A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study <em>Drosophila</em> Motor Neuron Degeneration

Erika B. Danella; Lani C. Keller

doi:10.3791/56128

A بسيطة العصبية الميكانيكية إصابة منهجية للدراسة ذبابة الفاكهة موتور العصبون التنكس

JoVE Journal
Neuroscience

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

JoVE Journal Neuroscience

A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

A بسيطة العصبية الميكانيكية إصابة منهجية للدراسة ذبابة الفاكهة موتور العصبون التنكس

Full Text

5,888 Views

04:18 min

July 19, 2017

DOI: 10.3791/56128-v

Erika B. Danella¹, Lani C. Keller¹

¹Department of Biological Sciences,Quinnipiac University

Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Overview

This study presents a cost-effective method for inducing mechanical injury to segmental nerves in Drosophila larvae, allowing for visualization and quantification of neurodegeneration at the neuromuscular junction (NMJ). By utilizing this approach, researchers can investigate the cellular events associated with neurodegeneration, providing crucial insights into the underlying mechanisms of neuronal injury.

Key Study Components

Area of Science

Neurodegeneration
Neuroscience
Model Organisms

Background

Drosophila larvae serve as an ideal model for studying neurodegenerative processes.
Understanding the time sequence of events in neurodegeneration is critical for advancing research.
This method is accessible and compatible with standard Drosophila laboratory equipment.
Previous studies have shown that injuries can result in significant changes at the NMJ.

Purpose of Study

To develop a simple method to injure Drosophila segmental nerves.
To visualize and quantify neurodegeneration of motor neurons.
To elucidate the cellular events that lead to neurodegeneration in a model organism.

Methods Used

The primary platform involves mechanical injury to segmental nerves in Drosophila larvae.
The biological model used is third instar Drosophila larvae, where segmental nerves are targeted.
No multiomics workflow is explicitly mentioned in the text.
Prior to injury, larvae are anesthetized, rolled for nerve visibility, and then subjected to mechanical injury with forceps.
Post-injury care includes placement on agar plates with yeast paste for feeding.

Main Results

Injured larvae exhibited neurodegeneration indicated by the absence of presynaptic active zone proteins at the NMJ.
While some larvae may experience high mortality rates, appropriate injury levels can be achieved to allow for study.
This method enables the tracking of neurodegenerative processes over time.
Research confirms the potential for this method to explore critical neurodegeneration dynamics.

Conclusions

This study demonstrates a viable approach for investigating neurodegeneration in a model organism.
The method allows for detailed analysis of neuronal injury and subsequent cellular responses.
Insights gained can enhance our understanding of neurodegenerative mechanisms and inform future studies in related areas.

Frequently Asked Questions

What are the advantages of the method described?

The method is inexpensive and utilizes equipment commonly found in Drosophila labs, making it widely accessible for researchers.

How is the injury to the larvae administered?

Injury is induced by mechanically crushing the segmental nerves with forceps while ensuring the cuticle remains intact.

What types of data can be obtained from this method?

The technique allows for visualization and quantification of neurodegeneration, particularly changes at the neuromuscular junction.

How can this method be adapted for different experiments?

Researchers can adjust the crushing force or the duration of recovery to study various levels of neurodegeneration and cellular responses.

What limitations should be considered when using this approach?

Care must be taken to apply appropriate force to avoid excessive mortality and ensure that neurodegeneration can be accurately measured.

How does this study contribute to neurodegenerative research?

It provides a practical platform for exploring the cellular mechanisms of neurodegeneration, paving the way for future research in this critical area.

نحن هنا وصف طريقة بسيطة ويمكن الوصول إليها على نطاق واسع لإصابة الأعصاب القطعي في يرقات ذبابة الفاكهة لتصور وكمية التنكس العصبي من الخلايا العصبية الحركية في تقاطع عصبي عضلي (نمج) من اليرقات الطور الثالث.

