إلا أن الزيادة الطفيفة في وقت المناولة يجب أن تُوازن مقابل التحسين الجوهري في رفاهية الحيوان الذي تحقق من خلال تقليل التوتر المرتبط بالمناولة. علاوة على ذلك، فإن الإدخال في المقيدات التقليدية يرتبط أيضاً بوقت المناولة، حيث تقاوم الفئران غالباً عملية الوضع، مما يؤدي إلى عدم وجود فرق ذي صلة. وفي أقل من 5% من الحالات، لم تدخل الفئران النفق طوعاً. وبينما كانت التدابير الموصوفة أعلاه كافية عموماً لتشجيع الدخول، يمكن أيضاً مساعدة الحيوانات بلطف في دخول النفق إذا لزم الأمر. وحتى في هذه الحالات، توفر البطانة الداخلية الناعمة ميزة في الرفاهية مقارنة بالمقيدات التقليدية.

بمجرد دخول الفئران إلى النفق، ستتمكن من الإمساك بالبطانة الداخلية بإحكام. ويعد هذا الأمر مفيداً للغاية من منظور رعاية الحيوان، حيث ثبت أن الفئران المقيدة تظهر مستويات إجهاد أقل عندما يُسمح لها بالإمساك بسطح ما أثناء التعامل معها4. وفي الوقت نفسه، يمكن للمتعامل الإمساك بقاعدة الذيل بإحكام دون أن تحاول الفئران الالتفاف. ومن الضروري أن تحيط البطانة الداخلية بالحيوان بشكل محكم. وإذا كانت الفئران صغيرة جداً وتميل إلى الدوران داخل النفق، يمكن إجراء تعديلات سريعة عن طريق شد البطانة الملفوفة أو إضافة طبقة إضافية. وبالنسبة للتجارب التي تشمل حيوانات ذات أحجام مختلفة (على سبيل المثال، بسبب اختلاف العمر أو الجنس أو النظام الغذائي)، يمكن أيضاً استخدام أنفاق بأقطار متنوعة (راجع قوالب الطباعة8).

يجب أن يتم إجراء عمليات الحقن وسحب عينات الدم دائمًا بواسطة موظفين مدربين. ومع ذلك، كان نفق التطبيق فعالاً لكل من الموظفين ذوي الخبرة العالية والمستخدمين الأقل خبرة. وبشكل خاص، أبلغ الموظفون غير المتمرسين عن عدد أقل من المحاولات غير الناجحة، مما أدى إلى تقليل تكرار المناولة وتقصير مدة الإجراءات. كما أفاد المستخدمون بشعورهم بمزيد من الراحة والأمان عند تثبيت الفئران داخل النفق مقارنةً بتعلم تقنيات التثبيت اليدوي التقليدية. ويمثل هذا ميزة كبيرة للمختبرات التي تشهد دورانًا وظيفيًا متكررًا، حيث إن هذه الطريقة سهلة الاعتماد وتعود بالنفع على كل من الحيوانات والقائم بالتجربة. وتتوافق هذه الملاحظات مع التحسينات التي تم الإبلاغ عنها سابقًا في راحة المناولة وثقة الفنيين المرتبطة بتقنيات المناولة المطورة مثل المناولة باستخدام النفق والكوب15.

ومن الأهمية بمكان الإشارة إلى أن الطريقة الموصوفة هنا فعالة حتى في الفئران غير المدربة، وقد تم الحصول على جميع النتائج المعروضة باستخدام حيوانات لم تخضع لعملية تعويد مسبقة. وقد أظهرت دراسات سابقة أن تعويد الحيوانات وتدريبها طبيًا يمكن أن يقلل من استجابات التوتر لدى الفئران من خلال جعلها تألف الإجراءات المخطط لها16,17. وبناءً عليه، فإن بروتوكول تدريب يتضمن استخدام نفق التطبيق قد يؤدي إلى خفض مستويات التوتر بشكل أكبر، خاصة عند الحاجة إلى تدخلات متكررة، والتي قد تؤدي بخلاف ذلك إلى تكوين ارتباطات سلبية مع النفق. وقد طُبّق مثل هذا البرنامج التدريبي بنجاح في دراسة سابقة، مما أتاح لنا استخدام النفق لإجراء حقن متكررة داخل الصفاق على مدار عدة أسابيع8. وقد يمثل النفق تحسينًا جوهريًا، لا سيما في الدراسات التي تتطلب حقنًا متكررة. وقد ثبت أن تقنيات المناولة المطورة باستخدام أنابيب النقل وتقليل التقييد تحافظ على التأثيرات الإيجابية حتى بعد التقييد المتكرر من الرقبة أو الحقن داخل الصفاق، بما في ذلك زيادة الرغبة في التفاعل مع القائمين على المناولة وانخفاض السلوك الشبيه بالقلق في الاختبارات السلوكية القياسية18,19. وبالمثل، فإن الحقن المتكررة التي أُجريت داخل النفق لم تؤدِ إلى زيادة المؤشرات المرتبطة بالتوتر لدى الفئران8.

