مقالة منهجية

نموذج احتشاء عضلة القلب Ex Vivo في قلب الفأر المروى بمحلول بلوري

0 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/73840

⸱

أكتوبر 27, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, The People's Hospital of Danyang, Affiliated Danyang Hospital of Nantong University, 2Institute of Molecular Cardiology, Medical Faculty and University Hospital Düsseldorf, Heinrich Heine University of Düsseldorf, 3Department of Cardiac Surgery, Heinrich Heine University Düsseldorf

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول نموذجًا لاحتشاء عضلة القلب ex vivo في قلب فأر معزول ومروى بمحلول بلوري. يتجاوز هذا النهج المتغيرات الجهازية، مما يسمح للباحثين بتقييم التأثيرات القلبية بشكل مباشر في غياب العوامل الخارجية التي قد تؤثر على بقاء الخلايا العضلية القلبية، واختبار التدخلات الدوائية الموضعية.

الملخص

يتم نمذجة احتشاء عضلة القلب (MI) التجريبي عادةً في الحيوانات من خلال الانسداد المؤقت للشريان التاجي النازل الأمامي الأيسر (LAD)، أو على المستوى الخلوي عبر بروتوكولات نقص التأكسج وإعادة التأكسج. وكبديل لنموذج نقص التروية على مستوى العضو، ظل القلب المروي بجهاز لانجندورف (Langendorff) أداة أساسية لاستقصاء آثار الاضطرابات الفسيولوجية والتدخلات الدوائية على حماية القلب. نقدم هنا المنهجية الأساسية والقواعد الجوهرية المطلوبة لإنشاء نموذج إقليمي لنقص التروية/إعادة التروية لعضلة القلب في قلب الفأر المعزول. وباختصار، بعد التوقف القلبي الناجم عن محلول شلل القلب، تم ربط الشريان LAD بعد شطف سريع بمحلول PBS بارد جداً. ثم ثُبت القلب على جهاز لانجندورف وتم ترويته بـمحلول منظم مؤكسج غني بالمغذيات عند 37°C تحت ضغط تروية ثابت قدره 110 cmH₂O. تم تحفيز نقص تروية عضلة القلب لمدة 30 و45 و60 و90 و120 min، تلتها إعادة تروية لمدة 90 min. تم تقييم حيوية الخلايا العضلية القلبية وحجم الاحتشاء باستخدام نهج التلوين المجهري بكلوريد 2,3,5-تريفينيل تترازوليوم (TTC). وقد أثبتنا أن نموذج احتشاء عضلة القلب خارج الجسم (ex vivo) قد أنتج بشكل موثوق إصابة قلبية قابلة للتكرار، تميزت بفقدان تدريجي للخلايا العضلية القلبية الحيوية داخل منطقة الاحتشاء مع زيادة مدة نقص التروية. بالإضافة إلى ذلك، كانت هناك حاجة لفترة إعادة تروية لا تقل عن 30 min لتحقيق تحديد واضح لعضلة القلب المحتشية بناءً على تلوين TTC. يتجاوز هذا النهج المتغيرات الجهازية، مما يسمح للباحثين بتقييم التأثيرات القلبية بشكل مباشر في غياب المؤثرات التنظيمية الخارجية، مثل العوامل الخلطية الدوارة وتسلل الخلايا المناعية التي قد تربك تطور احتشاء عضلة القلب، واختبار التدخلات الصيدلانية الموضعية. وبذلك، يمثل نموذج احتشاء عضلة القلب خارج الجسم منصة مفيدة لاستقصاء آليات حماية القلب التي تؤثر مباشرة على الخلايا العضلية القلبية.

المقدمة

تحدث احتشاء عضلة القلب (MI) عندما يتوقف تدفق الدم التاجي، مما يؤدي إلى موت الأنسجة وضعف وظيفي شديد. وبينما تُدرس هذه الحالة عادةً في الكائنات الحية الكاملة، يمكن أن يشير المصطلح إلى احتشاء إقليمي يقتصر على هياكل قلبية معينة، أو إلى نماذج مخبرية للقلب المعزول ex vivo (مثل تروية لانجندورف) المستخدمة لدراسة الاحتشاءات في غياب التأثيرات الجهازية1. وبناءً على ذلك، كان القلب المروى بطريقة لانجندورف بمثابة نموذج تجريبي قوي ومعتمد لدراسة إصابة نقص تروية عضلة القلب لأكثر من 50 عاماً2.

يوفر نموذج احتشاء عضلة القلب ex vivo في القلب المعزول عدة مزايا، بما في ذلك التحكم الدقيق في البيئة التجريبية والقدرة على تقييم التأثيرات المباشرة للتدخلات، مثل العوامل الدوائية، على عضلة القلب بمعزل عن التأثيرات الجهازية، بما في ذلك العوامل الخلطية الدوارة، ومكونات الدم، والتنظيم العصبي الخلطي3. ومن خلال تقليل هذه العوامل المربكة، يوفر نموذج ex vivo نهجاً أكثر قابلية للتنبؤ والتكرار مقارنة بنماذج in vivo، وبالتالي، يسهل الاستقصاء الدقيق لعمليات المرض والمسارات الجزيئية المشاركة في احتشاء عضلة القلب4.

في القلوب المعزولة، يمكن تحفيز نقص تروية عضلة القلب إما بشكل كلي أو إقليمي5. في نموذج نقص التروية الكلي (global MI)، يتم قطع تدفق سائل التروية عبر الدورة التاجية بأكملها تماماً، بينما في نموذج نقص التروية الإقليمي (regional MI)، يتم سد الشريان التاجي الأمامي النازل الأيسر (LAD) مؤقتاً عن طريق الربط، مما يؤدي إلى إصابة نقص تروية تقتصر على عضلة القلب البعيدة عن موقع الربط. وعلى الرغم من أن نموذج نقص التروية الكلي سهل التنفيذ من الناحية التقنية، إلا أن له عدة قيود تحد من تطبيقه في دراسات الحماية القلبية6. ومن القيود الرئيسية أن مدة نقص التروية مقيدة بمدى تحمل القلب بأكمله، مما يجعل من الصعب تحفيز نقص تروية مطول، مع احتمالية حدوث احتشاء عبر الجدار بشكل مشابه لحالات in vivo7. علاوة على ذلك، ورغم أن نماذج ex vivo توفر بشكل عام قابلية ممتازة للتكرار عندما يتم التحكم بدقة في مدد نقص التروية وإعادة التروية، إلا أن هذه البروتوكولات تختلف اختلافاً كبيراً بين المختبرات. ويسلط هذا التباين الضوء على الحاجة إلى توحيد أفضل وتوصيف أدق لقلب الفأر المعزول، خاصة وأن العديد من التفاصيل المنهجية الحرجة لا تزال غير موصوفة بشكل كافٍ في الأدبيات العلمية8.

