التصوير الكمي للخلية الحية لشكل النواة وديناميكيات الكروماتين أثناء التطور والإجهاد البيئي في جذر الأرابيدوبسيس ثاليانا
يونيو 5, 2026
تستخدم هذه العملية المجهر الكونفوكلي بالتزامن مع نواة فلورية وخط علامة كروماتين في الأرابيدوبسيس ثاليانا لتسجيل ديناميكيات النواة والكروماتين في جذور الأرابيدوبسيس ودراسة التغيرات في هذه الديناميكيات استجابة للإشارات التطورية والبيئية.
تبحث أبحاثنا في الجينات والآليات التي تمكن التعافي طويل الأمد من الجذور من الإجهاد الأسموزي لتقوية المحاصيل ضد الجفاف. على الرغم من تطويره لجذور الأرابيدوبسيس، يمكن تكييف هذا البروتوكول مع أنظمة تحتوي على خطوط علامات بروتينية فلورية. احصل على ألواح النمو التي تحتوي على شتلات الأرابيدوبسيس ثاليانا المحضرة للتصوير.
بيبت 60 ميكرولتر من الماء النقي على شريحة زجاجية. ضع ثلاث جذور شتلة A.thaliana عمرها ستة أيام في الماء. ضع غطاء بحجم 22x22 ملم بحجم 1.5 فوق الجذور دون تغطية الأوراق.
في إعدادات المجهر الكونفوكلي، اضبط وقت تعريض الليزر إلى 1,000 مللي ثانية. في إعدادات دمج الليزر، اضبط ليزر 488 نانومتر على 50٪ للتصوير البروتيني الفلوري الأخضر (GFP). اضبط ليزر 561 نانومتر على 50٪ للتصوير بالبروتين الفلوري الأحمر، أو RFP.
صور العينة باستخدام عدسة 20X بدون تكبير بصري. اضبط حجم خطوة شريحة Z إلى 0.3 ميكرومتر. اضبط فترة التصوير إلى دقيقة واحدة، ومدة التصوير الإجمالية إلى 10 دقائق.
حدد موقع الجذور واختر حتى 20 شريحة Z. التقاط صور 16-بت. ابدأ اكتساب الفاصل الزمني واحفظ الفاصل الزمني كملف TIFF باستخدام الضغط بدون فقدان.
انقل البيانات التي تم الحصول عليها إلى الحاسوب للتحليل. افتح برنامج ImageJ أو Fiji. انقر واسحب ملف VSI إلى نافذة تطبيق ImageJ الرئيسية أو نافذة تطبيق فيجي.
في موجه خيارات استيراد تنسيقات Bio، اضغط على موافق في أسفل اليمين. ثم في ملف خيارات السلسلة بصيغة Bio، تأكد من اختيار السلسلة الأولى. اضغط على موافق في أسفل اليسار.
بمجرد تحميل الصورة، قسم الإشارات باختيار الصورة. اختر اللون واختر تقسيم القنوات. عرض النوافذ المنفصلة التي تم إنشاؤها للنوى الموسومة ب GFP والكروماتين الموسوم ب RFP.
حدد أي من النافذتين الصورتيتين يتوافق مع الكروماتين. بعد النقر على نافذة صورة الكروماتين، قم بتطبيق عملية مشروع Z باختيار Image، واختيار Stacks، ثم النقر على Z Project من نافذة ImageJ الرئيسية. غير نوع الإسقاط إلى أقصى شدة.
تأكد من تفعيل All Time Frames، واضغط على موافق لتوليد الإسقاط. افتح قائمة التباين بالضغط على زر التحكم في Shift C، أو باختيار Image واختيار Adjust، ثم النقر على سطوع أو تباين من نافذة ImageJ الرئيسية. حرك شريط الحد الأدنى إلى اليسار حتى يصبح الكروماتين واضحا.
انتقل إلى الإضافات. انقر على السهم الأسفل في قائمة الإضافات للتمرير إلى خيار التتبع. اختر التتبع واضغط على TrackMate.
تأكد من دقة إعدادات المعايرة واضغط التالي. اختر كاشف العتبة واضغط التالي. انتقل إلى الإطار الأخير من الفاصل الزمني في نافذة الصورة.
اضغط على تلقائي بجانب عتبة الشدة ثم اضغط على المعاينة. قم بضبط عتبة الشدة واضغط على المعاينة. كرر عملية التعديل والمعاينة حتى يتم إضافة الكروماتين بالكامل مع أقل ضوضاء، ثم اضغط التالي.
اسمح لاكتشاف العتبة الأولي بالإكمال، ثم اضغط على التالي. قم بضبط العتبة يدويا حتى يظهر الكروماتين فقط، ثم اضغط على التالي. ضبط عرض صورة الفلورة واضغط التالي.
اختر متتبع LAP البسيط واضغط التالي. اضبط أقصى مسافة ربط إلى 5 ميكرون، وأقصى مسافة إغلاق الفجوة إلى 15 ميكرون، وإغلاق الفجوة على 1، ثم اضغط التالي. اسمح بإكمال التتبع.
راقب المسارات المعروضة في نافذة الصورة الأصلية واضغط على التالي. اضغط على زر الزر الأخضر زائد في الزاوية السفلية اليسرى لإنشاء فلتر. اختر عدد الأماكن في وضع الحلبة.
اضبط شريط العتبة. تأكد من أن وضع الفلتر مضبوط على Above، ثم اضغط التالي. انقر على زر المسارات في أسفل صفحة خيارات العرض.
اختر تصدير إلى CSV. تجاهل صفحة الرسم المدمجة واضغط على التالي. راجع نتائج تحليل TrackMate.
انقر على Capture Overlay ثم اختر التنفيذ. احفظ الفيديو باختيار ملف والنقر على حفظ ك، ثم اختيار صورة GIF. بدت خلايا الجذور المعالجة بالملح مجهدة، وظهرت بؤر المركز المركزية أكبر من الظروف الضابطة.
كانت سرعة الكروماتين أعلى بشكل ملحوظ في ظروف التحكم مقارنة بظروف معالجة بكلوريد الصوديوم بحجم 100 ملليمول. يتيح هذا البروتوكول تتبع وقياس حركة البروتينات الموسومة بالفلورية عبر الزمن في جذور الأرابيدوبسيس. التحدي الأهم في هذا البروتوكول هو الحصول على صور عالية الجودة، حيث يمكن أن يجعل التبييض الفوتوغرافي وانحراف العينات تتبع اللعبة أمرا صعبا.
من المتوقع أن تبحث الدراسات المستقبلية في الآليات الكامنة وراء انخفاض حركة الكروماتين التي لوحظت في دراستنا.
اعرض النص الكامل واحصل على الوصول إلى آلاف الفيديوهات العلمية
Overview
The nucleus in eukaryotic cells exhibits dynamic shape changes, which are altered under stress conditions such as cancer in animals or abiotic stress in plants. This study developed a live-cell imaging pipeline in Arabidopsis thaliana roots using dual fluorescent markers for the nuclear envelope and chromatin to quantify nuclear and chromatin dynamics under control and salt-stressed conditions. Confocal microscopy combined with Fiji/ImageJ and TrackMate enabled quantitative analysis, revealing reduced chromatin movement under salt stress. The method provides a robust approach to study how abiotic stressors affect nuclear architecture and chromatin dynamics in plant cells.
Key Study Components
Area of Science
- Plant cell biology
- Nuclear dynamics
- Chromatin mobility
- Abiotic stress response
Background
- Nuclear shape is dynamic in live cells, not static as traditionally depicted.
- Altered nuclear morphology is associated with cancer in animal cells and environmental stress in plants.
- The nuclear envelope interacts with chromatin to influence gene expression.
- Limited knowledge exists on how abiotic stress affects nuclear shape, movement, and chromatin dynamics in plants.