في هذا السياق، ثبت أن مكافآت الطعام تسهل عملية التعود من خلال التعزيز الإيجابي، وهو مبدأ راسخ في تدريب الحيوانات. لذا، يُوصى بتقديم مكافأة صغيرة في نهاية كل جلسة مناولة. عند اختبار النفق، كانت كميات صغيرة جدًا، مثل حبة شوفان واحدة، كافية ومن غير المرجح أن تتدخل في النظام الغذائي الطبيعي للحيوانات. وإذا كان تناول الطعام يشكل مصدر قلق، كما هو الحال في الدراسات الأيضية على سبيل المثال، تتوفر أيضًا مكافآت منكهة تتوافق مع الأنظمة الغذائية المتخصصة (مثل الأنظمة الغذائية الكيتونية). ومن المهم اعتبار المكافآت كإجراء تحسين إضافي يعزز التعود وليس شرطًا أساسيًا للاستخدام الناجح لنفق التطبيق. وبمجرد التعرف على النظام، دخلت الفئران أيضًا إلى نفق التطبيق طواعية وبشكل متكرر دون تلقي مكافأة غذائية.

تتسم الطريقة الموصوفة هنا بقيود معينة فيما يتعلق بالوصول إلى مناطق محددة من الجسم. وبينما يمكن الوصول إلى الذيل بسهولة وأمان لإجراء الحقن الوريدي وسحب عينات الدم، وتعد المنطقة البطنية الذيلية مناسبة للحقن داخل الصفاق، فإن الوصول إلى المناطق الجانبية من الجسم للتطبيقات تحت الجلد يكون محدوداً. كما ينبغي النظر في الإعطاء عن طريق الفم بعناية؛ إذ إن التغذية القسرية الفموية التقليدية غير متوافقة مع هذا النظام نظراً لعدم إمكانية تحقيق تمديد الرقبة المطلوب. ومع ذلك، قد تكون طرق الإعطاء الفموي الأكثر دقة، والتي تستهلك فيها الفئران المواد طواعية من طرف الماصة (على سبيل المثال، ممزوجة بالحليب المكثف)20، ممكنة من خلال الجانب المفتوح للنفق. وفي مثل هذه الحالات، يجب التأكد من أن الرأس يظل مرئياً بوضوح وأن الفأر ليس متمركزاً في عمق البطانة أو النفق بشكل مفرط لضمان التأكد من ابتلاع المادة بالكامل.

