What factors determine which blood withdrawal method to use in mice and rats?

Blood withdrawal method selection depends on four key factors: the volume of blood needed, frequency of sampling, the animal's health status, and the technician's skill level. These considerations ensure the procedure is safe, effective, and appropriate for the specific research requirements. Different methods—retro-orbital, tail snip, and intracardiac—suit different experimental needs.

What is the difference between plasma and serum in blood samples?

Plasma is collected from whole blood with anticoagulant and contains fibrinogen and clotting factors. Serum is collected from whole blood without anticoagulant; after clotting, the top layer lacks fibrinogen and clotting factors. The choice depends on experimental requirements, as each sample type has distinct biochemical properties and applications.

Why is needle selection important for blood collection in rodents?

Needle selection depends on animal size and venipuncture site. Large bore needles cause less blood cell damage and enable rapid collection but risk vessel damage. Needle length matters too—if too long, blood may clot inside the needle. Appropriate sizes range from 18 to 29 gauge and 0.5 to 1.5 inches, with specific sizes recommended for each collection method.

How is the retro-orbital bleeding technique performed in mice?

After anesthetizing the animal with inhalation anesthetic, place it in lateral recumbency. Pull skin back along the jaw to induce eye protrusion. Insert a micro-hematocrit tube into the medial canthus at 30-45 degrees, rotating gently to rupture the ocular sinus. Blood flows by capillary action. Release skin to stop bleeding and allow minimum 10 days between repeated collections for tissue healing.

What are the main complications associated with retro-orbital bleeding?

Complications include excessive swelling causing eye protrusion and corneal drying, improper tube placement severing the optic nerve causing blindness, eyeball displacement, orbital bone fracturing, eye globe penetration, and hematoma formation. Despite these risks, when performed by a skilled technician on a fully anesthetized animal, retro-orbital bleeding remains an effective collection method.

How does tail snip collection differ from tail vessel nick collection?

Tail snip uses a sterile scalpel to cut the tail tip, allowing serial collections by disrupting the original scab. Tail vessel nick is less invasive, making a small cut over the lateral tail vein two-thirds from the rump. Both methods may contain tissue product contamination. Tail snips produce arterial and venous blood, while nicks target venous blood specifically.

What is the procedure for intracardiac blood collection and how much blood can be collected?

After euthanizing with carbon dioxide, hold the rodent by the scruff with body hanging vertically. Insert the needle bevel-up into the chest at the notch left of the xiphoid, parallel to the spine. Apply slight backpressure; blood flows if needle is in heart. Approximately half the total blood volume can be collected—about 1 mL from mice and 10 mL from rats using anesthesia induction and maintenance protocols.