Purpose of Study
- To develop a pipeline for quantifying nuclear and chromatin dynamics in live plant cells.
- To apply this method to assess changes under abiotic stress, specifically salt stress.
- To validate the approach by measuring chromatin movement in control and stressed conditions.
- To enable future analysis of nuclear and chromatin responses to environmental stressors in Arabidopsis roots.
Methods Used
- Live-cell imaging of Arabidopsis thaliana roots using confocal microscopy.
- Use of a dual fluorescently tagged marker line (nuclear envelope protein and chromatin).
- Image acquisition under control and salt-stressed conditions.
- Analysis of nuclear and chromatin dynamics using Fiji/ImageJ with the TrackMate plugin.
- Particle tracking to quantify chromatin speed and movement.
Main Results
- Chromatin movement was significantly reduced in salt-stressed roots compared to control.
- The dual-tagging system allowed simultaneous visualization of nuclear envelope and chromatin.
- TrackMate enabled accurate particle tracking and quantification of dynamics.
- The method successfully captured live, quantitative changes in nuclear and chromatin behavior.
Conclusions
- The developed pipeline allows for quantitative live-cell imaging of nuclear shape and chromatin dynamics in plant roots.
- Salt stress leads to decreased chromatin mobility, indicating altered nuclear dynamics under abiotic stress.
- This approach can be applied to study nuclear responses to various environmental stressors.
- The method provides a foundation for linking nuclear architecture to gene regulation and stress adaptation in plants.
Frequently Asked Questions
Executive Industry Relevance
Quantitative live-cell imaging of nuclear shape and chromatin dynamics in Arabidopsis roots provides a robust platform for dissecting cellular responses to environmental stress at high resolution. This approach enables predictive confidence in linking nuclear architecture changes to gene regulation, supporting early discovery and mechanistic de-risking in plant biotechnology pipelines. The method's quantitative outputs facilitate risk-adjusted decisions for trait development and stress adaptation research.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables interrogation of nuclear and chromatin behavior under defined stress conditions.
- Supports mechanistic de-risking by quantifying dynamic nuclear responses to abiotic stimuli.
- Facilitates functional validation of nuclear envelope and chromatin-associated targets.
Screening & Assay Development
- Provides standardized, quantitative imaging assays for nuclear and chromatin dynamics.
- Enables reproducible measurement of stress-induced changes in live plant cells.
- Supports scalable screening of genetic or chemical modulators affecting nuclear architecture.
Translational & Preclinical Research
- Aligns nuclear and chromatin dynamics with stress adaptation phenotypes in model systems.
- Enables continuity from discovery to preclinical validation of stress resilience traits.
- Supports predictive de-risking for translational research in crop improvement.
Pipeline & Workflow Integration
This imaging and analysis pipeline integrates from early discovery through screening and translational research in plant biotechnology.
- Discovery Biology: Quantifies nuclear and chromatin dynamics to clarify stress response pathways.
- Screening: Delivers reproducible, quantitative readouts for assay development and compound evaluation.
- Analytics: Provides particle tracking and statistical outputs for robust condition comparison.
- Translational Research: Links nuclear architecture changes to stress adaptation, supporting trait validation.
- Enterprise Reuse: Offers a reusable imaging and analysis workflow adaptable to diverse plant models and stressors.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence in nuclear and chromatin target validation.
- Operational Value: Standardizes live-cell imaging and quantitative analysis for reproducibility.
- Strategic Value: Improves go/no-go decisions for stress adaptation trait development.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization of genetic or chemical interventions.
Implementation Considerations
- Requires expertise in confocal microscopy and live-cell imaging.
- Needs access to dual fluorescent marker lines and image analysis software (Fiji/ImageJ, TrackMate).
- Demands cross-team standardization for imaging protocols and data analysis.
- Adaptable to other plant species with suitable marker development.
- Limited by availability of compatible fluorescent markers for target systems.