من ناحية أخرى، يعد نموذج احتشاء عضلة القلب الإقليمي أكثر تحدياً من الناحية التقنية في التأسيس. نقدم هنا عدة تعديلات واستراتيجيات عملية لتحسين تحفيز احتشاء عضلة القلب ex vivo الموثوق في قلب الفأر المعزول، خاصة لتقييم التدخلات الدوائية التي تهدف إلى حماية القلب9,10. وبالتالي، يوفر بروتوكول احتشاء عضلة القلب ex vivo المعدل هذا باستخدام قلب الفأر المروى بطريقة Langendorff منصة فعالة للتقييم المباشر لبقاء عضلة القلب بعد التدخلات العلاجية.

البروتوكول

إن نموذج القلب المعزول والمروى الموصوف هنا هو تجربة حادة غير بقائية، وقد تمت الموافقة عليها من قبل السلطات المحلية (O1019/25, LANUV of Nordrhein-Westfalen, Germany). وقد أجريت جميع الإجراءات وفقاً لإرشادات ARRIVE ودليل NIH لرعاية واستخدام حيوانات المختبر. والمعدات والمواد الكيميائية المطلوبة للتجارب مدرجة في جدول المواد.

1. إعداد نظام لانجندورف للتروية الرجعية لقلب الفأر المعزول

ملاحظة: تم تصميم نظام يعمل بالجاذبية وغير مُعاد التدوير لإيصال سائل تروية بلوري مؤكسج (منظم كرابز-هينسليت، KHB) إلى قلب فأر معزول تحت ضغط ثابت قدره 110 cmH2O (الشكل 1A).

  1. نظف الأدوات الزجاجية لجهاز لانجندورف باستخدام 0.1 M/L HCl، و100% ethanol، ثم اشطفها بالماء المقطر قبل تجميع النظام.
  2. زن جميع المواد الكيميائية المطلوبة لتحضير 2 L من محلول KHB المعدل وفقاً للتركيزات النهائية التالية (mM): 116.02 NaCl، و4.63 KCl، و1.10 MgSO4·7H2O، و1.21 KH2PO4، و2.52 CaCl2·2H2O، و24.88 NaHCO3، و8.30 D-glucose، و2.0 sodium pyruvate.
  3. أذب جميع المواد الكيميائية باستثناء CaCl₂ في ماء مقطر مرتين في دورق سعة 2 L مع الضخ المستمر لغاز Carbogen (95% O₂/5% CO₂) لمدة 10 min على الأقل لمعادلة الـ pH عند 7.4.
  4. أضف CaCl₂ لاحقاً إلى المحلول لتجنب الترسيب.
  5. استمر في ضخ غاز Carbogen في المحلول لمدة 10 min إضافية.
  6. قم بترشيح محلول KHB تحت تفريغ هوائي باستخدام مرشح غشائي بمسامية 0.2 µm لإزالة الجزيئات الصغيرة التي قد تسد الأوعية الدموية الدقيقة التاجية.
  7. انقل محلول KHB المُرشح إلى خزان زجاجي سعة 2 L موضوع في حمام مائي مسخن مسبقاً ومحافظ عليه عند 37 °C.
  8. صِل خزان KHB بعمود الضغط الزجاجي، مما يسمح لمحلول KHB المؤكسج بملء العمود باستمرار من خلال الضغط الناتج عن غاز Carbogen في الخزان.
  9. تأكد من خلو نظام أنابيب التدفق الخارج من فقاعات الهواء.
  10. قم بموازنة محلول KHB مع غاز Carbogen لمدة 30 min إضافية قبل بدء التجربة.

2. عزل القلب وتوكيعه

ملاحظة: تم استخدام ذكور فئران من سلالة C57BL/6J بأوزان تتراوح بين 20–25 g في التجارب الحالية. يجب توثيق جميع الإجراءات التجريبية بشكل صحيح وفقاً للوائح المحلية، بما في ذلك المبررات، والتاريخ، وطريقة القتل الرحيم.

  1. ضع الفأر برفق في غرفة تحريض تحتوي على 5% isoflurane (v/v) لاستحثاث التخدير.
  2. تحقق من عمق التخدير من خلال الغياب التام للاستجابة عند قرص إصبع القدم بقوة، ثم انقله إلى طاولة العمليات. قم بقتل الفأر فوراً عن طريق خلع الفقرات العنقية، ويُستدل على ذلك بغياب التنفس وفقدان التوتر العضلي في الجزء السفلي من الجسم.
  3. اقطع القفص الصدري من الجانبين باتجاه القص لكشف القلب والشريان الأورطي الصاعد بالكامل.
  4. أمسك الأنسجة خارج القلب بملقط واستأصل القلب.
  5. ضع القلب في بيكر صغير مبرد مسبقاً يحتوي على 50 mL من محلول KHB المثلج لمدة 30 s على الأقل لتحريض التوقف القلبي.
    ملاحظة: نظراً لأن النشاط القلبي حساس جداً لدرجة الحرارة، يتم إيقاف القلب تماماً عن طريق غمره في محلول KHB المثلج.
  6. انقل القلب إلى وسادة قطنية مبردة مسبقاً ومبللة بمحلول KHB موضوعة في طبق معدني، حيث تم تجهيز نظام كانيولا متصل بصنبور إيقاف ثلاثي. (الشكل 1B).
    ملاحظة: يجب أن يكون نظام التروية خالياً من فقاعات الهواء.
  7. قم بتجهيز عقدة نصف مربعة رخوة باستخدام خيط حريري 5-0 على الطرف البعيد من الكانيولا.
  8. قم بتشريح الغدة الزعترية والأنسجة الضامة وبقايا الأنسجة خارج القلب (بما في ذلك الرئتين والمريء) بعناية لكشف وتقليم جذر الشريان الأورطي.
    ملاحظة: تأكد من وجود طول كافٍ من الشريان الأورطي الصاعد لضمان نجاح عملية القسطرة.
  9. ثبت القلب على الكانيولا وأحكم تثبيته باستخدام غرزة موضوعة مسبقاً.
  10. اشطف القلب بـ 5 mL من محلول PBS المثلج لغسل الدم المتبقي من الدورة التاجية.