سحب الدم I

0 مشاهدات11:51 د

1. النزيف المداري الرجعي

معدات
1. قم بإعداد جرة جرس ، أو غرفة تحريض للتخدير ، لإعطاء غاز مخدر مثل الأيزوفلوران. عند استخدام جرة الجرس ، من الضروري ألا يتلامس المخدر السائل مع ، لتجنب الامتصاص من خلال الجلد. يمكن استخدام منصة ذات ثقوب صغيرة.
2. يفضل استخدام أنابيب الهيماتوكريت الدقيقة التي تحتوي على 50-75 ميكرولتر. من غير المرجح أن تنكسر الأنابيب الملفوفة بمايلر بين أصابع المشغل ويجب اعتبارها إجراء أمان.
3. يتم وضع العديد من سماكة المناشف الورقية ، أو غيرها من المواد العازلة ، على سطح العمل للحفاظ على حرارة جسم أثناء العملية.
تحضير وتحديد موضع
1. يتم تخدير بمخدر استنشاقي ، مثل الأيزوفلوران ، في جرة جرس أو غرفة تحريض تخدير غازي ، لتأثيرها.
2. بمجرد تخدير بالكامل ، يتم إزالته ووضعه في الاستلقاء الجانبي.
3. تبرز العين عن طريق وضع إصبع على الجزء العلوي من الرأس وعلى طول خط الفك ، وسحب الجلد للخلف والأسفل.
4. تجنب الضغط على القصبة الهوائية ، حيث قد ينهار أو يسد مجرى الهواء مما يتسبب في الوفاة بسبب الاختناق.
سحب الدم
1. يتم وضع الميكروماتوكريت في القناة الإنسية للعين ويتم توجيهه ذيليا بزاوية 30-45 درجة من مستوى الأنف.
2. اضغط مع تدوير أنبوب الهيماتوكريت برفق. سيؤدي ذلك إلى قطع أغشية الملتحمة وتمزق الضفيرة العينية.
3. سوف يتدفق الدم إلى أنبوب الهيماتوكريت عن طريق العمل الشعري.
4. تجنب الضغط بعمق لدرجة أنك تصطدم بالعظم الموجود في الجزء الخلفي من تجويف العين.
5. بمجرد أن يبدأ الدم في التدفق ، حافظ على الضغط للحفاظ على العين بارزة.
6. لجمع أنابيب دم متعددة ، ليس من الضروري وضع الأنبوب التالي في الضفيرة العينية ، حيث سيستمر الدم في التدفق ويمكن جمعه لأنه يأتي من القناة الإنسية.
7. لوقف النزيف ، حرر الجلد واترك العين تعود إلى وضعها الطبيعي. اضغط على المدار لضمان الإرقاء.

الشكل 1. سحب الدم المداري الرجعي في الفئران.

2. إجراءات نزيف الذيل: قص الذيل الذيل

معدات
1. يتم استخدام شفرة مشرط معقمة ، ويفضل أن تكون شفرة رقم 11 أو شفرة حلاقة أحادية الجانب ، لإجراء البتر الأولي لطريقة قص الذيل. لا ينبغي استخدام المقص لأن القطع الذي يتم إجراؤه بواسطة المقص يسحق ، مما يعزز التخثر ويقلل من تدفق الدم. بالنسبة لإجراء شق الذيل ، يتم استخدام شفرة مشرط رقم 11 أو 15 لإجراء القطع.
2. يتم إعداد أنبوب تقييد يسمح بالوصول إلى ذيل الفأر.
3. تستخدم المناشف الورقية الماصة أو الشاش كركيزة لأداء قصاصة الذيل.
4. مطلوب أيضا أنابيب التجميع أو أنابيب الهيماتوكريت.
5. يجب أن يكون مسحوق Styptic متاحا للمساعدة في الإرقاء.
ضبط النفس
1. يتم وضع في الأنبوب بحيث يمكن الوصول إلى الذيل. بالنسبة للقيود من نوع بروم ، يتم سحب أولا إلى الأنبوب. بالنسبة للأنابيب الأخرى ، يتم وضع رأس أولا.
2. يتم تأمين في الأنبوب بحيث لا يمكنها الالتفاف أو سحب الذيل.
3. ستسمح بعض الفئران بقص الذيل وجمع الدم بأقل قدر من ضبط النفس اليدوي إذا سمح لها بالاستيلاء على سطح خشن.
4. ستحتاج بعض الفئران إلى التخدير الاستنشاقي لهذه الطريقة في جمع الدم.
سحب الدم
1. يمسح الذيل بالماء الدافئ لإزالة الحطام والتسبب في توسع طفيف للأوعية. لا تستخدم الماء الساخن.
2. بالنسبة لقصاصة الذيل ، يتم تمديد الذيل ، ويتم قطع نهاية الذيل (0.5-1 مم للفئران وما يصل إلى 2 مم للفئران) بشفرة المشرط.
3. بالنسبة لنك الذيل ، يتم تمديد الذيل ، ويتم إجراء قطع بشفرة المشرط حوالي 2/3 المسافة من الردف ، مباشرة فوق وريد الذيل الجانبي.
4. يمكن ضرب الذيل من الردف إلى الطرف لتشجيع تدفق الدم. ومع ذلك ، سيؤدي ذلك إلى تقليل جودة العينة.
5. يتم جمع الدم من الحافة أو الشق باستخدام أنابيب الهيماتوكريت أو السماح له بالتنقيط في قارورة التجميع.

