Name: توليد فعال ومتسق لظهارة صبغية شبكية العين / المشيمية من العين البشرية للتحليل النسيجي (فيديو) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-10-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
Description: تعلم تقنية تشريح فعالة لفصل الظهارة الصبغية الشبكية عن شبكية العين البشرية. تتيح هذه الطريقة إنشاء نماذج مسطحة كاملة لتحليلها النسيجي والمورفومتري بدقة عالية.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

نشكر المعهد الوطني للعيون (NEI) مركز الأنسجة على استخدام Zeiss Axio Scan.Z1. كما نشكر المتبرعين وعائلاتهم وشبكة البصر المتقدم ومعهد ليونز للعيون على كرمهم. تم دعم هذا العمل من قبل صناديق NEI IRP (رقم المنحة ZIA EY000533-04).

تم الحصول على الكرات البشرية للجثث من شبكة الرؤية المتقدمة (برمنغهام ، ألاباما). يعفى العمل المنجز على أنسجة الجثث من قبل مجلس المراجعة المؤسسية للمعاهد الوطنية للصحة من لجنة أخلاقيات البحث.
1. شحنة العين الكرة الأرضية
<ol><li>بعد الاستئصال ، اشحن كرات العين الطازجة في حاوية مملوءة بالثلج المثلج DPBS 1x مع Ca 2+ و Mg2+. ملاحظة: من الأفضل تشريح العين في غضون 24 ساعة بعد الاستئصال. لا يتم تغيير مورفولوجيا RPE خلال هذه النافذة الزمنية.</li>
</ol>2. إعداد قالب السيليكون
<ol><li>قطع الجزء السفلي 20 مم من أنبوب دائري القاع بقطر 25 مم. ضعه في قاعدة قارب وزن مربع (81 مم × 81 مم × 25 مم).</li>
	<li>امزج مكونين من مجموعة المطاط الصناعي السيليكوني بنسبة 10: 1 ، مع الانتباه إلى عدم حبس الهواء. صب المزيج في وعاء الوزن الذي يحتوي على القطعة الكروية للأنبوب المستدير القاع.</li>
	<li>علاج السيليكون في درجة حرارة الغرفة بين عشية وضحاها. قم بإزالة قارب الوزن والأنبوب المستدير القاع من قالب السيليكون المعالج.</li>
</ol>3. تشريح RPE
<ol><li>تنظيف الصلبة من كرة العين الطازجة من العضلات والأنسجة الضامة. ثبت العين على قالب السيليكون باستخدام إبر 27 جم ملولبة عبر الصلبة. املأ تجويف القالب ب DPBS 1x مع Ca 2+ و Mg2+. ملاحظة: انتبه لعدم اختراق حجرة العين. يجب أن تمر الإبر فقط عبر الصلبة.</li>
	<li>استخدم حقنة سعة 1 مل وإبرة 21 جم لحقن ~ 400 ميكرولتر من محلول D-mannitol 1700 mOsm في الجسم الزجاجي. أدخل الإبرة من خلال pars plana لتجنب ثقب الغرفة الأمامية للعين. اترك العين في درجة حرارة الغرفة لمدة ~ 45 دقيقة.</li>
	<li>قطع فتح الغرفة الأمامية على مستوى pars plana باستخدام زوج من المقص الدقيق والملقط. املأ حجرة العين الخلفية ب DPBS 1x ب Ca 2+ و Mg2+. تحت المجهر المجسم ، قم بتوطين البقعة (البقعة الصفراء على شبكية العين).</li>
	<li>في حالة توفر قاطع زجاجي جراحي ، قم بإزالة الجسم الزجاجي واستبدله ب DPBS 1x ب Ca 2+ و Mg2+. بدلا من ذلك ، حاول رفع الجسم الزجاجي بالملقط وقصه بمقص ناعم.</li>
	<li>مع الانتباه إلى الحفاظ على المنطقة البقعية ، قم بقص العين إلى أرباع: الأنف ، الزماني ، العلوي ، والأدنى. قم بإزالة الإبر إذا كانت في الطريق.</li>
	<li>انقل الحجرة الخلفية للعين إلى طبق بتري 100 مم يحتوي على DPBS 1x مع Ca 2+ و Mg2+. قبل إزالة الشبكية ، ضع علامة على البتلة التي تحتوي على البقعة عن طريق عمل قطع صغير (على شكل حرف V) في الهامش الهدبي. رفع وقطع كل الجسم الزجاجي الذي يضع على شبكية العين.</li>
	<li>ارفع الشبكية برفق من جوانب متعددة باستخدام ملعقة منحنية أو زوج من الملقط للتحقق مما إذا كانت الشبكية قد انفصلت عن RPE وللسماح لبعض السوائل بالدوران بين الطبقتين. ملاحظة: ستظل شبكية العين متصلة في المحيط (الحواف الهدبية) وفي العصب البصري.</li>
	<li>قطع شبكية العين من الهوامش الهدبية في جميع بتلات ، وضمان عدم خدش RPE. ضع الأنسجة في 4٪ PFA واحتضانها لمدة ~ 1 ساعة. اغسل 3x مع DPBS 1x مع Ca 2+ و Mg2+. انقل المنديل إلى وعاء مملوء ب DPBS 1x مع Ca 2+ و Mg2+ وقم بتخزينه في 4 درجات مئوية. ملاحظة: في هذه المرحلة ، يتم توصيل الشبكية فقط بالعصب البصري. هذه نقطة توقف في هذه التجربة.</li>
	<li>انقل العينة إلى طبق بتري 100 مم يحتوي على DPBS 1x مع Ca 2+ و Mg2+. لكمة رأس العصب البصري مع لكمة خزعة 1.5 ملم وجمع شبكية العين. قم بتخزين شبكية العين العصبية في DPBS 1x مع Ca 2+ و Mg2+ عند 4 درجات مئوية. ملاحظة: قبل لكمة رأس العصب البصري ، تأكد من قطع العصب البصري قدر الإمكان على جانب الصلبة. سيؤدي ذلك إلى زيادة دقة اللكمة. إن تثقيب العصب البصري بعد تثبيت التثبيت المسطح في 4٪ PFA يقلل من تلف خلايا RPE الموجودة حول العصب البصري.</li>
	<li>قم بإزالة الصلبة من RPE / المشيمية عن طريق رفع طبقة RPE / المشيمية برفق من المحيط وقطع الأوعية المشيمية والأنسجة الضامة الموجودة بين الصلبة و RPE باستخدام مقص زنبركي Vannas. بمجرد فصل RPE / المشيمية تماما عن الصلبة ، قم بتجميع طبقة RPE / المشيمية. انقل المنديل إلى وعاء مملوء ب DPBS 1x مع Ca 2+ و Mg2+ وقم بتخزينه في 4 درجات مئوية. ملاحظة: في هذا الوقت، يمكن إيقاف التجربة مؤقتا.</li>
</ol>4. تلطيخ
<ol><li>انقل RPE / المشيمية إلى بئر واحد من لوحة 6 آبار. قم بحظر العينة واختراقها في DPBS 1x باستخدام Ca 2+ و Mg 2+ مع 1٪ ألبومين مصل بقري (BSA) و 0.5٪ توين20 و 0.5٪ Triton X-100 لمدة 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة.</li>
	<li>احتضان العينة مع phalloidin مترافق مع 647 فلوروفور عند تخفيف 1: 250 في DPBS 1x مع Ca 2+ و Mg 2+ مع 1٪ BSA و 0.5٪ توين20 و 0.5٪ Triton X-100 لمدة 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة. اغسل 3x في DPBS 1x مع Ca 2+ و Mg2+.</li>
	<li>انقل عينة RPE / المشيمية إلى شريحة زجاجية مقاس 50 مم × 75 مم وقم بتسطيحها. قطع كل "بتلة" إلى قسمين لجعل العينة أكثر تملقا. إيلاء الاهتمام للبقعة. ارسم محيطا من الحامل المسطح بقلم كاره للماء.</li>
	<li>لإخماد التألق الذاتي للليبوفوسين ، أضف 500 ميكرولتر من محلول إخماد التألق الذاتي المخفف إلى 1:20 في 70٪ إيثانول واحتضانه في درجة حرارة الغرفة لمدة دقيقتين.</li>
	<li>اغسل جيدا (3x على الأقل) في DPBS 1x مع Ca 2+ و Mg2+. قم بإزالة DPBS وأضف وسيط التركيب. ضع غطاء زجاجي على الحامل المسطح وأغلقه بطلاء الأظافر.</li>
	<li>قم بتصوير الحامل المسطح باستخدام مجهر مضان (يفضل استخدام هدف 10x أو 20x).</li>
</ol>5. تحليل REShAPE