بالمقارنة مع أنفاق التقييد الموجودة، يوفر نفق التطبيق الموصوف هنا مزايا واضحة لرفاهية الحيوان. وعلى الرغم من أن التقييد غالبًا ما يكون ضروريًا لإجراءات التطبيق وأخذ العينات الآمنة، إلا أنه يُصنف أيضًا كأحد أكبر مسببات التوتر التي تتعرض لها القوارض أثناء الإجراءات التجريبية7,21,22. وقد أثبتت الدراسات السابقة بالفعل أن استبدال التعامل التقليدي مع الذيل والتقييد بطرق محسنة مثل التعامل عبر الأنفاق أو الأكواب يحسن رفاهية الحيوان بشكل كبير. وتظهر الفئران التي يتم التعامل معها بهذه النهج المحسنة مستويات قلق أقل ورغبة أكبر في التفاعل مع القائمين على الرعاية مقارنة بالفئران التي يتم التقاطها من الذيل23,24. ويعد استخدام نفق التطبيق، الذي تدخله الفئران طواعية، امتدادًا متسقًا للتعامل عبر الأنفاق. ويشير مقياس تعابير الوجه (grimace scale) للفئران التي تخرج من نفق التطبيق إلى أن الحيوانات لا تشعر بأنها مقيدة أو محاصرة. ورغم أن طريقة الحقن داخل الصفاق (intraperitoneal injection) بينما تتشبث الفئران بشبكة القفص تشبه طريقة رفع منطقة الحوض الموصوفة5، إلا أن الطريقة الأولى تعتمد على محاولة الحيوانات الهروب. فعلى الشبكة، تتشبث الفئران بمخالبها وتسحب نفسها للأمام، بعيدًا عن قبضة القائمين على الرعاية، مما يؤدي إلى التقييد وبالتالي الضيق. بالإضافة إلى ذلك، يزيد هذا النوع من التقييد من توتر العضلات البطنية، مما يعزز الشعور بالألم الناتج عن وخز الإبرة. في المقابل، يمثل نفق التطبيق طريقة تقييد محسنة، وتشير النتائج إلى انخفاض في المعايير المرتبطة بالتوتر، بما في ذلك درجات تعابير وجه أقل، وتناقص في الأصوات المسموعة، والحفاظ على الرغبة في التفاعل مع القائمين على الرعاية811,12,13. وبالرغم من أن الأصوات فوق الصوتية (USVs) معترف بها بشكل متزايد كإشارات اتصال ذات صلة سلوكية، فإن استخدامها كمؤشرات على التوتر في الفئران البالغة لا يزال قيد البحث، حيث أن الـ USVs تعتمد بشكل كبير على السياق وتحدث أيضًا أثناء السلوكيات الفسيولوجية الطبيعية25.

ومع ذلك، تشير الأدلة الحديثة إلى أن تسجيلات الأصوات فوق الصوتية (USV) قد تمثل نهجاً واعداً وغير جراحي وقابلاً للتكرار لتقييم الاستجابات السلوكية تجاه التقييد26. وبناءً عليه، فإن دمج تسجيلات USV في الدراسات المستقبلية قد يوفر مقياساً موضوعياً إضافياً لمزيد من التوصيف للضغوط والاستجابات العاطفية. وتشير هذه النتائج مجتمعة إلى أن نفق التطبيق يتيح إجراء تقييد أكثر أماناً وأقل إجهاداً للتطبيقات الروتينية وأخذ العينات مقارنة بأجهزة التقييد التقليدية. ومن المهم الإشارة إلى أنه، على عكس أجهزة التقييد المصنوعة من الأكريليك الشفاف، فإن البطانة الداخلية الناعمة تسمح للفئران بالتمسك بالسطح بإحكام، وهو ما يعتبر تحسيناً هاماً للرفق بالحيوان وفقاً لتوصيات NC3Rs27. وقد لوحظ انخفاض ملحوظ في محاولات الالتفاف داخل النفق، مما أدى إلى تحسين الرفق بالحيوان وسلامة المناولة على حد سواء. ففي أجهزة التقييد البلاستيكية التقليدية، غالباً ما ترتبط محاولات الالتفاف بالتبول، مما يؤدي إلى بلل الفراء الذي يقلل بدوره من مستوى الراحة، وهو ما تم القضاء عليه إلى حد كبير باستخدام نفق التطبيق.

إن التطبيقات المحتملة لهذه الطريقة واسعة النطاق. ومن الجدير بالذكر أن طريقة التقييد المُحسنة لا تقتصر على الفئران فحسب، بل يمكن تطبيقها أيضاً على الجرذان عند استخدام نفق بقطر أكبر (الشكل التكميلي 1تعد القوارض أكثر أنواع حيوانات المختبر استخداماً في مختلف التخصصات العلمية، ويعد التقييد لغرض إعطاء المواد أو جمع العينات إجراءً روتينياً في العديد من المختبرات. ومع ذلك، فقد ثبت أن الإجهاد الناتج عن التقييد لا يؤثر سلباً على رفاهية الحيوان فحسب، بل يؤثر أيضاً بشكل كبير على النتائج العلمية، بما في ذلك الاستجابات السلوكية.28,29 والآليات الفسيولوجية مثل الوظيفة المناعية30لذلك، يعد تقليل التباين المرتبط بالإجهاد أمرًا ضروريًا لكل من الصلاحية العلمية والاعتبارات الأخلاقية في التجارب على الحيوانات. ومن خلال الحد من الإجهاد المرتبط بالتقييد مع الحفاظ على مناولة آمنة وعملية، يمكن لنفق التطبيق أن يحسن بشكل كبير من جودة التجارب وقابلية تكرارها، مع تعزيز رفاهية الحيوان في الوقت ذاته.