3. جمع الدم القلبي

معدات
1. بالنسبة للماوس ، يفضل استخدام حقنة 3 سم مكعب بإبرة قياس 22-25 × 1 بوصة. المحاقن الأصغر ليس لها نفس الضغط الخلفي ويمكن أن تجعل سحب الدم أكثر صعوبة. الإبر التي تقل عن مقياس 25 تقيد تدفق الدم ، مما يؤدي إلى زيادة التخثر وتلف خلايا الدم. قد لا تصل الإبر الأقصر من 1 بوصة إلى مستوى القلب عند الاقتراب من الحجاب الحاجز.
2. بالنسبة للفئران ، يفضل استخدام حقنة 10-12 سم مكعب بإبرة قياس 18 × 1.5 بوصة. اعتمادا على حجم الجرذ ، قد لا تحتوي المحقنة الأصغر على حجم الدم بالكامل المراد جمعه ، وبالتالي يجب تغيير المحقنة أثناء العملية. الإبر الأصغر من 20 تقيد تدفق الدم ، مما يؤدي إلى زيادة التخثر. قد لا تصل الإبر الأقصر من 1.5 بوصة إلى مستوى القلب عند الاقتراب من الحجاب الحاجز.
3. يتم استخدام أنبوب جمع الدم بحجم كاف لاحتجاز الدم الذي تم جمعه.
ضبط النفس
1. ضبط النفس المناسب ضروري لنجاح هذه الطريقة. يتم تثبيت بواسطة القفص مع تعليق الجسم عموديا. من المهم أن يكون الجسم مستقيما لمنع انحراف القلب أو التواء الصدر.
2. الموقف البديل هو الاستلقاء الظهري عند وضع الإبرة بين الأضلاع على الجانب الأيسر للحيوان. هذا مفيد بشكل خاص للفئران الكبيرة جدا أو عندما تنزف متعددة.

الشكل 2. سحب الدم القلبي مع الماوس عموديا.

سحب الدم
1. النهج من الجانب الخلفي ، ثقب الحجاب الحاجز يمكن إنجازه بسهولة أكبر عندما يتم تثبيت الفأر أو الجرذ عموديا بواسطة القفص.
  1. يتم تقدم الإبرة في الشق الموجود على يسار خنجري.
  2. يجب أن تكون الإبرة موازية للعمود الفقري وتوضع تحت الأضلاع مباشرة.
  3. يقع القلب تقريبا على مستوى الكوع.
  4. ضع الإبرة ، شطبة ، في الصدر ، وثقب القلب.
  5. ضع ضغطا خلفيا طفيفا باستخدام المحقنة. إذا كانت الإبرة في القلب ، فسوف يتدفق الدم إلى المحقنة.
  6. انتظر حتى يملأ الدم المحقنة قبل إضافة ضغط خلفي إضافي على المحقنة.
2. يتطلب النهج الجانبي من الجانب الأيسر للحيوان وضع في الاستلقاء الظهري.
  1. يتم قياس نقطة الدخول مقابل نقطة الكوع على جدار الصدر. يقع القلب تقريبا على مستوى الكوع.
  2. يتم إدخال الإبرة بشكل عمودي على مستوى الطاولة عند نقطة في منتصف الطريق على جدار الصدر كما تم قياسها ظهريا وبطنيا.
  3. ضع الإبرة ، شطبة ، في الصدر ، وثقب القلب.
  4. ضع ضغطا خلفيا طفيفا باستخدام المحقنة. إذا كانت الإبرة في القلب ، فسوف يتدفق الدم إلى المحقنة.
  5. انتظر حتى يملأ الدم المحقنة قبل إضافة ضغط خلفي إضافي على المحقنة.

الشكل 3. سحب الدم القلبي بالفأر في وضع الاستلقاء الظهري.