3 نقص تروية عضلة القلب وإعادة التروية Ex vivo

ملاحظة: تم تحريض نقص تروية عضلة القلب الشامل عن طريق إيقاف تروية القلب ببساطة، بينما تم إحداث نقص تروية عضلة القلب الإقليمي عن طريق الربط المؤقت للشريان التاجي الأيسر الأمامي (LAD) تحت المجهر المجسم.

  1. ضع الشريان التاجي الأيسر النازل (LAD) في مركز مجال الرؤية عن طريق تدوير القلب برفق من خلال تعديل وسادة القطن الموجودة أسفله. يصبح الـ LAD شفافاً ومميزاً بوضوح عن عضلة القلب المحيطة أثناء التروية بـ PBS.
  2. مرر إبرة مستدقة تحمل خيط جراحة من البولي بروبيلين قياس 8–0 أسفل الـ LAD، على بعد 1 mm أسفل الحافة السفلية للأذين الأيسر.
    ملاحظة: تأكد من أن الـ LAD يقع في المنتصف بين موقعي الثقب لتجنب الإصابة الوعائية الناتجة عن الربط.
  3. ضع قطعة من الحشوة القطنية الناعمة (pledget) فوق الـ LAD.
  4. أحكم ربط الخيط بقوة لإيقاف التروية في المنطقة البعيدة عن موقع الربط.
  5. انقل القلب الموصل بالقسطرة إلى جهاز لانجندورف (Langendorff apparatus) وابدأ التروية الراجعة.
  6. اغمر القلب في حمام عضوي ذي غلاف مائي للحفاظ على درجة حرارة ثابتة (37 °C) طوال فترة التجربة.
  7. راقب ذروة وتدفق الشريان التاجي في الحالة المستقرة (الجدول 1).
  8. عند النقاط الزمنية المحددة لنقص تروية عضلة القلب (انظر قسم النتائج)، أوقف التروية وأخرج القلب الموصل بالقسطرة من جهاز التروية.
  9. اغمر القلب فوراً في محلول KHB مبرد بالثلج (4 °C) لإيقاف انقباض القلب تماماً.
  10. أعد وضع القلب على وسادة القطن في الطبق المعدني المبرد مسبقاً وقم بفك ربط الـ LAD.
  11. بالنسبة لدراسات التدخل الدوائي، احقن 5 µL من Interleukin-6 (IL-6, 0.1 mg/mL) في الجدار الأمامي المصاب بالاحتشاء باستخدام حقنة إنسولين قياس 30 G في هذه المرحلة.
  12. أعد تركيب القلب الموصل بالقسطرة على جهاز التروية واستأنف تروية القلب (إعادة التروية).

4. تقييم إصابة عضلة القلب والبقاء على قيد الحياة

ملاحظة: يصبغ كلوريد 2,3,5-تراي فينيل تترازوليوم (TTC) عضلة القلب الحيوية باللون الأحمر الداكن، بينما تظهر الأنسجة المحتشية/النخرية باللون البيج بعد التثبيت بمحلول Zamboni.

تنبيه: يُعتبر TTC بشكل عام مادة خطرة وتتطلب مناولة دقيقة لأنها قد تسبب تهيجاً خفيفاً للجلد، وتهيجاً شديداً للعينين، وتكون ضارة في حال استنشاقها. تخلص من النفايات والبقايا وفقاً لمتطلبات السلطات المحلية.

  1. أوقف عملية التروية بعد 90 دقيقة من إعادة التروية، ثم اغمر القلب فوراً في محلول KHB مبرد بالثلج لإيقاف الانقباض القلبي.
  2. قم بتوصيل الكانيولا بمحقنة سعة 3 مل مملوءة مسبقاً بمحلول صبغ TTC (1% TTC مذاب في PBS) عبر صمام إيقاف ثلاثي الاتجاهات.
  3. يتم حقن 1 مل من محلول TTC في القلب، وتكرر عملية الحقن ثلاث مرات، ليتم إيصال حجم إجمالي قدره 3 مل على مدار 15 دقيقة.
  4. غَطِّ القلب بورق مناديل مبلل لتجنب جفاف السطح.
  5. ضع القلب في أنبوب طرد مركزي يحتوي على 3 مل من محلول TTC عند 4 °C طوال الليل.
  6. تحضير كتلة نسيجية باستخدام مركب درجة حرارة القطع المثلى (OCT).
    ملاحظة: يمكن تخزين كتلة النسيج عند درجة حرارة −80 °C لعدة أشهر حتى إجراء المزيد من التحليلات.
  7. ثبّت قالب النسيج على قاعدة الميكروتوم بالتبريد (cryostat chuck) باستخدام مركب OCT.
  8. أجرِ قطاعات تجميدية للقلب بالتتابع وبسُمكِ 50 µm وجمع كل 10th مقطع؛ وبوجه عام، يتم الحصول على حوالي 8 شرائح نسيجية من كل قلب.
  9. قم بمحاذاة جميع الشرائح الثماني على شريحة مجهرية واحدة، ثم جففها باستخدام مجفف شعر لمدة تتراوح بين 2 و3 دقائق.
  10. اغمر الشرائح في غرفة صبغ تحتوي على محلول Zamboni (وهو مثبت يحتوي على 2% بارافورمالدهيد و0.4% حمض البيكريك، وزن/حجم) طوال الليل عند 4 °C.
    تنبيه: قد يسبب مثبت زامبوني (Zamboni’s fixative) تفاعلاً تحسسياً جلدياً، ويُشتبه في تسببه في حدوث عيوب جينية وسرطانات. تخلص من النفايات والبقايا وفقاً للوائح السلطات المحلية.
  11. اغسل الشرائح 3 مرات بمحلول PBS، ثم غطِّ المقاطع بوسيط التثبيت.
    ملاحظة: يمكن تخزين عينة القلب المصبوغة بـ TTC في درجة حرارة الغرفة لعدة أشهر.
  12. التقط صوراً للقلب باستخدام مجهر ضوئي وعدسة شيئية بقوة تكبير 1.25x باستخدام برنامج CellSens.
  13. لتقدير حجم الاحتشاء كمياً، استورد ملفات الصور إلى منصة ImageJ.
  14. من قائمة ImageJ، اختر صورة -> ضبط -> عتبة اللون لفتح نافذة عتبة اللون (الشكل 2B).
  15. حدد منطقة اهتمام (ROI) صغيرة داخل مقطع القلب، واستخدم عضلة القلب الحية ذات اللون الأحمر الداكن والأنسجة المحتشية/النخرية ذات اللون البيج كمرجعيات لونية.
  16. انقر على عينة في الـ عتبة اللون قم بتحديد النافذة وضبط نطاق التشبع بدقة حتى تتطابق المنطقة المحددة تماماً مع منطقة اللون المستهدفة.
  17. انقر على الاختيار لتحديد المنطقة المقابلة للون المختار.
  18. من قائمة ImageJ، اختر تحليل -> قياسستظهر مساحة المنطقة المحددة، مُعبرًا عنها بالبكسل، في نافذة النتائج.
  19. قم بتصدير بيانات القياس إلى جدول بيانات Excel لحساب حجم الاحتشاء المخططي.
  20. لتقدير كمية عضلة القلب القابلة للحياة ضمن المنطقة المحتشية، حدد المنطقة ذات الاهتمام (ROI)، وتحديداً في الجدار البطيني الأمامي المحتشي، حيث تم حقن IL-6.
  21. افتح الـ مدير المنطقة المختارة (ROI Manager) من قائمة ImageJ والنقر على أضف لحفظ المنطقة ذات الاهتمام (ROI) المحددة في قائمة المناطق ذات الاهتمام (الشكل 2ج).
  22. استخدم دالتي "العينة" (Sample) و"الاختيار" (Selection) كما هو موضح أعلاه لتحديد عضلة القلب القابلة للحياة (باللون الأحمر الداكن).
  23. أضف المنطقة الحيوية المختارة إلى قائمة "ROI Manager"، ثم اختر و للحصول على منطقة التداخل بين المنطقة ذات الاهتمام (ROI) وعضلة القلب القابلة للحياة.
  24. قس مساحة عضلة القلب القابلة للحياة واحسب معدل بقاء الخلايا العضلية القلبية ضمن المنطقة المختارة للاهتمام (ROI).
    ملاحظة: سبق الإبلاغ عن التفاصيل المنهجية الخاصة بتلوين TTC وتقدير حجم الاحتشاء.11.