الإفصاحات

يمتلك كل من A.S. وJ.K.U. وL.H. نموذج منفعة لنفق الحقن في ألمانيا (رقم التسجيل 20 2024 100 448). ويصرح جميع المؤلفين الآخرين بعدم وجود تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

نتوجه بالشكر إلى موظفي مرفق الحيوانات في Charité ومسؤولي رعاية الحيوان، وبالأخص الدكتور André Dülsner، على دعمهم؛ وإلى Charité 3R على الدعم المادي لنشر نفق التطبيق؛ وإلى جميع أعضاء فريق عمل تحسين Charité 3R على مناقشاتهم المفيدة.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
مشارط اختبار الحساسية، معقمةشركة Heinz Herenz Medizinalbedarf GmbH، هامبورغ، ألمانيا1110106
نفق تطبيق مع إسفين اختيارينفق مطبوع ثلاثي الأبعاد داخلياًقوالب الطباعة متاحة على https://osf.io/vsjnb.
أنابيب جمع الدم: Microvette 100 EDTA K3E، 100 µL SARSTEDT AG & شركة ت. ك. ج، نüمبريخت، ألمانيا20.1278.100
أنبوب مناولة شفافDatesand Group، ستوكبورت، المملكة المتحدةGZCHTUBE-100الحجم: 50 × 3 × 100 ملم
إيثانول، ≥70%Carl Roth GmbH + Co. KG، كارلسروه، ألمانياT913.1
سرنجة Inject-F أحادية الاستخدام للجرعات الدقيقة سعة 1 مل B.Braun Deutschland GmbH & شركة ملسونجن (Co. KG)، ملسونجن، ألمانيا9166017V
الشوفانشابفن م.ühle GmbH Co.KG، أولم، ألمانياW100197مُعقم بالأتوكلاف
مصباح الأشعة تحت الحمراء Sanitas SIL 06Beurer Europe GmbH، أولم، ألمانيا61424
بطانة داخلية ناعمة: Original Vetbed Isobed SLVetbed Deutschland، مودرسباخ، ألمانيا1999981القَص إلى الأحجام المطلوبة
بخاخ التطهير Softasept ISO 70%B.Braun Deutschland GmbH & شركة مساهمة محدودة، ميلسونجن، ألمانيا19905
إبرة Sterican مقاس 27 G x ¾ إبر تحت الجلد معقمة للاستخدام مرة واحدةB.Braun Deutschland GmbH & Co. KG، ميلزونجين، ألمانيا4657705Bالحجم: ٠,٤٠ مم × ٢٠ مم
المسحات: المطبقات الطبية لتطبيق FIWAفينك & Walter GmbH، ميرشفايلر، ألمانيا329012