ملاحظة: نظرا لأن الخوارزمية المستندة إلى REShAPE المستندة إلى الذكاء الاصطناعي تم تدريبها على صور 10x و 20x ، فمن المستحسن بشدة استخدام هدف 10x أو 20x عند التصوير. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فستحتاج الصور إلى إعادة قياسها وفقا لذلك.
<ol><li>إذا تم الحصول على الصور بأكثر من قناة فلورية واحدة ، فقم بعزل القناة المستخدمة للحصول على حدود الخلية. قم بتصدير الصور كملفات TIF بتدرج الرمادي 16 بت. ملاحظة: لا يلزم تصدير الصور التي تم الحصول عليها بملحق الملف .czi كملفات TIF ولكن لا تزال القناة التي تحتوي على حدود الخلية بحاجة إلى عزلها.</li>
	<li>قم بتثبيت البرنامج على أنظمة Windows x64 أو Linux (Centos 7). ملاحظة: يمكن العثور على البرنامج والتعليمات الخاصة بالتثبيت في https://github.com/nih-nei/REShAPE.</li>
	<li>افتح البرنامج (الشكل 1).</li>
	<li>في علامة التبويب الدلائل ، حدد مجلدات الإدخال والإخراج. في دليل الإدخال، حدد المجلد الذي يحتوي على الصور. في دليل الإخراج ، دع البرنامج يغير المسار تلقائيا إلى "دليل الإدخال / المعالجة". بدلا من ذلك ، قم بتغيير دليل الإخراج يدويا. ملاحظة: سيقوم البرنامج بالتكرار من خلال جميع الصور الموجودة في مجلد الإدخال.</li>
	<li>في علامة التبويب خيارات تجزئة NN ، اختر الإعدادات التالية لتجزئة الصورة:<ol><li>حجم الدفعة: اكتب قيمة 20 في مربع النص كنقطة بداية جيدة ، ولكن قم بخفضها إذا نفد النظام من وحدات معالجة الرسومات (GPUs). ملاحظة: يتم تقسيم الصورة الأصلية إلى مربعات أصغر للمعالجة. يحدد حجم الدفعة عدد المربعات التي يمكن معالجتها مرة واحدة.</li>
		<li>استخدام GPU؟: إذا لم يكن لدى النظام موارد GPU كافية ، فحدد المربع لا.</li>
		<li>مقياس داخلي: باستخدام القائمة المنسدلة ، قم بتغيير القياس الداخلي من لا شيء في الحالات التي لم يتم فيها الحصول على الصور بهدف 10x أو 20x. على سبيل المثال ، قم بتصغير حجم الصور 40x إلى نصف الحجم باستخدام زر 1/2 . خيارات إعادة القياس المتاحة في القائمة المنسدلة هي كما يلي: 5x ، 2x ، لا شيء ، 1/2 ، 1/5. ملاحظة: تم تدريب التعلم الآلي على صور 10x و 20x. قد لا يتعرف على حدود الخلية من الصور الملتقطة بتكبيرات أخرى. في هذه الحالة ، ستظهر الصور الثنائية سوداء تماما.</li>
		<li>مرشح Arti: استخدم علامة تبويب مرشح القطع الأثرية لإزالة الجسيمات شديدة السطوع (الحطام أو أجزاء صغيرة من شبكية العين أو النسيج الضام حول العصب البصري) التي قد تكون موجودة في الصورة وقد تتداخل مع تجزئة حدود الخلية. لا يتم استخدام أي مرشح بشكل افتراضي. خيارات التصفية الاصطناعية في القائمة المنسدلة هي كما يلي: منتظم وقوي وضعيف.</li>
	</ol></li>
	<li>في صفحة خيار الصورة المتجانبة ، قم بإدراج قيمة في مربع النص لتحديد مقدار التداخل بين بلاطة الصورة عن طريق ضبط معلمة بلاط اللوحة حسب . عادة ما يعمل تداخل 100 بكسل بشكل جيد.</li>
	<li>في علامة التبويب خيارات رسم الإخراج ، قم بضبط إعدادات إنشاء خريطة الحرارة:<ol><li>إعادة بناء الصور المتجانبة؟: إذا لم يكن لدى النظام موارد كافية لتحليل الصور الكبيرة ، فحدد المربع لا للسماح للبرنامج بإكمال التحليل عن طريق حفظ المربعات الفردية دون إعادة بناء الصورة بأكملها.</li>
		<li>إنشاء صور ملونة: لإنشاء خرائط حرارية ، حدد الكل من القائمة المنسدلة.</li>
		<li>بالنسبة للتلوين ، اختر أيا من لوحات الألوان المختلفة المتوفرة في القائمة المنسدلة: حراري ، أخضر ، Mpl-magma ، طور ، حريق ، جيت ، سماوي ساخن.</li>
		<li>بالنسبة إلى تنسيق الصورة، احفظ الصور بتنسيق TIF أو PNG عن طريق تحديد أحد الخيارات في علامة التبويب.</li>
		<li>فيما يتعلق باستخدام الحدود اليدوية؟ ، حدد المربع لا للسماح للبرنامج باستخدام الحد الأدنى والحد الأقصى للقيم المكتشفة في كل صورة. حدد المربع نعم لضبط نطاق القيم يدويا لكل خريطة حرارية مترية للشكل ، وانقر فوق الزر "تعيين حدود " لاختيار نطاقات للمعلمات الفردية عن طريق إدراج قيم في مربعات النص. بعد تغيير قيم الاهتمام ، انقر فوق حفظ. انقر فوق تحميل الإعدادات الافتراضية لإعادة تعيين جميع الحدود. ملاحظة: استخدم الحدود اليدوية إذا كانت هناك حاجة إلى مقارنة خرائط الحرارة من صور متعددة ، مثل عند مقارنة تأثيرات المركبات المختلفة على شكل الخلية. بهذه الطريقة ، يتم استخدام نفس نطاق القيم. تختلف مجموعة القيم التي سيتم إدخالها يدويا حسب نوع العينة. يوصى بتشغيل بعض التكرارات لاختيار النطاق الأمثل.</li>
	</ol></li>
	<li>في علامة التبويب قيود حجم الخلية للتحليل، حدد عتبة حجم الخلية للتحليل:<ol><li>في حجم الخلية السفلي، أدرج في مربع النص حجم أصغر خلية ليتم تضمينها في التحليل.</li>
		<li>في حجم الخلية العلوي، أدرج في مربع النص حجم أكبر خلية ليتم تضمينها في التحليل. ملاحظة: تتغير وحدة حجم الخلية من وحدات البكسل إلى الميكرومترات المربعة وفقا للخيار الذي تم اختياره في علامة التبويب تحويل تلقائي للوحدات .</li>
	</ol></li>
	<li>في علامة التبويب التحويل الآلي للوحدات ، اختر الوحدة المفضلة للتحليل:<ol><li>في تحويل وحدات البكسل إلى وحدات حقيقية؟، حدد المربع لا لتشغيل التحليل بوحدات البكسل. حدد مربع نعم لتشغيل التحليل بالميكرومتر.</li>
		<li>في شريط طول القياس (بيكسل)، أدخل قيمة البيكسل في مربع النص.</li>
		<li>في شريط طول المقياس (ميكرون) ، أدخل في مربع النص المسافة المقابلة بالميكرومتر.</li>
	</ol></li>
	<li>لبدء التحليل ، اضغط على Go For It. ملاحظة: يمكن للبرنامج أيضا قياس صلاحية الخلية عندما تكون الخلايا ملطخة ب 4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) ويوديد البروبيديوم (علامة تبويب خيارات CZI ) ، ولكن هذا لا ينطبق على RPE flatmounts.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64761/64761fig01.jpg"> الشكل 1: واجهة المستخدم الرسومية REShAPE. تحتوي واجهة المستخدم الرسومية على علامات تبويب مختلفة لتحديد أدلة العمل (علامة تبويب الدلائل ) ، وتعديل خيارات التجزئة (خيارات تجزئة NN وعلامات تبويب خيارات الصورة المتجانبة ) ، وتحديد معلمات التحليل (قيود حجم الخلية للتحليل وعلامات تبويب تحويل الوحدة الآلي ) ، ولإنشاء خريطة حرارية (علامة التبويب خيارات رسومات الإخراج ). اختصار: واجهة المستخدم الرسومية = واجهة المستخدم الرسومية. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64761/64761fig01large.jpg" target="_blank">الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.</a>

