脑转移小鼠模型：通过颈内动脉注射癌细胞建立脑转移小鼠模型的方法

摘要

来源：Zhang, C. 等。颈内动脉癌细胞注射建立小鼠脑转移模型。J. Vis. Exp. (2017)

本视频展示了通过颈内动脉注射荧光标记的癌细胞建立脑转移小鼠模型的方法。该小鼠模型可用于研究新型治疗药物的效果及其潜在的生理机制。

方案

所有涉及动物模型的操作均已通过当地机构动物护理委员会和 JoVE 兽医审查委员会的审核。

1. 准备小鼠以进行肿瘤细胞注射

1. 通过腹腔（i.p.）注射氯胺酮/赛拉嗪混合液（氯胺酮 100 mg/kg，赛拉嗪 10 mg/kg）使小鼠麻醉。
2. 通过轻捏动物的足部确认麻醉完全，并观察其无反应。
3. 将小鼠置于玻璃板（用于灌注蛋白凝胶）上，并用橡皮筋固定。
4. 如有必要，通过剃毛或涂抹少量脱毛剂并用纸巾擦去毛发的方式去除颈部毛发。
   注意：若使用裸鼠，可跳过此步骤，因其无体毛。
5. 用聚维酮碘和70%酒精清洁颈部皮肤。
6. 将小鼠置于解剖显微镜的载物台上。
7. 使用手术刀片在皮肤上做一个约1 cm长的切口。
8. 用有齿镊钝性分离肌肉，以暴露下方的颈总动脉。
9. 用手术镊将颈总动脉与邻近的迷走神经分离。
10. 使用手术镊从棉球上取下部分棉花，润湿后捏成较小的棉球。将此缓冲液润湿的棉球置于预定注射部位的颈总动脉下方。
11. 在棉球远端和近端各放置一根缝线，并打松结。收紧近端结扎线以阻断血流进入注射部位。
12. 若棉球处的颈总动脉充满新鲜红色血液并明显充盈，即可进行癌细胞注射。

2. 癌细胞注射至颈动脉

1. 涡旋混匀，并用注射器吸取100 µL癌细胞悬液。
2. 在解剖显微镜下，将31G针头（斜面向上）缓慢插入位于棉球上方的颈动脉管腔内。
3. 缓慢将注射器中的细胞注入颈动脉。当缓冲的癌细胞进入循环系统时，可在显微镜下观察到附近血管和肌肉颜色发生变化，表明注射成功。
4. 当全部体积注射完成后，轻轻提起远端颈动脉，防止反流。
5. 迅速扎紧远端结扎线，完成注射过程。
6. 注射完成后，在解剖显微镜下收紧结扎线，并用显微剪修剪多余的丝线。将分离的肌肉复位以覆盖伤口部位。用两枚皮肤钉闭合皮肤。

3. 手术恢复

1. 将手术后的动物移至加热垫上以恢复。动物恢复意识可能需要 30–60 分钟。在此期间，给予布托啡诺（0.05 mg/kg） 通过 皮下注射作为术后镇痛。  
   注意： 应根据您的情况提供镇痛治疗 经本地IACUC批准的方案。 
2. 待动物苏醒并恢复至正常行为后，将小鼠送回饲养环境。术后数天内为小鼠提供凝胶食物。维护手术记录，并将其保存在实验室内。

4. 非侵入性 In Vivo 成像

1. 对于标记有荧光素酶报告基因构建体的细胞，使用 in vivo 成像系统检测癌细胞注射效率。
   注意：为避免对实验动物造成过度应激，注射当天不进行成像。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
盐酸氯胺酮/盐酸赛拉嗪溶液	Sigma-Aldrich	K113
Leica M50 常规体视显微镜	Leica	M50	该显微镜为模块化设计，高度可配置，可适应特定的空间需求
一次性外科手术刀	Integra Miltex	4-410	用于皮肤切口
组织镊 - 1×2 齿	Fine Science Tools	11021-12	用于钝性分离肌肉
Dumont #5 镜面精修镊	Fine Science Tools	11252-23	用于分离并准备颈动脉以进行注射
弹簧剪	Fine Science Tools	15025-10	用于剪断缝线
EZ Clip 伤口闭合套装	Stoelting	59020	用于伤口闭合
BD 胰岛素注射器	Becton Dickinson	328438	用于细胞注射
IVIS Spectrum In Vivo 成像系统	PerkinElmer	124262