نصائح تقنية
1. يقع القلب الطبيعي مع القمة التي تشير إلى اليسار. في حالات نادرة ، قد ينعكس القلب ، مما يؤدي إلى صعوبة في ثقب القلب.
2. قد يؤدي الضغط الخلفي المفرط على المحقنة إلى انهيار القلب ، مما يؤدي إلى انسداد شطبة الإبرة وإيقاف تدفق الدم إلى المحقنة.
3. سيؤدي الضغط الخلفي وإطلاقه بشكل متكرر إلى بدء التخثر في المحقنة.
4. يمكن أن يؤدي الضغط بلطف على الكبد إلى إجبار حجم دم إضافي على دخول الدورة الدموية ، مما يجعله متاحا للانسحاب.

4. سحب الدم في الوريد الأجوف الخلفي

معدات
1. تستخدم حقنة السل بإبرة قياس 25-29 لجمع الدم في الفأر. بالنسبة للفئران ، يلزم وجود حقنة 10-12 سم مكعب بإبرة قياس 22-25 × 1 بوصة.
2. هناك حاجة إلى منصة جراحية أو صينية تشريح أو أي سطح آخر لتأمين ، جنبا إلى جنب مع أربطة أو شريط أو دبابيس لتثبيت الأطراف في موضعها.
3. التخدير عن طريق الحقن أو التخدير بالاستنشاق ضروري. في حالة استخدام التخدير الاستنشاقي ، فمن المستحسن أن يتم توصيل التخدير عبر مبخر دقيق مع مخروط أنف. طول الإجراء هو أن استخدام غرفة الحث دون توصيل غاز مخدر إضافي لن يوفر وقتا كافيا لإكمال سحب الدم قبل أن ينتعش.
4. مطلوب مقص قزحية للفأر ، أو مقص حاد حاد لغرفة العمليات للفئران ، جنبا إلى جنب مع ملقط الإبهام الصغير الرضحي ، وإسفنجة شاش 2 × 2.
ضبط النفس
1. عندما يتم تخدير بالكامل ، على النحو الذي يحدده قرصة إصبع القدم أو قرصة الذيل ، يتم وضع في الاستلقاء الظهري.
2. يتم تثبيت الأطراف على المنصة بشريط أو دبابيس. يجب تمديد الأطراف بعيدا عن الجسم.
انسحاب
1. يتم رفع الجلد ويتم إجراء قطع عرضي صغير من خلال الجلد فوق الحوض مباشرة عند الإناث ، أو فوق القلفة عند الذكور.
2. يتم وضع نقطة المقص في الجرح ، ويتم إجراء شق خط الوسط عبر الجلد من الحوض / القلفة إلى الخنجري.
3. ينعكس الجلد بشكل جانبي على كل جانب. قد يكون التشريح الحاد ضروريا لفكه من العضلة الأساسية.
4. يتم رفع العضلات ، ويتم إجراء قطع عرضي صغير من خلال العضلة الموجودة فوق قطع الجلد مباشرة.
5. يتم وضع نقطة المقص في البطن ويتم إجراء شق في خط الوسط من خلال العضلة إلى الخنجري. تأكد من توجيه نقطة المقص لأعلى لتجنب قطع أي أعضاء.
6. قطع عرضيا على طول منحنى الأضلاع على كل جانب. توخي الحذر الشديد حتى لا يثقب الكبد.
7. حرك الأمعاء برفق إلى يسار لكشف الوريد الأجوف الخلفي.
8. ضع وسادة شاش على الكبد ، ووضع السبابة والإصبع الأوسط على الكبد.
9. من ناحية أخرى ، أدخل الإبرة ، شطبة لأعلى ، في الوريد الأجوف في منتصف الطريق بين تقاطع الأوعية الكلوية والتشعب الحرقفي.
10. اسحب الدم ببطء أثناء الضغط على الكبد.

الشكل 4. سحب الدم من الوريد الأجوف الخلفي.

المصدر: كاي ستيوارت ، RVT ، RLATG ، CMAR. فاليري أ. شرودر ، RVT ، RLATG. جامعة نوتردام ، إنديانا

يعد جمع الدم مطلبا شائعا للدراسات البحثية التي تشمل ا…