<ol><li>Endo, E. G., Yao, X. Y., Marmor, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pigment+adherence+as+a+measure+of+retinal+adhesion%3A+Dependence+on+temperature%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+and+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Pigment adherence as a measure of retinal adhesion: Dependence on temperature.</a> Investigative Ophthalmology and Visual Science. 29 (9), 1390-1396 (1988).</li>
<li>Marmor, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+detachment+from+hyperosmotic+intravitreal+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+and+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Retinal detachment from hyperosmotic intravitreal injection.</a> Investigative Ophthalmology and Visual Science. 18 (12), 1237-1244 (1979).</li>
<li>Marmor, M. F., Martin, L. J., Tharpe, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osmotically+induced+retinal+detachment+in+the+rabbit+and+primate.+Electron+microscopy+of+the+pigment+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+and+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Osmotically induced retinal detachment in the rabbit and primate. Electron microscopy of the pigment epithelium.</a> Investigative Ophthalmology and Visual Science. 19 (9), 1016-1029 (1980).</li>
<li>Ban, Y., Rizzolo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+culture+model+of+development+reveals+multiple+properties+of+RPE+tight+junctions%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Vision%22%5BJournal%5D)">A culture model of development reveals multiple properties of RPE tight junctions.</a> Molecular Vision. 3, 18(1997).</li>
<li>Ortolan, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell-resolution+map+of+human+retinal+pigment+epithelium+helps+discover+subpopulations+with+differential+disease+sensitivity%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Single-cell-resolution map of human retinal pigment epithelium helps discover subpopulations with differential disease sensitivity.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 119 (19), 2117553119(2022).</li>
<li>Schaub, N. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+learning+predicts+function+of+live+retinal+pigment+epithelium+from+quantitative+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Deep learning predicts function of live retinal pigment epithelium from quantitative microscopy.</a> Journal of Clinical Investigation. 130 (2), 1010-1023 (2020).</li>
<li>Beatty, S., Koh, H. -H., Phil, M., Henson, D., Boulton, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+oxidative+stress+in+the+pathogenesis+of+age-related+macular+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Survey+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">The role of oxidative stress in the pathogenesis of age-related macular degeneration.</a> Survey of Ophthalmology. 45 (2), 115-134 (2000).</li>
<li>Liu, Z., Kocaoglu, O. P., Miller, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+imaging+of+retinal+pigment+epithelial+cells+in+the+living+human+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+and+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">3D imaging of retinal pigment epithelial cells in the living human retina.</a> Investigative Ophthalmology and Visual Science. 57 (9), 533-543 (2016).</li>
<li>Bhatia, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+RPE+morphometry+in+human+eyes%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Vision%22%5BJournal%5D)">Analysis of RPE morphometry in human eyes.</a> Molecular Vision. 22, 898-916 (2016).</li>
<li>vonder Emde, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histologic+cell+shape+descriptors+for+the+retinal+pigment+epithelium+in+age-related+macular+degeneration%3A+A+comparison+to+unaffected+eyes%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Vision+Science+%26+Technology%22%5BJournal%5D)">Histologic cell shape descriptors for the retinal pigment epithelium in age-related macular degeneration: A comparison to unaffected eyes.</a> Translational Vision Science & Technology. 11 (8), 19(2022).</li>
</ol>

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للكشف عنه.