المراجع

  1. Joint Research Center (JRC-ISPRA). Summary report on statistical information on the use of animals for scientific purposes in the Member States of the European Union and Norway in 2023. Luxembourg: Publications Office of the European Union; 2026.
  2. European Parliament and Council of the European Union. Directive 2010/63/EU of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Off J Eur Union. 2010;L276:33–79.
  3. Russell WMS, Burch RL. The principles of humane experimental technique. London: Methuen & Co. Ltd.; 1959.
  4. Labitt RN, Oxford EM, Davis AK, Butler SD, Daugherity EK. A validated smartphone-based electrocardiogram reveals severe bradyarrhythmias during immobilizing restraint in mice of both sexes and four strains. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2021;60(2):201–12.
  5. Baek JM, Kwak SC, Kim JY, Ahn SJ, Jun HY, Yoon KH, et al. Evaluation of a novel technique for intraperitoneal injections in mice. Lab Anim (NY). 2015;44(11):440–4.
  6. Turner PV, Pekow C, Vasbinder MA, Brabb T. Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2011;50(5):614–27.
  7. Meijer MK, Spruijt BM, van Zutphen LF, Baumans V. Effect of restraint and injection methods on heart rate and body temperature in mice. Lab Anim. 2006;40(4):382–91.
  8. Schlutt A, Riesner K, Kochan M, Mess AK, Jahn D, Lurje I, et al. A novel application tunnel in combination with medical training reduces stress induced by frequent intraperitoneal injections and blood draws in mice. PLoS One. 2026;21(5):e0341404.
  9. Onuma K, Watanabe M, Sasaki N. The grimace scale: a useful tool for assessing pain in laboratory animals. Exp Anim. 2024;73(3):234–45.
  10. Whittaker AL, Liu Y, Barker TH. Methods used and application of the mouse grimace scale in biomedical research 10 years on: a scoping review. Animals (Basel). 2021;11(3).
  11. Ruat J, Genewsky AJ, Heinz DE, Kaltwasser SF, Canteras NS, Czisch M, et al. Why do mice squeak. Toward a better understanding of defensive vocalization. iScience. 2022;25(7):104657.
  12. Ehret G. Schallsignale der Hausmaus (Mus musculus). Behaviour. 1974;52(1-2):38–56.
  13. Blanchard RJ, Hebert MA, Ferrari PF, Palanza P, Figueira R, Blanchard DC, et al. Defensive behaviors in wild and laboratory (Swiss) mice: the Mouse Defense Test Battery. Physiol Behav. 1998;65(2):201–9.
  14. Kawakami K, Xiao B, Ohno R, Ferdaus MZ, Tongu M, Yamada K, et al. Color preferences of laboratory mice for bedding materials: evaluation using radiotelemetry. Exp Anim. 2012;61(2):109–17.
  15. Davies JR, Purawijaya DA, Bartlett JM, Robinson ESJ. Impact of refinements to handling and restraint methods in mice. Animals (Basel). 2022;12(17).
  16. Leussis MP, Bolivar VJ. Habituation in rodents: a review of behavior, neurobiology, and genetics. Neurosci Biobehav Rev. 2006;30(7):1045–64.
  17. Ahlström T. Handling and training mice and rats: low stress procedures. London: National Centre for the Replacement, Refinement and Reduction of Animals in Research (NC3Rs); 2023.
  18. Henderson LJ, Dani B, Serrano EMN, Smulders TV, Roughan JV. Benefits of tunnel handling persist after repeated restraint, injection, and anesthesia. Sci Rep. 2020;10(1):14562.
  19. Gouveia K, Hurst JL. Improving the practicality of using non-aversive handling methods to reduce background stress and anxiety in laboratory mice. Sci Rep. 2019;9(1):20305.
  20. Krzyzaniak O, Steiner S, Nilsson FAM, Dietrich M, Kampfen L, Johansen P, et al. Applicability of the micropipette-guided drug administration (MDA) method for assessing reward-related behaviors in mice. Physiol Behav. 2025;299:114967.
  21. Cinelli P, Rettich A, Seifert B, Burki K, Arras M. Comparative analysis and physiological impact of different tissue biopsy methodologies used for the genotyping of laboratory mice. Lab Anim. 2007;41(2):174–84.
  22. Pare WP, Glavin GB. Restraint stress in biomedical research: a review. Neurosci Biobehav Rev. 1986;10(3):339–70.
  23. Hurst JL, West RS. Taming anxiety in laboratory mice. Nat Methods. 2010;7(10):825–6.
  24. Gouveia K, Hurst JL. Reducing mouse anxiety during handling: effect of experience with handling tunnels. PLoS One. 2013;8(6):e66401.
  25. Faure A, Pittaras E, Nosjean A, Chabout J, Cressant A, Granon S. Social behaviors and acoustic vocalizations in different strains of mice. Behav Brain Res. 2017;320:383–90.
  26. Yamauchi T, Yoshioka T, Yamada D, Hamano T, Ohashi M, Matsumoto M, et al. Cold-restraint stress-induced ultrasonic vocalization as a novel tool to measure anxiety in mice. Biol Pharm Bull. 2022;45(3):268–75.
  27. National Centre for the Replacement, Refinement and Reduction of Animals in Research (NC3Rs). Handling and restraint: General principles. London: NC3Rs; https://nc3rs.org.uk/3rs-resources/handling-and-restraint
  28. Lee EH, Park JY, Kwon HJ, Han PL. Repeated exposure to short-term behavioral stress resolves pre-existing stress-induced depressive-like behavior in mice. Nat Commun. 2021;12(1):6682.
  29. Mink D, Horvath D, Basler M. Protocol to study social transmission of stress in group-housed mice using restraint stress. STAR Protoc. 2025;6(4):104224.
  30. Ding JX, Rudak PT, Inoue W, Haeryfar SMM. Physical restraint of mouse models to assess immune responses under stress with or without habituation. STAR Protoc. 2021;2(4):100838.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

3Rs
الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة