肺部灌注与固定：通过气管引入液体并固定肺组织以测量固定肺容积

摘要

来源：Limjunyawong, N. 等，小鼠肺癌研究中常用的灌注与固定方法。J. Vis. Exp. (2015)。

本视频介绍了一种将液体注入气管以进行肺部灌注、固定及肺容积测量的简单且可靠的方法。

方案

所有涉及动物的程序均已由当地机构动物护理委员会和 JoVE 兽医审查委员会审查。

1. 肺滴注

1. 选择用于插管的 1 英寸长 20 g 商用静脉插管。
2. 修改导管尖端，手动弯曲，使其在尖端产生轻微的弯曲，如图 1 所示。
3. 用注射氯胺酮 （100 mg/kg） 和甲苯噻嗪 （15 mg/kg） 的混合物 IP 麻醉小鼠，并通过没有反射运动来确认麻醉。麻醉后立即在眼睛上涂抹兽药膏。麻醉后立即在眼睛上涂抹兽药膏，并给予卡洛芬 （5-10 mg/kg SQ） 用于术后和滴注镇痛。
4. 将鼠标仰卧在倾斜的平台上。如图 2 所示，一个带有缝合环的大型办公室活页夹效果很好。
5. 剃掉颈部的腹侧部分，用 70% 的酒精清洁和消毒颈部区域。使用新的无乳胶和无粉手套，使用用 70% 酒精消毒的手术器械。
6. 使用锋利的剪刀在下切牙下方约 12 毫米的颈部做一个小手术切口。
7. 用镊子轻轻拉动颈部尾部的皮肤，直到可以看到气管的腹壁。
8. 轻轻缩回舌头并插入套管，弯曲的尖端向鼠标腹面倾斜。与 1.4 一样，轻轻拉动颈部皮肤，然后将套管插入气管。
   注意:稍加练习，可以看到导管沿着气管向下移动。如果它进入食道，则不会目视导管的运动。气管上没有切口。
9. 一旦在颈部的气管中看到导管，将其推进约 5 毫米以可靠地通过声带，但仍远高于隆突。
10. 准备用凝胶加载移液器吸头通过导管注射来滴注多达 50 μl 液体。将尖端放在鲁尔接头中，但在注射之前仔细观察，观察尖端中液体的运动与鼠标的呼吸同步。然后注入滴注液。
11. 使用 1 ml 注射器，立即通过导管将 0.6 ml 空气相对较快地注入肺部，以帮助将液体分配到肺部深处。取下套管。
12. 取下套管。
13. 按照 VetBond 的包装说明书说明，使用少量氰基丙烯酸酯粘合剂闭合小手术伤口。将小鼠放在单独的笼子里，并目视监测它们，直到它们醒来并表现正常，没有任何不适迹象。

2. 固定肺容量的测量

1. 使用阿基米德原理测量肺容积，如图 3 所示。从甲醛中取出固定的肺，解剖心脏和任何其他非肺组织。
2. 使用先前构建的简单自制金属丝支撑装置，用于将肺部完全置于水下。
   注意:此设备需要与正在使用的任何天平兼容。图 4 所示的典型设备由塑料移液器和细线 （20 G） 制成。该系统与视频中使用的天平配合良好，但也可轻松适应大多数实验室天平。
3. 将装有 ≈200 ml 水的烧杯放在天平上，然后将支撑笼放入水中去皮。参见图 5。拆下金属笼;将肺放在水面上，然后用笼子压在水下。
4. 在天平上记录重量。这个数字反映了排出的水量，因此是肺容量的直接量度。小心确保肺或缝合线或金属丝笼的任何部分不接触烧杯的侧面或底部。
5. 为了准确起见，请重复此测量。将肺从水中取出，然后在纸巾上晾干。再次用笼子去皮烧杯，然后重复肺容积测量。然后应将两个体积测量值取平均值。
   注意: 如果肺部在福尔马林中放置超过一周左右，肺部的空气会溶解在液体中。发生这种情况时，肺会下沉，因此不再需要像图 4 那样使用任何设备来保持肺浸没。在这种情况下，只需用一根缝合线夹住肺直到它完全浸没，就可以测量体积，如图 3 所示。

结果

图1： 带有轻微弯曲尖端的静脉导管，用于滴注。

图 2： 使用倾斜的三环活页本支撑小鼠进行插管。 该活页本可同时固定 3 只小鼠。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
实验室天平	Ohaus	Adventurer Pro Model AV 313	若其他天平的量程为1-300 g，也可使用
20 g 鲁尔式静脉导管	Insylte		其他多个可能的供应商，例如 Jelco Optiva
500 ml 实验室瓶	Various		其他多个可能的供应商