يمكن تحقيق الفصل المتسق والفعال بين RPE البشري وشبكية العين باستخدام هذا البروتوكول. تسمح هذه الطريقة بدراسة الاختلافات الإقليمية في شكل RPE عبر شبكية العين البشرية بأكملها5. خطوة حاسمة في البروتوكول هي الفصل المادي ل RPE وشبكية العين. إذا لم يتم فصل النسيجين تماما في بعض المناطق ، فيجب على المرء رفع شبكية العين برفق ، مما يضمن عدم كسر الأنسجة. قد يتطلب تحليل REShAPE للحوامل المسطحة الكبيرة استخدام أنظمة ذات موارد ذاكرة وصول عشوائي كبيرة. في هذه الحالة ، يمكن تعطيل إعادة تجميع الصورة بأكملها للسماح للبرنامج بإنهاء التحليل بنجاح على الرغم من نقص موارد المعالجة.
يتمثل القيد الرئيسي لاستخدام REShAPE لتقسيم حوامل RPE البشرية في أن خوارزمية الذكاء الاصطناعي تم تدريبها في الغالب على صور RPE المستحثة المشتقة من الخلايا الجذعية متعددة القدرات. نتيجة لذلك ، فإن تجزئة حوامل RPE البشرية أقل دقة. تحتوي خلايا RPE من المتبرعين المسنين على كمية كبيرة من lipofuscin7 ، ويتداخل الطيف الواسع من التألق الذاتي مع تجزئة حدود الخلية. في المستقبل ، سيتم استخدام المزيد من صور RPE flatmounts لتحسين تجزئة حدود الخلية في هذا النوع من العينات. على الرغم من هذا القيد، تم تدريب REShAPE خصيصا للتعرف على حدود خلايا RPE وتقسيمها وأداء أفضل من الطرق الأخرى الموجودة، مثل تجزئة خلايا RPE من Voronoi8 و CellProfiler9 .
علاوة على ذلك ، مقارنة بالتجزئة اليدوية 10 ، يوفر REShAPE ميزة تحليل الصور الكبيرة بسرعة (تم اختبار ~ 130,000 بكسل ×130,000 بكسل). في الختام ، طريقة التشريح هذه قابلة للتكرار بشكل كبير ويمكن تمديدها بسهولة إلى نماذج حيوانية أخرى. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن استخدام البرنامج لدراسة شكل RPE في حوامل العين المسطحة أو في نماذج زراعة الخلايا لفحص تأثير بعض العلاجات. أخيرا ، تعدد استخدامات REShAPE يجعلها قابلة للتطبيق على نطاق واسع لتحليل أنواع أخرى من الخلايا الظهارية.

ترتبط ظهارة الشبكية الصبغية (RPE) والشبكية العصبية ارتباطا وثيقا ببعضهما البعض بسبب الاعتماد الفسيولوجي القوي للمستقبلات الضوئية على RPE. أثناء التشريح ، يتسبب الفصل الميكانيكي للشبكية العصبية عن RPE في تمزق خلايا RPE ، مع بقاء الأجزاء القمية من RPE متصلة بالأجزاء الخارجية للمستقبلات الضوئية للشبكية. مدى التصاق الشبكية RPE كبير جدا لدرجة أن كمية الصباغ المتبقية على الشبكية بعد الانفصال تستخدم لتحديد قوة التصاق الشبكية1. على وجه التحديد ، تنقطع التقاطعات الضيقة RPE وهيكل الأكتين الذي يربطها ، والتي تقع على الجانب القمي ، أثناء الفصل الميكانيكي. لذلك ، يؤدي تلطيخ RPE Flatmounts لحدود الخلية إلى طبقة أحادية غير مكتملة يكون فيها للعديد من الخلايا حدود مفقودة. يتفاقم هذا التأثير عندما يتم تثبيت الأنسجة مع بارافورمالدهيد (PFA) قبل التشريح ، حيث تصبح البروتينات متشابكة.
أظهرت الدراسات التي أجريت على توصيل الدواء داخل الجسم الزجاجي أن حقن المحاليل المفرطة التناضح في الغرفة الخلفية تحفز انفصال الشبكية 2,3. في هذه التجارب ، تسبب حقن 50 ميكرولتر من المحاليل المختلفة ، التي تتراوح من 1000 mOsm إلى 2400 mOsm ، في منتصف الجسم الزجاجي في انفصال الشبكية في غضون دقائق. والجدير بالذكر أنه حتى بعد التعرض الطويل لمحاليل الأسمولية العالية ، ظهرت التقاطعات الضيقة RPE سليمة في الصور المجهرية الإلكترونية المرسلة لكل من عيون الأرانب والقرود3. باتباع استراتيجية مماثلة ، حقننا في منتصف الجسم الزجاجي محلول فرط التناضح من D-mannitol للحث على انفصال الشبكية الفعال قبل إجراء تشريح RPE. نظرا لأن D-mannitol لا يتم نقله بواسطة RPE4 ، يتم الحفاظ على تركيز عال داخل الجسم الزجاجي ، مما يولد تدرجا تناضحيا. يضمن الفصل الفعال ل RPE والشبكية عبر الغرفة الخلفية بأكملها الحفاظ على الوصلات الخلوية RPE ويسمح بدراسة مورفومترية RPE على الحامل المسطح بأكمله. بالإضافة إلى ذلك ، قمنا بتطوير برنامج قائم على الذكاء الاصطناعي (الذكاء الاصطناعي) يتعرف على حدود خلايا RPE المسماة بالفلورسنت ويقسمها ، ويحدد 30 مقياسا مختلفا للشكل ، وينتج خرائط حرارية لكل مقياس للتصور 5,6.

<table><tbody><tr><td>لكمة الخزعة 1.5 مم &nbsp;</td><td>شركة أكوديرم</td><td>P1525</td><td></td></tr><tr><td>الألبومين البقري</td><td>MP Biomedicals</td><td>160069</td><td></td></tr><tr><td>غطاء زجاجي 50 × 75 مم ، # 1.5 سمك &nbsp ؛</td><td>مختبرات أبحاث الدماغ</td><td>5075-1.5D</td><td></td></tr><tr><td>ملعقة منحنية</td><td>Katena</td><td>K3-6600</td><td></td></tr><tr><td>D-Mannitol</td><td>Sigma</td><td>M9546</td><td></td></tr><tr><td>DPBS 1x مع Ca2 + و Mg2 + </td><td>Gibco</td><td>14040-133</td><td></td></tr><tr><td>أدوات</td><td>العلوم</td> الدقيقة <td>14558-11</td><td></td></tr><tr><td>Fluormount-G</td><td>Southern الملقط للتكنولوجيا الحيوية</td><td>0100-01</td><td></td></tr><tr><td>- دومونت # 5</td><td>أدوات العلوم</td><td>الدقيقة 11252-23</td><td></td></tr><tr><td>شرائح مجهر 50 × 75 × 1.2 مم</td><td>مختبرات أبحاث الدماغ</td><td>5075</td><td></td></tr><tr><td>إبر 21 جم × 1-1 / 2 "</td><td>بكتون ديكنسون تحت الجلد (BD)</td> <td>305167</td><td></td></tr><tr><td>إبر 27 جم × 1-1 / 4 "</td><td>بكتون ديكنسون تحت الجلد (BD)</td><td>305136</td><td></td></tr><tr><td>بارافورمالدهايد 16٪&nbsp;</td><td>علوم المجهر الإلكتروني</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>صحن بتري 100 مم &nbsp;</td><td>كورنينج</td><td>430167</td><td></td></tr><tr><td>Phalloidin-iFluor 647</td><td>Abcam</td><td>ab176759</td><td></td></tr><tr><td>شفرات الحلاقة</td><td>PAL (Personna)</td><td>62-0177</td><td></td></tr><tr><td>أنابيب القاع المستديرة 50 مل</td><td>Newegg</td><td>9SIA4SR9M88854</td><td></td></tr><tr><td>مجموعة المطاط الصناعي السيليكون</td><td>Dow Corning Corporation</td><td>4019862</td><td></td></tr><tr><td>قارب وزن مربع (81 مم × 81 مم × 25 مم)</td> <td>Sigma</td><td>W2876</td><td></td></tr><tr><td>نظام استئصال الزجاجية الجراحي</td><td>BD Visitrec</td><td>585100</td><td>حقنة اختيارية</td></tr><tr><td>1 مل</td><td>بكتون ديكنسون (BD)</td> <td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>T9284</td><td></td></tr><tr><td>TrueBlack</td><td>Biotium</td><td>23007</td><td>تبريد التألق الذاتي &nbsp ؛</td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Affymetrix</td><td>20605</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Spring مقص - 3 مم</td><td>أدوات العلوم الدقيقة</td><td>15000-10</td><td></td></tr></tbody></table>

توليد فعال ومتسق لظهارة صبغية شبكية العين / المشيمية من العين البشرية للتحليل النسيجي

Efficient and Consistent Generation of Retinal Pigment Epithelium/Choroid Flatmounts from Human Eyes for Histological Analysis

ظهارة الشبكية الصبغية (RPE) والشبكية هي أنسجة متصلة وظيفيا وهيكليا تعمل معا لتنظيم إدراك الضوء والرؤية. ترتبط البروتينات الموجودة على السطح القمي RPE ارتباطا وثيقا بالبروتينات الموجودة على سطح الجزء الخارجي للمستقبلات الضوئية ، مما يجعل من الصعب فصل RPE باستمرار عن المستقبلات الضوئية / شبكية العين. لقد طورنا طريقة لفصل شبكية العين بكفاءة عن RPE للعيون البشرية لتوليد RPE / المشيمية والشبكية الكاملة للتحليل الخلوي المنفصل للمستقبلات الضوئية وخلايا RPE. أدى الحقن داخل الجسم الزجاجي لمحلول عالي الأسمولية من D-mannitol ، وهو سكر لا ينقله RPE ، إلى فصل RPE والشبكية عبر الغرفة الخلفية بأكملها دون التسبب في تلف تقاطعات خلايا RPE. لم يلاحظ وجود بقع RPE متصلة بالشبكية. أظهر وضع علامات Phalloidin على الأكتين الحفاظ على شكل RPE وسمح بالتحليل المورفومتري للظهارة بأكملها. تم تطوير برنامج قائم على الذكاء الاصطناعي (الذكاء الاصطناعي) للتعرف بدقة على حدود خلية RPE وتقسيمها وتحديد 30 مقياسا مختلفا للشكل. طريقة التشريح هذه قابلة للتكرار بشكل كبير ويمكن تمديدها بسهولة إلى نماذج حيوانية أخرى.

ينتج عن هذا البروتوكول صورة أحادية المستوى لحامل مسطح ، حيث يتم قياس موقع الخلية ومقاييس الشكل 30 لكل خلية RPE محددة بشكل صحيح (الشكل 2). يتم إنشاء مجلد باسم "تمت المعالجة" تلقائيا داخل دليل الإدخال. يحتوي هذا المجلد على أربعة أدلة فرعية، تسمى "تحليل" و"ترميز ملون" و"ملفات مجمعة" و"صور مجزأة" وبعض الملفات المؤقتة التي تم إنشاؤها أثناء التحليل. يحتوي مجلد "الملفات المدمجة" على جدول بيانات يحتوي على جميع قياسات الأشكال وجدول بيانات بترددات عدد الخلايا المجاورة لجميع الملفات مجتمعة. يحتوي مجلد "التحليل" على جدول بيانات يحتوي على جميع قياسات الشكل وجدول بيانات بترددات أعداد الخلايا المجاورة لكل صورة على حدة. يحتوي دليل "الصور المجزأة" على الأقنعة الثنائية النهائية لحدود خلية RPE ؛ يمكن استخدامه لتقييم جودة التجزئة. يحتوي دليل "Color Coded" على خرائط حرارية لكل قياس شكل لتصور أنماط الأشكال في كل صورة. يمكن العثور على تعريفات واختصارات مقياس الشكل في الجدول 1.
في بعض الأحيان ، يمكن أن تحتوي حوامل RPE المسطحة على قطع متبقية من شبكية العين لم تتم إزالتها بشكل نظيف ، خاصة حول العصب البصري. ينتج عن تلطيخ القضيب في العينة إشارة قوية قادمة من شبكية العين ، وهذا يمكن أن يسبب مشاكل لتجزئة حدود خلية RPE. ستظهر بعض المربعات سوداء تماما ، بينما ستظهر البلاط المحيط تجزؤا طبيعيا. الكائنات الساطعة الأخرى التي قد تكون موجودة في الصورة ستتسبب أيضا في توليد بلاط أسود (الشكل 3). في هذه الحالات ، سيؤدي اختيار أحد خيارات التصفية (ضعيف ، عادي ، قوي) المتاح في القائمة المنسدلة Arti Filter إلى منع تكوين البلاط الأسود.
يأخذ REShAPE صورا بتدرج الرمادي 8 بت أو 16 بت كمدخلات ولكن ليس صور RGB. سيؤدي استخدام صور RGB لتحليل REShAPE إلى إنتاج صور ثنائية سوداء بالكامل. في حالة حدوث ذلك ، سيؤدي تحويل صور RGB إلى تدرج رمادي إلى إنتاج صور ثنائية مجزأة بشكل صحيح (الشكل 4). في بعض الحالات التي لا يتم فيها التعرف على حدود RPE بشكل صحيح ، على سبيل المثال ، إذا لم يكن التلوين مثاليا أو إذا تعرضت العينة للتلف بسبب خدش (الشكل 5 أ) ، يمكن تحديد كتل كبيرة من الخلايا كخلية واحدة كبيرة جدا (الشكل 5 ب). في هذه الحالة ، يمكن استبعاد الكائنات الكبيرة من التحليل عن طريق تقليل عتبة حجم الخلية (الشكل 5C). يمكن تحقيق ذلك عن طريق إدراج قيمة أقل في مربع النص حجم الخلية العلوي . ومع ذلك ، سيؤدي ذلك إلى تغيير في نطاق خريطة الحرارة. إذا اختار الباحث القيام بذلك ، فمن الممكن أيضا الحفاظ على نطاق خريطة الحرارة الأصلي (الشكل 5D) عن طريق تحديد المربع نعم في ميزة استخدام الحدود اليدوية؟. بعد ذلك ، يجب على الباحث النقر بزر الماوس الأيسر على زر تعيين الحدود وإدراج القيم المطلوبة في مربعات النص لتحديد الحدود اليدوية.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64761/64761fig02.jpg"> الشكل 2: تحليل مورفومتري كامل لطبقة RPE أحادية الإنسان بالكامل. (أ) عرض تكبير منخفض لحامل مسطح RPE / مشيمي بشري كامل (أرجواني: phalloidin). (ب) منظر مكبر لخلايا RPE الملطخة بالقضيب. (ج) تجزئة حدود خلية RPE الناتجة عن REShAPE لحامل مسطح RPE / مشيمي بشري كامل و (د) العرض المكبر المقابل. (ه) خريطة حرارية تم إنشاؤها بواسطة برنامج توضح مساحة الخلية لخلايا RPE الفردية في الحامل البشري المسطح بأكمله. يوضح المقياس الحراري في الزاوية العلوية اليسرى نطاق القيم المستخدمة. (F) طريقة العرض المكبرة المقابلة التي تعرض خلايا RPE الفردية الملونة حسب المنطقة. قضبان المقياس = (B ، D ، F) 50 ميكرومتر ، (A ، C ، E) 5 مم. اختصار: RPE = ظهارة الصباغ الشبكية. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64761/64761fig02large.jpg" target="_blank">الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64761/64761fig03.jpg"> الشكل 3: تصفية القطع الأثرية الساطعة. (أ) يمكن أن يقدم حامل RPE البشري المسطح الملطخ لحدود الخلية (أرجواني: phalloidin) مناطق ساطعة (مستطيلات خضراء) تتداخل مع التجزئة. (ب) يحتوي تجزئة حدود خلية RPE للحامل المسطح بأكمله على ثلاثة بلاطات سوداء تماما (أسهم خضراء) تتوافق مع مناطق ساطعة من التألق. (ج، هاء) يتوافق اثنان من البلاط الأسود مع المناطق التي تحتوي على نقاط ساطعة ، والتي ربما تكون بعض الحطام. (د) نشأ أحد البلاطات السوداء بواسطة قطعة من الشبكية العصبية حول العصب البصري لم تتم إزالتها بشكل صحيح. قطع شبكية العين العصبية أكثر إشراقا بكثير من طبقة RPE وتعيق تجزئة الخلايا. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64761/64761fig03large.jpg" target="_blank">الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64761/64761fig04.jpg"> الشكل 4: صورة الإدخال المطلوبة. تم حفظ خلايا RPE الملطخة لحدود الخلايا ك (A) RGB أو (B) صور 16 بت بتدرج الرمادي لتحليل REShAPE. (ج) ناتج تحليل صورة RBG هو صورة ثنائية سوداء ، (د) بينما ينتج عن تحليل الصورة ذات التدرج الرمادي صورة ثنائية مجزأة بشكل صحيح لحدود الخلية. يمكن ل REShAPE تحليل الصور ذات التدرج الرمادي 8 بت أو 16 بت فقط. قضبان المقياس = 50 ميكرومتر. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64761/64761fig04large.jpg" target="_blank">الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64761/64761fig05v2.jpg"> الشكل 5: نتائج دون المستوى الأمثل . (أ) صورة لجزء من الطبقة الأحادية RPE حيث تم خدش الخلايا الملطخة بالفالويدين عن طريق الخطأ. ب: خريطة حرارية لخلايا RPE ملونة ببعد مساحة الخلية. تتضمن عتبة حجم الخلية العلوية الكبيرة كائنات كبيرة في التحليل. (ج) خريطة حرارية لمنطقة الخلية تم فيها اختيار عتبة أصغر لحجم الخلية العلوي لاستبعاد الأجسام الكبيرة من التحليل. (د) خريطة حرارية لمنطقة الخلية تم فيها اختيار عتبة أصغر لحجم الخلية العلوي وتم تعيين حدود يدوية للحفاظ على نطاق خريطة الحرارة المستخدم في الأصل. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64761/64761fig05largev2.jpg" target="_blank">الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.</a>
الجدول 1: بارامترات REShAPE. يبين الجدول تعريف كل معلمة والاختصارات المستخدمة في جداول البيانات الأولية (ملفات "_Data.csv") ولخرائط الحرارة. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64761/64761_Table-1.xlsx" target="_blank">الرجاء الضغط هنا لتحميل هذا الجدول.</a>

نحن نصف طريقة لفصل ظهارة الشبكية الصبغية (RPE) بكفاءة عن شبكية العين في عيون الإنسان وتوليد حوامل مسطحة RPE / المشيمية كاملة للتحليلات النسيجية والمورفومترية ل RPE.

The retinal pigment epithelium (RPE) and retina are functionally and structurally connected tissues that work together to regulate light perception and ...

تساعد هذه الطريقة على فهم الاختلافات المظهرية لخلايا RP عبر شبكية العين البشرية بأكملها. تقنية التشريح التي طورها دافيد أورتولان قابلة للتكرار بشكل كبير في توليد انفصال بين RP وشبكية العين. وبرنامج REShAPE ملموس حقا في تحليل الصور الكبيرة لحوامل RP المسطحة.يمكن استخدام الطريقة التي طورها دافيد لدراسة الاختلافات الإقليمية في النمط الظاهري RP من المرضى الذين يعانون من أنواع مختلفة من الأمراض التنكسية في شبكية العين. للبدء ، قم بقطع الأنبوب المخروطي 50 ملليلتر أقل بقليل من علامة 5 ملليلتر. باستخدام الغراء الساخن ، قم بتوصيل طرف الأنبوب بقاع قارب الوزن.ثم امزج مكونين من مجموعة المطاط الصناعي السيليكوني بنسبة 10 إلى 1 لتجنب حبس الهواء. صب المزيج في وعاء الوزن الذي يحتوي على هذه القطعة الكروية من الأنبوب السفلي المستدير. علاج السيليكون في درجة حرارة الغرفة بين عشية وضحاها.قم بإزالة قارب الوزن والأنبوب السفلي المستدير من قالب السيليكون المعالج. أولا ، املأ حقنة سعة 1 ملليلتر ب 1700 ملليمول من محلول D-Mannitol وأرفقها بإبرة قياس 21. أدخل الإبرة من خلال pars plana لتجنب ثقب الغرفة الأمامية للعين وحقن 400 ميكرولتر من المحلول في الجسم الزجاجي.اترك العين في درجة حرارة الغرفة لمدة 45 دقيقة. باستخدام زوج من المقصات الدقيقة والملقط ، قم بفتح الغرفة الأمامية على مستوى pars plana. املأ حجرة العين الخلفية ب DPBS التي تحتوي على الكالسيوم والمغنيسيوم.تحت المجهر الاستريو ، قم بتوطين البقعة المرئية كبقعة صفراء على شبكية العين. قطع العين إلى أرباع ، وهي الأنف ، والزماني ، والأعلى ، والسفلي ، مع ضمان الحفاظ على المنطقة البقعية. قم بإزالة الإبر إذا كانت في الطريق.انقل الفراشة إلى الغرفة الخلفية للعين إلى طبق بتري 100 ملم يحتوي على DPBS مع الكالسيوم والمغنيسيوم. قبل إزالة الشبكية ، ضع علامة على البتلة التي تحتوي على البقعة عن طريق إجراء قطع على شكل حرف V في الهامش الهدبي. رفع وقطع كل الجسم الزجاجي الذي يضع على شبكية العين.قطع شبكية العين من الهوامش الهدبية في جميع بتلات لضمان عدم خدش RPE. ضع المنديل في 4٪ PFA واحتضنه لمدة ساعة واحدة. اغسل ثلاث مرات باستخدام DPBS التي تحتوي على الكالسيوم والمغنيسيوم.انقل الأنسجة إلى وعاء مملوء بنفس المخزن المؤقت وقم بتخزينه عند 4 درجات مئوية. بعد ذلك ، انقل العينة إلى طبق بتري 100 ملم يحتوي على DPBS مع الكالسيوم والمغنيسيوم. لكمة رأس العصب البصري بكمة خزعة 1.5 ملم.جمع شبكية العين وتخزينها في نفس المخزن المؤقت عند 4 درجات مئوية. لإزالة الصلبة من المشيمية RPE ، ارفع برفق طبقة المشيمية RPE من المحيط. ثم باستخدام زوج من مقص Vannas Spring ، قم بقطع الأوعية المشيمية والنسيج الضام الموجود بين الصلبة و RPE.بعد الانفصال التام عن الصلبة ، اجمع طبقة المشيمية RPE. انقل المنديل إلى وعاء مملوء ب DPBS يحتوي على الكالسيوم والمغنيسيوم ، وقم بتخزينه عند 4 درجات مئوية. انقل المشيمية RPE إلى بئر واحد من لوحة من ستة آبار.قم بحظر العينة واختراقها لمدة ساعة واحدة في درجة حرارة الغرفة. احتضان العينة لمدة ساعة واحدة في درجة حرارة الغرفة مع phalloidin مترافق مع 647 فلوروفور بتخفيف من 1 إلى 250 في مخزن النفاذية. يغسل ثلاث مرات في DPBS التي تحتوي على الكالسيوم والمغنيسيوم.انقل عينة RPE المشيمية إلى شريحة زجاجية مقاس 50 × 75 ملم وقم بتسطيحها. قطع كل بتلة إلى قسمين لجعل العينة أكثر تسطحا. ارسم محيطا للحامل المسطح بقلم كاره للماء.لإخماد التألق الذاتي للليبوفوسين ، أضف 500 ميكرولتر من محلول إخماد التألق الذاتي ، واحتضانه في درجة حرارة الغرفة لمدة دقيقتين. تغسل جيدا في DPBS التي تحتوي على الكالسيوم والمغنيسيوم. قم بإزالة DPBS وأضف وسيط التركيب.ضع غطاء زجاجي على الحامل المسطح وأغلقه بطلاء الأظافر. افتح البرنامج. في علامة التبويب الدلائل ، حدد مجلدات الإدخال والإخراج.في دليل الإخراج ، دع البرنامج يغير المسار تلقائيا إلى دليل الإدخال أو العملية. بدلا من ذلك ، قم بتغيير دليل الإخراج يدويا. لإنشاء خرائط حرارية ، حدد الكل من القائمة المنسدلة في علامة التبويب إنشاء صور ملونة.حدد المربع لا في ميزة استخدام الحدود اليدوية للسماح للبرنامج باستخدام الحد الأدنى والحد الأقصى للقيم المكتشفة في كل صورة. حدد المربع نعم لضبط نطاق القيم يدويا لكل خريطة حرارية مترية للشكل. ثم انقر فوق الزر "تعيين الحدود" وأدخل القيم في مربعات النص لاختيار نطاقات للمعلمات الفردية.بعد تغيير قيم الاهتمام ، انقر فوق حفظ. انقر فوق الإعدادات الافتراضية المنخفضة لإعادة تعيين جميع الحدود. لتحديد عتبة حجم الخلية في حجم الخلية الأقل، أدخل حجم أصغر خلية ليتم تضمينها في التحليل.في حجم الخلية العلوي، أدخل حجم أكبر خلية ليتم تضمينها. في تحويل وحدات البكسل إلى وحدات حقيقية ، حدد لا لتشغيل التحليل بوحدات البكسل ، حدد نعم لتشغيل التحليل بالميكرومتر. في طول بيكسلات شريط المقياس، أدخل قيمة البيكسل في مربع النص.في طول ميكرون شريط المقياس ، أدخل المسافة المقابلة بالميكرومتر. لبدء التحليل ، اضغط على go for it. ينتج عن هذا البروتوكول صورة أحادية المستوى لحامل مسطح حيث يتم تحديد موقع الخلية من خلال التجزئة التي تم إنشاؤها بواسطة REShAPE لحدود خلية RPE.أيضا ، يتم قياس 30 مقياسا للشكل ، بما في ذلك مساحة الخلية لخلايا RPE الفردية ، لكل خلية RPE محددة بشكل صحيح. يمكن إزالة البلاط الأسود الناتج عن القطع المتبقية من شبكية العين أو الأجسام الساطعة الأخرى عن طريق اختيار أحد خيارات التصفية المتاحة في القائمة المنسدلة مرشح RT. سيؤدي استخدام صور RBG لتحليل إعادة التشكيل إلى إنتاج صور ثنائية سوداء بالكامل.في حالة حدوث ذلك، سيؤدي تحويل صور RGB إلى مقياس رمادي إلى إنتاج صور ثنائية مجزأة بشكل صحيح. إذا لم يكن التلوين مثاليا أو إذا تضررت العينة بسبب خدش ، فيمكن تحديد كتل كبيرة من الخلايا كخلية واحدة كبيرة جدا. في هذه الحالة ، يمكن استبعاد الكائنات الكبيرة من التحليل عن طريق تغيير عتبة حجم الخلية.للحصول على نسيج مسطح ، يجب فصل RP والمشيمية عن الصلبة حتى لو كانت هذه الخطوات قد تستغرق وقتا طويلا. بعد إنشاء حامل RP المسطح ، من الممكن تلطيخ علامات RPE إضافية بحيث يمكنك دراسة مناطق مختلفة من الطبقة الأحادية RP. باستخدام هذه الطريقة ، اكتشفنا خمس مجموعات مختلفة من RP حساسة بشكل تفاضلي للأمراض التنكسية المختلفة في شبكية العين.

efficient-consistent-generation-retinal-pigment-epitheliumchoroid

Research

JoVE Journal

Biology

علم الأحياء

نحن نقدم طريقة لاستنساخه monolayers زراعة الأجنة البشرية متموجة الخلايا الظهارية في شبكية العين صباغ (hfRPE) الذي يحمل مورفولوجيا الخلايا ، علم وظائف الأعضاء ، قطبية ، والبروتين وأنماط التعبير الجيني للأنسجة الأم الكبار. وقد تم تمديد هذا العمل إلى نموذج حيواني من عدة أمراض العيون.

نماذج تجريبية لدراسة فسيولوجيا صبغات الشبكية الظهارية والفيزيولوجيا المرضية

البروتوكول الموصوف هنا مخصص للتقييم الهيكلي لإعداد الشبكية الكاملة. يتضمن ذلك أوصافا لتشريح الأنسجة ، والتركيب على غشاء متعدد تترافلورو إيثيلين مجفف بالماء (PTFE) ، وتحميل البلعة بعلامات الفلورسنت ، ومقارنة التثبيت مع الكربوديميد وبارافورمالديهايد للتحليل الكيميائي المناعي للمكونات الخلوية والمشبكية.

بروتوكول الأمثل لإعداد Wholemount الشبكية للتصوير والمناعية

والهدف من هذا البروتوكول لإثبات استزراع الخلايا (RPE) الظهارية الصبغية الشبكية في الغشاء للعمر و/أو المريضة البشرية بروخ. هذا الأسلوب مناسبة لدراسة سلوك الخلية RPE على مصفوفة خطر خارج الخلية.

استزراع الخلايا الظهارية الصبغية الشبكية على طراز السابقين فيفو غشاء بروخ البشرية الذين تتراوح أعمارهم بين

تهدف هذه الدراسة إلى تطوير نموذج جديد لثقافة الشبكية العضوية البشرية (HORC) يمنع المساس بسلامة الشبكية أثناء المناولة العرضية. ويتحقق ذلك عن طريق زراعة شبكية العين مع الزجاجية الزائدة وظهارة الصباغ الشبكية الكامنة (RPE-choroid) والشد.

توصيف رواية الإنسان Organotypic تقنية ثقافة الشبكية

يصف هذا البروتوكول ، الذي تم الإبلاغ عنه في الأصل من قبل Fernandez-Godino وآخرون في عام 20161، طريقة لعزل خلايا RPE الماوس والثقافة بكفاءة ، والتي تشكل طبقة أحادية RPE وظيفية ومستقطبة في غضون أسبوع واحد على لوحات Transwell. يستغرق الإجراء حوالي 3 ساعات.

تشريح فعال وثقافة الخلايا الظهارية صبغة الفأر الأولية

اعتلال الشبكية السكري هو أحد الأسباب الرئيسية للعمى. تعد الأنسجة وفحص انهيار الحاجز الدموي والشبكية وتصوير الأوعية الفلورية تقنيات قيمة لفهم الفيزيولوجيا المرضية للشبكية ، والتي يمكن أن تعزز الفحص الفعال للأدوية ضد اعتلال الشبكية السكري.

التقييم الفسيولوجي المرضي للشبكية في نموذج الفئران

يصف هذا البروتوكول طريقة فعالة للتمييز بين hiPSCs إلى مجموعات مجال العين وتوليد عضويات عصبية شبكية باستخدام ظروف ثقافة مبسطة تتضمن أنظمة ثقافة ملتصقة ومعلقة. يمكن أيضا عزل أنواع خلايا العين الأخرى ، مثل RPE وظهارة القرنية ، من حقول العين الناضجة في مزارع الشبكية.

توليد عضويات الشبكية من الخلايا الجذعية متعددة القدرات التي يسببها الإنسان وأمراض الشبكية الصحية والخاصة بأمراض الشبكية

يمكن أن تكون نماذج الماوس أدوات مفيدة للتحقيق في بيولوجيا ظهارة الشبكية المصطبغة (RPE). لقد ثبت أن الفئران يمكن أن تطور مجموعة من أمراض RPE. هنا ، نصف بروتوكول التنميط الظاهري لتوضيح وقياس أمراض RPE في الفئران باستخدام الضوء وإلكترون الانتقال والمجهر متحد البؤر.

بروتوكول لتقييم وقياس أمراض ظهارة الشبكية المصطبغة في نماذج الفئران من التنكس البقعي المرتبط بالعمر

يقدم هذا العمل إعدادا بديلا لشبكية العين المسطحة حيث تتيح إزالة أجسام الخلايا المستقبلة للضوء انتشارا أسرع للأجسام المضادة وتحسين وصول ماصة التصحيح إلى الخلايا العصبية الداخلية للشبكية للكيمياء المناعية والتهجين في الموقع وتجارب الفيزيولوجيا الكهربية.

انقسام الشبكية كتحضير مسطح محسن لدراسة الخلايا العصبية للطبقة النووية الداخلية في شبكية الفقاريات

تعمل ظهارة الشبكية الصبغية (RPE) كحاجز حاسم بين المشيمية والشبكية ، مما يعزز صحة ووظيفة أنواع خلايا الشبكية ، مثل المستقبلات الضوئية. هنا ، نصف بروتوكولا بسيطا وفعالا لعزل وزراعة الفئران البالغة RPE.

طريقة مبسطة لعزل وزراعة الخلايا الظهارية الصبغية للشبكية من الفئران البالغة

تظهر شبكية العين تنظيما مكانيا معقدا عبر هيكلها الرقائقي. تتطلب تقنيات النسخ المكاني والتسلسل المكانية الحديثة أقساما &lt; الأنسجة بسمك 20 ميكرومتر ، مما يحد من قابليتها لتطبيق أبحاث الشبكية. تنتج طريقة التقطيع بالتبريد المجمدة حديثا أقساما رقيقة من شبكية العين مع الحفاظ على العلاقات المكانية المستوية ، مما يتيح رسم خرائط جزيئية شاملة عبر الصفائح.

أون الوجه التقطيع بالتبريد لشبكية العين الفأرية للتحليل الجزيئي المكاني عالي الأبعاد

تعلم تقنية تشريح فعالة لفصل الظهارة الصبغية الشبكية عن شبكية العين البشرية. تتيح هذه الطريقة إنشاء نماذج مسطحة كاملة لتحليلها النسيجي والمورفومتري بدقة عالية.

توليد فعال ومتسق لظهارة صبغية شبكية العين / المشيمية من العين البشرية للتحليل النسيجي

استكشف المزيد من الفيديوهات