النتائج

في منصة احتشاء عضلة القلب ex vivo، تم تقييم بروتوكولين لإحداث نقص التروية في قلب فأر معزول. أدى نقص التروية الشامل، والذي استُخدم على نطاق واسع في دراسات احتشاء عضلة القلب ex vivo، إلى إصابة نقص تروية غير متجانسة في جميع أنحاء القلب. وباستخدام نهج كشف مجهري عالي الدقة وموثوق يعتمد على صبغة TTC12، ثبت أن عضلة القلب الأذينية والمنطقة القمية كانت مقاومة نسبياً لنقص التروية وظلت حيوية بعد 45 min من نقص التروية الشامل بانعدام التدفق (الشكل 2A، اللوحة العلوية). في المقابل، أدى احتشاء عضلة القلب الإقليمي إلى إحداث إصابة نقص تروية موضعية في عضلة القلب البعيدة عن موقع ربط الشريان التاجي الأيسر الأمامي (LAD). وتحت هذه الظروف، ظلت أجزاء من عضلة القلب تحت النخاب موجبة لصبغة TTC، مما يشير إلى الحفاظ على الأنسجة الحيوية (الشكل 2A، اللوحة السفلية). تكشف هذه النتائج عن أنماط متميزة لبقاء عضلة القلب بين بروتوكولي نقص التروية.

تم إجراء مزيد من البحث حول الحد الأدنى من مدة نقص التروية وإعادة التروية المطلوبة لتحفيز احتشاء عضلة القلب بشكل موثوق وقابل للتكرار في قلب فأر معزول. زادت إصابة عضلة القلب تدريجياً مع تمديد مدة نقص التروية من 30 min إلى 120 min (الشكل 3A). والجدير بالذكر أن حجم الاحتشاء تضاعف أكثر من مرتين بين 30 min (n = 3) و 45 min (n = 5) من نقص التروية، ويبدو أنه وصل إلى مرحلة من الثبات مع تمديد مدة نقص التروية إلى 60 min (n = 5)، و 90 min (n = 4)، و 120 min (n = 3) (الشكل 3B). وتشير هذه النتائج إلى أن حيوية عضلة القلب حساسة للغاية لمدة نقص التروية التي تتجاوز 30 min. ومقارنة بنموذج الاحتشاء العضلي القلبي in vivo (ivMI, n = 5)، أنتج نموذج الاحتشاء العضلي القلبي ex vivo (evMI, n = 8) أحجام احتشاء متطابقة تقريباً تحت مدد مماثلة من نقص التروية وإعادة التروية (36.88% ± 3.91% مقابل 37.8% ± 2.17%، p = 0.27)، مما يشير إلى أن إصابة عضلة القلب لم تتأثر بشكل جوهري بالتروية بالبلورات (crystalloid perfusion). ومع ذلك، أظهرت قلوب evMI جدران بطينية أكثر سمكاً وتجويفاً بطينياً مختزلاً، ويرجح أن يكون ذلك بسبب وذمة عضلة القلب المرتبطة بالتروية بالبلورات (الشكل 3C).

بالاستفادة من البيئة التي تخضع لسيطرة نسبية، والخالية من التأثيرات الخارجة عن القلب، تم تقييم التأثيرات الواقية للقلب الناتجة عن إيصال IL-6 داخل عضلة القلب. في القلوب الضابطة المعالجة بـ PBS، ظلت هناك خلايا عضلية قلبية حية مبعثرة ولكن يمكن قياسها (viable CMs؛ باللون الأحمر الداكن) قابلة للكشف ضمن المنطقة المحتشية/النخرية (اللون البيج)، حتى بعد 45 min من نقص التروية (الشكل 4؛ 1.05% ± 0.44%، SEM, n = 4). والجدير بالذكر أن إيصال IL-6 داخل عضلة القلب (i.m.؛ الأسهم) أدى إلى زيادة كبيرة في كمية الخلايا العضلية القلبية الحية، والتي تركزت بشكل أساسي حول موقع الحقن ضمن المنطقة المستهدفة (ROI؛ 4.08% ± 0.99%، SEM, n = 6؛ p = 0.005، Student’s t-test). وتشير هذه النتائج إلى أن IL-6 قد يعزز بقاء الخلايا العضلية القلبية بعد الإصابة بنقص التروية.