الهدف العام من هذا الإجراء هو إحداث إصابة ميكانيكية للخلايا العصبية الحركية في ذبابة الفاكهة اليرقات. يمكن أن تساعد هذه الطريقة في الإجابة على الأسئلة الرئيسية في مجال البحوث التنكسية العصبية مثل التسلسل الزمني للأحداث الخلوية التي تؤدي إلى التنكس العصبي. تتمثل المزايا الرئيسية لهذه التقنية في أنها غير مكلفة وتستخدم معدات تمتلكها معظم مختبرات ذبابة الفاكهة بالفعل.

تمتد الآثار المترتبة على هذه التقنية نحو فهم الآليات الجزيئية التي تدفع التنكس العصبي. لبدء البروتوكول ، حدد 10 يرقات من الطور الثاني أو الثالث من قارورة أو زجاجة ذبابة الفاكهة تحتوي على يرقات الطور الثالث المتجولة التي تم زراعتها عند 25 درجة مئوية. استخدم الملقط لالتقاط اليرقات الفردية بعناية بواسطة ملقط أو فرشاة رسم دون ضغطها.

ضع اليرقات ال 10 مباشرة في طبق زجاجي يحتوي على 1x PBS بارد لإزالة أي بقايا طعام وإبطاء حركة اليرقات. حدد يرقات الطور الثالث من خلال فتحاتها التنفسية الأمامية واليرقة الثانية من خلال حجمها الأصغر والفتحات التنفسية الأمامية الشبيهة بالهراوة. ضع كل يرقة على جهاز تخدير CO2.

تحت مجهر تشريح ، قم بلف كل يرقة بعناية على جانبها الظهري لتصور الأعصاب المقطعية في جميع أنحاء البشرة. من الضروري دحرجة كل يرقة بعناية على جانبها الظهري من أجل تصور الأعصاب المقطعية من خلال بشرة قبل الإصابة. بدءا من خطافات الفم ، ضع حجم 5 ملقط ما يقرب من نصف إلى ثلثي الطريق على طول اليرقة.

بمجرد وضعه ، اضغط على ما يقرب من ثلث البشرة البطنية التي تحتوي على الأعصاب المقطعية بحجم 5 في الأمام. لضمان إصابة الأعصاب المقطعية اليرقية ، استخدم قوة كافية لسحق الأعصاب المقطعية ولكن اترك البشرة سليمة. لتحديد المقدار الصحيح للقوة ، سحق 10 يرقات وتأكد من أن معدل الوفيات بعد خمس ساعات أقل من 50٪ بعد الإصابة ، انقل اليرقات بعناية إلى طبق أجار عصير الفاكهة يحتوي على حوالي 0.5 جرام من معجون الخميرة.

ضع كل يرقة بحيث يكون نهايتها الأمامية على عجينة الخميرة لمواصلة التغذية. ضع أطباق أجار تحتوي على عجينة الخميرة و 10 يرقات مصابة في قاع طبق بتري فارغ مقاس 100 × 15 ملم. قم بتغطية طبق بتري بمنشفة ورقية مبللة ، مع التأكد من أن المنشفة الورقية لا تلمس اليرقات أو ألواح الأجار.

ثم ضع طبق بتري في وعاء محكم الغلق في درجة حرارة الغرفة. أخيرا ، استرجع اليرقات للتشريح بعد فترات محددة بعد الإصابة. قبل الإصابة ، تظهر التقاطعات العصبية العضلية من النوع البري ، أو NMJs ، علامة المنطقة النشطة قبل المشبكية Brp في وضع علامة ما بعد المشبكي Dlg في جميع أنحاء NMJ بأكمله.

يمكن أن تؤدي الإصابة الميكانيكية للأعصاب المقطعية إلى التنكس العصبي المعتدل إلى الشديد حيث تفتقر الباتونات الملطخة ب Dlg الآن إلى بروتين المنطقة النشطة قبل المشبكي Brp. بعد تطويرها ، مهدت هذه التقنية الطريق للباحثين الذين يدرسون إصابة الخلايا العصبية لاستكشاف التسلسل الزمني للأحداث الخلوية التي تؤدي إلى التنكس العصبي عند التقاطع العصبي العضلي في ذبابة الفاكهة.

View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos