通过颈静脉导管进行小鼠模型实验性药物的静脉注射：一种在小鼠模型中经颈静脉静脉递送实验性药物的技术

摘要

来源：Bornert, A. 等. 小鼠颅骨骨髓中巨核细胞和前血小板的活体双光子成像。J. Vis. Exp. (2021)

在本视频中，我们介绍一种将导管植入小鼠颈静脉的方法，通过该方法可将药物和示踪染料等实验试剂经静脉在活体动物体内递送。当该装置与其他系统连接时，还可用于监测血流动力学参数和采集血液样本。

方案

所有涉及动物模型的实验程序均已通过当地机构动物护理委员会和 JoVE 兽医审查委员会的审核。

1. 小鼠的准备及颈静脉插管

注意：此处使用雄性或雌性、5至7周龄的mTmG报告基因小鼠（B6.129(Cg) Gt(ROSA)26Sortm4(ACTBtdTomato,-EGFP)Luo10），与Pf4-cre小鼠杂交，可在巨核细胞和血小板中实现强烈的绿色荧光标记。实验开始前，需将显微镜的加热腔预热数小时。

1. 将小鼠转运至成像室，并开始进行麻醉。
   1. 通过腹腔（i.p.）注射氯胺酮溶液（氯胺酮（100 μg/g）和赛拉嗪（10 μg/g））进行麻醉，剂量为 5 μL/g。
      注意：此处采用重复给予氯胺酮/赛拉嗪的方法，效果良好，但需在记录过程中定期中断以重新注射。或者，若有麻醉机可用，可先使用氯胺酮/赛拉嗪诱导麻醉，随后通过吸入气体（异氟烷、空气和氧气的混合物）维持麻醉状态。
   2. 将小鼠放回笼中直至达到深度麻醉状态。之后将小鼠置于预热至 37 °C 的加热板上，后续所有操作均在此温度下进行。
      注意：在等待小鼠进入深度麻醉期间，开启显微镜及所有设备，并设置实验所需参数，以便手术完成后立即开始实验。本实验流程持续约 3 小时，为终末性实验，小鼠在实验结束后直接实施安乐死，不再恢复意识。因此，使用乙醇对皮肤和器械进行消毒已足够。然而，根据各机构的具体规定，或若实验时间更长，则应采用更彻底的消毒方法，例如交替使用聚维酮碘（碘伏）和乙醇进行三次擦洗。

2. 在颈静脉中插入导管。

注意： 手术过程中应尽可能避免微生物污染。手术前务必使用70%乙醇（EtOH）仔细消毒皮肤。始终使用灭菌的剪刀和镊子，并定期用70%乙醇冲洗。应在清洁的环境中操作，并佩戴口罩。静脉注射使用22 G“套管针”导管，其结构为塑料管内含一根金属针（见材料表）。

1. 将小鼠仰卧放置，用手术胶带固定其前肢以拉伸颈部（图1A）。用70%乙醇对颈部进行消毒。
   注意：为方便操作，可在手术前剃除颈部毛发。若手术时间较长，必须仔细剃毛以确保无菌操作的规范性。
2. 使用无菌剪刀在右侧或左侧颈外静脉上方做一长度为0.7–1 cm的切口。牵拉邻近结缔组织，暴露颈外静脉及胸肌顶部（图1A）。
3. 用温热的无菌生理盐水充满导管。穿透胸肌后，将导管插入静脉（图1B）。
   注意：注意避免导管内产生气泡。将导管穿过肌肉插入至关重要，因为肌肉可形成压迫点以防止出血。即使对于具有止血缺陷的小鼠（如Itgb3-/-小鼠），采用此方法插入导管也不会引起出血。
4. 轻柔地取出针芯，必要时小心地将导管进一步推入静脉。连接注射器，并滴加一滴手术胶（材料表）以固定导管。
   注意：也可将导管插入尾静脉，但因该静脉管径较小，需要一定操作经验。对于毛色较深的小鼠尤其困难，因其尾静脉几乎不可见。由于颈外静脉管径较大，将导管置于其中可更可靠地注射较大体积液体或进行重复给药。请注意，首次使用时注射器应先充满温热生理盐水，在注射药物溶液前切勿忘记先排出死腔体积。
5. 小心将小鼠恢复至俯卧位（图1C）。在眼睛表面涂抹眼用凝胶（材料表）以防止角膜干燥。

结果

图1：导管插入。 (A) 进行切口以暴露颈静脉和胸肌上部。(B) 将充满生理盐水的导管穿过肌肉插入颈静脉，形成一个压迫点。(C) 小心翻转小鼠，使其腹面朝下，同时确保导管位置良好。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
组织胶 Histoacryl 5 x 0,5 mL 	Braun 	1050052	外科用胶水注射溶液
伊马吉宁/氯胺酮 Imalgene/Ketamine 1000 瓶/10 mL 	Boehring 	3661103003199.00	眼部防护
隆朋 哌替啶 2% 瓶/25 mL	 Bayer 	4007221032311.00
Surflo 静脉留置针 - 蓝色 22 G 	Terumo 	SR-OX2225C1