أخيرًا، ينطوي نموذج احتشاء عضلة القلب ex vivo الحالي على عدة عوائق محتملة قد تؤثر على إمكانية تكرار النتائج التجريبية. وكما هو موضح في الشكل 5، قد يؤدي انزلاق الرباط إلى انسداد غير كافٍ للشريان التاجي الأيسر النازل (LAD) وبقاء جزء كبير من عضلة القلب على قيد الحياة (4/168)، وفي الوقت نفسه، قد يحدث إعادة تروية غير مكتملة عند تضرر فروع الشريان LAD (12/168). بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يسبب الانصمام الهوائي أثناء قسطرة الأبهر إصابة في عضلة القلب (الأسهم، 7/168)، مما يجعل من الصعب التمييز بين الإصابة الإقفارية والإصابة الانصمامية لغرض التكميم. وأخيرًا، قد يحدث صبغ غير كافٍ بـ TTC عندما يتم تروية القلب بشكل مفرط (11/168)، مما يعيق بشكل كبير تحديد منطقة الاحتشاء.

figure-results-1
الشكل 1مخطط للتجهيزات التجريبية. صُمم نظام لانجندورف (Langendorff) ذو الضغط الثابت الذي يعمل بالجاذبية وبدون إعادة تدوير لتقديم محلول كريبس-هينسليت (KHB) المنظم الغني بالمغذيات والمؤكسج عند ضغط هيدروستاتيكي ثابت قدره 110 سم مائي.₂تم تسخين محلول KHB مسبقاً في البداية إلى 37 °C في خزان ثم يتم تزويده لعمود ضغط ذي غلاف مائي، حيث يوجد ضغط هيدروستاتيكي ثابت قدره 110 cmH2تم الحفاظ على O عن طريق منظم ضغط. غُمر القلب الذي يتم ترويته في حمام أعضاء ذي غلاف مائي وقابل للتعديل من حيث الارتفاع للحفاظ على درجة حرارة ثابتة تبلغ 37 °C طوال فترة التجربة (Aتم تحفيز احتشاء عضلة القلب عن طريق الربط المؤقت للشريان التاجي الأمامي النازل (LAD)، وذلك بعد إيقاف القلب باستخدام محلول شلل القلب على وسادة قطنية داخل طبق معدني مبرد مسبقاً (Bأُجريت العملية تحت مجهر ستيريو. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-results-2
الشكل 2: مقارنة بين احتشاء عضلة القلب (MI) الإقليمي والعالمي وتحديد حجم الاحتشاء. يؤدي احتشاء عضلة القلب العالمي إلى إصابة نقص تروية في جميع أنحاء القلب، كما يتضح من الصبغ الأصفر في صور TTC المجهرية. وبدت عضلة القلب الأذينية والمنطقة القمية أكثر مقاومة لنقص التروية وظلت حيوية بعد 45 min من نقص التروية العالمي الناتج عن انعدام التدفق (اللوحة العلوية في A). أما احتشاء عضلة القلب الإقليمي فيؤدي إلى إصابة نقص تروية في عضلة القلب البعيدة عن موقع ربط الشريان التاجي الأمامي النازل (LAD). وفي هذه الحالة، تُصبغ أجزاء من عضلة القلب تحت النخاب باللون الأحمر، مما يشير إلى الحفاظ على الأنسجة الحيوية (اللوحة السفلية في A). تم قياس حجم الاحتشاء باستخدام برنامج ImageJ، حيث تم تحديد المنطقة المحتشية/النخرية وعضلة القلب الحيوية بناءً على ألوان صبغهما المتميزة (B). وتم حساب بقاء الخلايا العضلية القلبية ضمن المنطقة المحددة (ROI) عن طريق تحديد النسبة المئوية للصبغ الأحمر الداكن في المنطقة المحددة المختارة (C). أشرطة المقياس: 1 mm. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-results-3
الشكل 3: تأثير مدة نقص التروية على حجم الاحتشاء. تفاقمت إصابة عضلة القلب تدريجياً مع زيادة مدة نقص التروية من 30 min إلى 120 min (A). تضاعف حجم الاحتشاء أكثر من مرتين بين 30 min (n = 3) و 45 min (n = 5) من نقص التروية، ويبدو أنه وصل إلى حالة من الاستقرار عند تمديد مدة نقص التروية إلى 60 min (n = 5)، و 90 min (n = 4)، و 120 min (n = 3) (B). ومقارنة بنموذج احتشاء عضلة القلب in vivo (ivMI, n = 5)، أنتج نموذج احتشاء عضلة القلب ex vivo (evMI, n = 8) أحجام احتشاء متطابقة تقريباً تحت مدد نقص تروية مماثلة (36.88% ± 3.91% مقابل 37.8% ± 2.17%، p = 0.27، وفق اختبار Student’s t-Test). وأظهرت قلوب evMI جداراً بطينياً أكثر سمكاً وتجويفاً بطينياً منخفضاً، ويرجح أن يكون ذلك بسبب وذمة عضلة القلب المرتبطة بتروية المحاليل البلورية (C). تمثل أشرطة الخطأ الانحراف المعياري للمتوسط (SDM). مقياس الرسم: 1 mm. يرجى الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-results-4
الشكل 4: عزز IL-6 بقاء الخلايا العضلية القلبية بعد الإصابة الإقفارية. أدى إيصال IL-6 داخل عضلة القلب (i.m.) في نموذج evMI إلى ظهور عدد ملموس من الخلايا العضلية القلبية القابلة للحياة (viable CMs؛ باللون الأحمر الداكن) داخل المنطقة المحتشية/النخرية (باللون البيج)، والتي تركزت بشكل أساسي حول موقع حقن IL-6 (الأسهم، اللوحة اليسرى). وكشف التكميم للخلايا العضلية القلبية القابلة للحياة ضمن المنطقة المحددة (ROI، المشار إليها بخطوط متقطعة) أن حقن PBS أدى إلى وجود جزء صغير فقط من عضلة القلب القابلة للحياة (1.05% ± 0.44%، SEM، n = 4)، بينما أدى حقن IL-6 إلى زيادة كبيرة في كمية الخلايا العضلية القلبية القابلة للحياة ضمن المنطقة المحددة (4.08% ± 0.99%، SEM، n = 6؛ p = 0.005، اختبار Student’s t-test). تمثل أشرطة الخطأ الانحراف المعياري للمتوسط (SDM). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-results-5
الشكل 5: نتائج غير مرضية أو غير ناجحة ناجمة عن فشل تقني. كما هو موضح في الإصابة النموذجية لعضلة القلب في نموذج احتشاء عضلة القلب ex vivo (يساراً)، يمكن عموماً التمييز بوضوح بين عضلة القلب الحية والنخرية في صبغ TTC النموذجي. ومع ذلك، قد تؤدي عدة إخفاقات تقنية إلى نتائج غير مرضية أو غير قابلة للتفسير. فقد يؤدي الربط غير الكافي للشريان LAD بسبب انزلاق الخيط الجراحي إلى بقاء جزء كبير من عضلة القلب على قيد الحياة رغم نقص التروية المطول. وقد يحدث نقص في إعادة التروية عندما تتضرر فروع الشريان LAD أثناء عملية الربط وتصبح بعد ذلك ضعيفة التروية، مما ينتج نمطاً يشبه ظاهرة "عدم تدفق الدم" الملحوظة سريرياً. وقد تظهر هذه المناطق تلوناً وردياً (الأسهم). كما يمكن أن يتسبب الانصمام الوعائي الدقيق الناتج عن فقاعات الهواء التي تدخل الدورة التاجية أثناء عملية القسطرة في إصابة عضلة القلب (الأسهم)، مما يجعل من الصعب التمييز بين الإصابة الإقفارية والإصابة الانصمامية لغرض القياس الكمي. وأخيراً، قد يحدث صبغ غير كافٍ بـ TTC عندما يتم تروية القلب بشكل مفرط، مما قد يسبب إصابة في عضلة القلب بعيداً عن نقص التروية. أشرطة القياس: 1 mm. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

ذروة القوة F (العدد = 19)F-steady (العدد = 19)ذروة التردد الراديوي (n = 19)RF-steady (العدد = 19)
المتوسطات (مل/دقيقة)2.540.7820.99
الانحراف المعياري0.590.290.560.53

الجدول 1: التدفق التاجي عند المستويات القصوى (F-peak) ومستويات الحالة المستقرة (F-steady) أثناء نقص التروية وإعادة التروية (RF-peak و RF-steady).

المناقشة

يعتمد نموذج احتشاء عضلة القلب ex vivo الحالي بشكل أساسي على أنظمة متطورة لتروية القلب بطريقة لانجندورف2. ومن الأخطاء الشائعة أثناء التحضير دخول فقاعات هوائية إلى الدورة التاجية، مما قد يتسبب في إصابة انصمامية ويؤدي إلى تضليل تقييم الإصابة الإقفارية. ولتجنب هذه المشكلة، من الضروري إجراء فحص دقيق لنظام التروية مباشرة قبل كل تجربة. وفي حال انحصار فقاعات هوائية صغيرة داخل نظام الأنابيب، فقد يساعد الشطف الارتجاعي باستخدام KHB لإزاحة الفقاعات وإعادتها إلى عمود الضغط في حل المشكلة.

تتمثل الخطوة المحورية في هذا البروتوكول في ربط الشريان التاجي الأمامي النازل (LAD). لذا، يعد التحديد البصري الدقيق للشريان LAD أمراً بالغ الأهمية في المقام الأول. وفي معظم الحالات، تصبح الأوعية التاجية شفافة بعد غسل القلب بمحلول PBS بارد جداً، مما يجعل الشريان LAD مميزاً بوضوح عن عضلة القلب المحيطة. علاوة على ذلك، تكتسب تقنية الربط السليمة والماهرة أهمية مماثلة، حيث أن الشد المفرط لخيط الجراحة من مادة Polypropylene مقاس 8-0 قد يؤدي إلى قطع الشريان LAD، مما يجعل إعادة التروية اللاحقة مستحيلة. ولتقليل هذا الخطر، يجب وضع قطعة صغيرة وناعمة (pledget) ذات حجم مناسب بين الخيط والوعاء الدموي لتوزيع قوة الربط وحماية الشريان التاجي من الإصابة الميكانيكية. ومع ذلك، فإن الإصابة الطفيفة في عضلة القلب الناتجة عن الربط أمر لا مفر منه، ولكنها عموماً لا تعيق التروية التاجية أو تؤثر على نتيجة التجربة. وأخيراً، وبما أن إصابة عضلة القلب حساسة للغاية لدرجة الحرارة13، فإن الحفاظ على درجة حرارة ثابتة طوال التجربة يعد أمراً في غاية الأهمية. وتحديداً في ظروف التروية ذات الضغط الثابت، قد يحدث فقدان للحرارة بين عمود التروية والقلب، ويختلف ذلك ديناميكياً بناءً على معدل التدفق التاجي14. وبالتالي، يمكن أن تؤدي هذه التقلبات إلى تغييرات في درجة حرارة عضلة القلب. وفي هذا السياق، يفضل استخدام حمام عضوي ذي غلاف مائي (water-jacketed organ bath) للحفاظ على ظروف حرارية مستقرة (الشكل 1A).

بمجرد التغلب على هذه التحديات التقنية، يوفر نموذج احتشاء عضلة القلب ex vivo منصة موثوقة وقابلة للتكرار لإحداث إصابة في عضلة القلب في قلب الفأر المعزول (الشكل 3A). وبناءً على ذلك، فإنه يمثل نظاماً تجريبياً قيماً لاستقصاء بقاء عضلة القلب بعد الاحتشاء، وتقييم التدخلات العلاجية الموجهة موضعياً، وإجراء تصوير عالي الدقة دون تداخل من الحركة التنفسية أو القلبية. وعلى الرغم من أن بروتوكول الاحتشاء العالمي بسيط تقنياً وقد استُخدم على نطاق واسع في دراسات سابقة4، إلا أن قصوره الرئيسي يكمن في أن مدة نقص التروية العالمي تقتصر عموماً على أقل من 45 min3. ونتيجة لذلك، وعلى عكس نموذج الاحتشاء الإقليمي، فإنه نادراً ما ينتج عنه احتشاء عبر الجدار (الشكل 2).

تتمثل إحدى الميزات الفريدة لنموذج احتشاء عضلة القلب ex vivo في غياب التأثيرات الجهازية، بما في ذلك التنظيم العصبي ومكونات الدم الجارية، مما يتيح للباحثين تقييم التأثيرات الموضعية المباشرة للتدخلات العلاجية على عضلة القلب8. وهذا الأمر وثيق الصلة بشكل خاص بالسيتوكينات مثل IL-6 ومسار إشارات PI3K/AKT المصب، والتي ثبت أنها توفر حماية قلبية في الخلايا العضلية القلبية المعزولة15. ومع ذلك، فإن التأثيرات القلبية لـ IL-6 في الجسم الحي in vivo غالباً ما تكون غير متسقة أو حتى متناقضة، لأن IL-6 ينشط الخلايا المناعية في الوقت نفسه ويعزز الاستجابات الالتهابية التي قد تبطل إجراءاته المباشرة في حماية القلب16. وتماشياً مع هذا المفهوم، أثبت نموذجنا ex vivo بشكل مقنع أن الإيصال الموضعي لـ IL-6 داخل عضلة القلب حافظ بشكل كبير على حيوية عضلة القلب بعد الإصابة الإقفارية17,18، مما يدعم وجود تأثير مباشر لحماية القلب من قبل IL-6 على الخلايا العضلية القلبية (الشكل 4).

نقر بوجود عدة قيود في نموذج احتشاء عضلة القلب خارج الجسم (ex vivo) الحالي؛ ففي الإعداد الحالي، لم يتم تقييم الوظيفة الانقباضية للقلب ضمن البروتوكول المتبع.3وذلك لأن الهدف الأساسي كان توصيف بقاء عضلة القلب في نموذج احتشاء عضلة القلب الإقليمي، ولأن خلل الوظيفة التقلصية يعكس القصور الوظيفي الذي يلي الإصابة بنقص التروية، ولكنه لا يشير بالضرورة إلى موت الخلايا العضلية القلبية.8علاوة على ذلك، فإن الـ خارج الجسم الحي يستبعد نموذج احتشاء عضلة القلب بطبيعته مكونات الدم الجارية، والخلايا المناعية، والتأثيرات العصبية الخلطية التي قد تساهم بشكل كبير في تطور احتشاء عضلة القلب وإعادة تشكيل القلب. في الجسم الحيوعلى الرغم من أن هذا الانخفاض في التعقيد الجهازِي يُعد ميزة رئيسية لـ خارج الجسم الحي نموذج احتشاء العضلة القلبية (MI)، كما أنه يحد من استخدامه الواسع في محاكاة الاستجابات الالتهابية والوعائية والعصبية والصماوية التي قد تحدث في الجسم الحيوأخيراً، وُجد أن التروية بالمحاليل البلورية ترتبط بحدوث وذمة في عضلة القلب، وهو ما استُدل عليه من خلال زيادة سمك جدار البطين ونقصان تجويف البطين مقارنةً بـ في الجسم الحي قلوب مصابة باحتشاء عضلة القلب. قد يؤدي الحدوث المعروف للوذمة إلى تغيير بنية عضلة القلب، وانتشار الأنسجة، واحتمالية التأثير على الحيوية الخلوية. وبناءً على ذلك، يجب اعتبار النموذج الحالي منصة مضبوطة لاستقصاء إصابة عضلة القلب والآليات الخاصة بالخلايا العضلية القلبية.

ومع ذلك، فإن نموذج احتشاء عضلة القلب ex vivo الموصوف هنا يمثل منصة بسيطة ومنخفضة التكلفة لتقييم بقاء عضلة القلب في غياب التأثيرات التنظيمية الخارجية. ونظراً للاستخدام المتزايد لنماذج الفئران المعدلة وراثياً، فقد يكون هذا النهج ذا قيمة خاصة لاستقصاء آليات الحماية القلبية باستخدام التصوير المتقدم، والتسجيل الفيزيولوجي الكهربائي، والتحليلات الجزيئية. بالإضافة إلى ذلك، يمكن تكييف هذا النموذج لاختبار التدخلات الدوائية أو الجينية الموضعية بشكل منهجي، ولتشريح الآليات الخاصة بالخلايا العضلية القلبية دون وجود عوامل مربكة جهازية. وبذلك، يوفر نموذج احتشاء عضلة القلب ex vivo منصة تجريبية تكميلية لتسهيل تحديد واستقصاء الآليات الميكانيكية لمسارات الحماية القلبية.

الإفصاحات

يصرح المؤلفون بعدم وجود أي تضارب في المصالح. كما يصرح المؤلفون بعدم استخدام أي أدوات ذكاء اصطناعي (AI) أو تقنيات مدعومة بالذكاء الاصطناعي التوليدي في صياغة هذا العمل، أو تحليل البيانات، أو إنشاء الأشكال التوضيحية، أو التحقق من صحته.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل من قبل المشروع العام لجمعية جيانغسو لطب المسنين (JGS2026MS019 لـ WO)، ومؤسسة التنمية الاجتماعية التابعة لإدارة العلوم والتكنولوجيا في مدينة تشنجيانغ (المنح رقم SH2023023 لـ H.Z. و SH2023057 لـ X.L.)، وبرنامج FoKo (المنحة رقم 23/2013 لـ ZD)، ومعهد أبحاث القلب والأوعية الدموية في دوسلدورف (CARID).

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
2,3,5-triphenyltetrazolium chlorideMilipore1.08380.0100كيماويات
قنيّة أبهريّةBD305895 (20 G)التروية الراجعة
AquamountBDH362262Hالتقطيع بالتجميد
ميزانOhaus-وزن الكيماويات
ملقط كبيرAESCULAP-أدوات جراحية
أجهزة تحليل غازات الدمRadiometerABL90 FLEX PLUSمحلل غازات
كلوريد الكالسيوم ثنائي الهيدراتFluka21097كيماويات
كاربوجينLinde4040152جهاز لانجيندورف
CellSensOlympusVersion 3.1.1برنامج تصوير
وسادات قطنيةBEESanaPZN-1330900أدوات جراحية
أغطية شرائحEprediaBB02400500A113MN20التقطيع بالتجميد
ميكروتوم تجميديLeicaM850التقطيع بالتجميد
D(+)-Glucose anhydrousMerck8337.1000كيماويات
ماء مقطر مزدوجMilipore-إذابة الكيماويات
إيثانول (100%)Merck64-17-5تنظيف الأنابيب
إيثانول (70%)VWRUN1170تنظيف الأنابيب
غشاء ترشيح (0.2 µm)Thermo Scientific8-000-230511جهاز لانجيندورف
مقياس تدفقTransonicT4S410جهاز لانجيندورف
شرائح مجهرية زجاجيةEngelbrecht11102التقطيع بالتجميد
عمود مائي زجاجيHomemade-جهاز لانجيندورف
حمض الهيدروكلوريكRothP074.1كيماويات
ImageJNIHversion 1.54gبرنامج
Interleukin-6Biolegend570804كيماويات
إيزوفلورانPiramal14150097146754كيماويات
مجهر ضوئيOlympusBX61التصوير
كبريتات المغنيسيوم سباعية الهيدراتMerck5886.1000كيماويات
مسبار تدفق طبيTransonic3PXNجهاز لانجيندورف
وعاء معدنيHomemade-أدوات جراحية
حقنة Micro-FineBD30G / 0.3 mLجهاز لانجيندورف
فأرJanvierC57BL/6Jحيوانات
عدسة شيئية (x 1.25)OlympusPlanApo 1.25X/0.04التصوير
مركب OCTSakura4583كيماويات
طبق بتريThermo Scientific172931جهاز لانجيندورف
محلول ملحي منظم بالفوسفاتRoth9143.1كيماويات
كلوريد البوتاسيومMerck4936.1000كيماويات
فوسفات ثنائي هيدروجين البوتاسيومMerck4873.1000كيماويات
خيط جراحة حريريF.S.T18020-60أدوات جراحية
كلوريد الصوديومSigmaaldrichSZBD0810Vكيماويات
بيكربونات الصوديومRoth6885.2كيماويات
بيروفات الصوديومSigmaaldrich113-24-6كيماويات
قطعة قطنية ناعمةDeknatelL-705أدوات جراحية
ملقط من الفولاذ المقاوم للصدأ (8m/m)F.S.T11052-10أدوات جراحية
مقص من الفولاذ المقاوم للصدأAESCULAPBC702Rأدوات جراحية
مقص من الفولاذ المقاوم للصدأAESCULAPBC257Rأدوات جراحية
مجهر مجسمLeicaMZ6أدوات جراحية
خيط جراحة (8-0)EthiconTG-108أدوات جراحية
حقنة (3 mL)B. Braun4617100Vالتروية الراجعة
صمام إيقاف ثلاثي الاتجاهاتB. Braun16494Cالتروية الراجعة
أنابيبTygonT3304-23جهاز لانجيندورف
حمام مائيHAAKEDC1/B3جهاز لانجيندورف
محلول ZamboniMorphisto12773.0050كيماويات

المراجع

  1. Pendexter CA, et al. Modified Langendorff perfusion method for extended perfusion times of rodent cardiac grafts. J Vis Exp. 2024;(208):66815.
  2. Bell RM, Mocanu MM, Yellon DM. Retrograde heart perfusion: the Langendorff technique of isolated heart perfusion. J Mol Cell Cardiol. 2011;50(6):940-950.
  3. Rossello X, Hall AR, Bell RM, Yellon DM. Characterization of the Langendorff perfused isolated mouse heart model of global ischemia-reperfusion injury: impact of ischemia and reperfusion length on infarct size and LDH release. J Cardiovasc Pharmacol Ther. 2016;21(3):286-295.
  4. Yang T, et al. Isolated perfused hearts for cardiovascular research: an old dog with new tricks. J Cardiovasc Transl Res. 2024;17(5):1207-1217.
  5. Martin TP, et al. Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation. Br J Pharmacol. 2022;179(5):770-791.
  6. Hurt CM, et al. Transient receptor potential vanilloid 1 regulates mitochondrial membrane potential and myocardial reperfusion injury. J Am Heart Assoc. 2016;5(9):3774.
  7. Herr DJ, Aune SE, Menick DR. Induction and assessment of ischemia-reperfusion injury in Langendorff-perfused rat hearts. J Vis Exp. 2015;(101):52908.
  8. Lindsey ML, et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2018;314(4):H812-H838.
  9. Zhu H, et al. Sfrp1 as a pivotal paracrine factor in the trained pericardial stem cells that foster reparative activity. Stem Cells Transl Med. 2023;12(12):137-150.
  10. Ouyang W, et al. An immunostaining-based approach for assessing myocardial viability in the infarcted mouse hearts. Front Cardiovasc Med. 2025;12:1598314.
  11. Ding Z, Zhang H, Bouvain P, Ding Z, Flögel U. A microscopic 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride assay for accurate and reliable analysis of myocardial injury. J Vis Exp. 2025;(225):68596.
  12. Ding Z, et al. A refined TTC assay precisely detects cardiac injury and cellular viability in the infarcted mouse heart. Sci Rep. 2024;14(1):25214.
  13. El Farissi M, et al. Hypothermia for reduction of myocardial reperfusion injury in acute myocardial infarction: closing the translational gap. Circ Cardiovasc Interv. 2021;14(8):010326.
  14. Ding Z, Gödecke A, Schrader J. Contribution of cytochrome P450 metabolites to bradykinin-induced vasodilation in endothelial NO synthase deficient mouse hearts. Br J Pharmacol. 2002;135(3):631-638.
  15. Smart N, et al. IL-6 induces PI 3-kinase and nitric oxide-dependent protection and preserves mitochondrial function in cardiomyocytes. Cardiovasc Res. 2006;69(1):164-177.
  16. Broch K, et al. Randomized trial of interleukin-6 receptor inhibition in patients with acute ST-segment elevation myocardial infarction. J Am Coll Cardiol. 2021;77(15):1845-1855.
  17. Fontes JA, Rose NR, Čiháková D. The varying faces of IL-6: from cardiac protection to cardiac failure. Cytokine. 2015;74(1):62-68.
  18. Preda A, et al. IL-6 in the spotlight: from cardiovascular pathophysiology to therapy. Eur J Clin Invest. 2026;56(1):e70161.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

القلب خارج الجسمتروية لانجندورفنموذج قلب الفأرربط الشريان التاجينقص التروية وإعادة الترويةحيوية الخلايا العضلية القلبيةصبغ TTCحجم الاحتشاءحماية القلب

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.