所有涉及人类参与者的操作均按照机构、国家和国际的人类福利指南进行,并已通过当地机构审查委员会的审查。
1. 外周血单个核细胞(PBMCs)的分离
- 试剂的制备
- 配制 PBS/EDTA:将磷酸盐缓冲液(PBS)补充 2 mM 乙二胺四乙酸(EDTA)。通过 0.2 µm 滤膜过滤对该溶液进行灭菌。注意:将 PBS/EDTA 储存于 4 °C,使用前恢复至室温。
- 配制染色缓冲液:将磷酸盐缓冲液(PBS)补充 2% 胎牛血清(FBS)、10 mM 4-(2-羟乙基)-1-哌嗪乙磺酸(HEPES)和 2 mM 乙二胺四乙酸(EDTA)。通过 0.2 µm 滤膜过滤对该溶液进行灭菌。
- 从血锥中收集血液
注意: 血锥是医院在血小板单采术后收集的含有白细胞成分的血液。若血液采集于肝素或 EDTA 管中,请以 1:1 比例用 PBS 稀释后进入步骤 1.3;若收到的是白细胞层(buffy coat),请以 1:2 比例用 PBS 稀释后进入步骤 1.3。
- 剪开血锥两端,使血液流入 50 ml 离心管中。
注意血锥通常含有 10 ml 血液。
- 使用装有 30 ml PBS/EDTA 的钝头注射器冲洗血锥,并将冲洗液收集至 50 ml 离心管中。
- 用 PBS/EDTA 进一步稀释血液,最终体积为 80 ml。
- 通过密度梯度离心法分离外周血单个核细胞(PBMCs)
- 将 15 ml Ficoll 分装至 4 个新的 50 ml 离心管中。
- 使用 25 ml 血清移液管将 20 ml 稀释后的血液缓慢加至 Ficoll 液面上方。注意将 50 ml 管倾斜约 45° 角,并小心避免扰动两相界面。
- 在 20 °C 条件下,以 805 × g 离心 30 分钟,离心过程中不启用刹车。
- 移除血浆层,并用巴斯德移液管收集位于血浆层下方的 PBMC 环状层。将四管 PBMC 合并至两个 50 ml 离心管中。注意避免收集 PBMC 下方的透明层。
- 每管 PBMC 加入 PBS/EDTA 至终体积为 50 ml,然后在 20 °C 条件下,以 548 × g 离心 10 分钟,启用刹车。
- 吸除上清液,每管沉淀用 25 ml 染色缓冲液重悬,再合并至一个 50 ml 离心管中。
- 在 4 °C 条件下,以 367 × g 离心 5 分钟,启用刹车。
- 吸除上清液,用 10 ml 染色缓冲液重悬沉淀。
2. 通过磁性分离法富集单核细胞
- 确定细胞数量
- 取 20 µl PBMC 细胞悬液,与 20 µl 台盼蓝混合,使用细胞计数仪计数活细胞数量。
- 将细胞悬液在 4 °C 条件下,以 367 x g 离心 10 分钟,使用刹车。
- 完全吸除上清液,并将细胞沉淀重悬于 80 µl 染色缓冲液中,使细胞浓度为 107 个细胞。
- 磁性标记
- 每 107 个细胞加入 20 µl CD14 微珠,充分混匀,在 2 - 8 °C 条件下孵育 15 分钟。
- 每 107 个细胞加入 1 ml 染色缓冲液洗涤细胞,然后在 4 °C 条件下,以 367 x g 离心 10 分钟,使用刹车。
- 完全吸除上清液,并将细胞沉淀重悬于 50 µl 染色缓冲液中,使细胞浓度为 107 个细胞。
- 磁性分离
- 对于最多 2 x 108 个总细胞,使用中等尺寸的分选柱。
注意:根据产品说明书推荐的总细胞数和 CD14+ 细胞数,选择合适的分选柱和磁性分离器。
- 将分选柱置于合适的磁性分离器的磁场中,并用 500 µl 染色缓冲液冲洗分选柱以进行预处理。
- 将细胞悬液用移液器加至分选柱上,用 15 ml 离心管收集未标记的流穿细胞。
- 在分选柱下方更换新的 15 ml 离心管,并用 500 µl 染色缓冲液洗涤分选柱 3 次。每次洗涤前确保分选柱储液腔已完全排空,再加入下一份染色缓冲液。
- 将分选柱从磁性分离器上取下,放置于一个新的 15 ml 离心管上。
- 向分选柱中加入 1 ml 染色缓冲液。立即使用试剂盒中提供的推杆用力插入分选柱,将磁性标记的细胞快速冲洗出来。
- 使用洗脱组分在新的分选柱上重复步骤 2.3.2 至 2.3.6,以提高 CD14+ 细胞的纯度。注意在步骤 3.2 的培养过程中,微珠会自动从细胞上解离。
3. 树突状细胞向不同活化状态的分化
- 试剂制备(所有试剂的内毒素水平必须低于 0.1 EU/ml)
- 制备细胞培养基:RPMI 1640 培养基中添加 10% 胎牛血清(FBS)、1% 非必需氨基酸(NEAA)和 0.05 mM 2-巯基乙醇(2ME)。通过 0.2 µm 滤膜过滤对该溶液进行灭菌。
- 制备细胞因子:在无菌条件下,分别用细胞培养级水将 IL-4 和 GM-CSF 重悬至浓度为 0.25 mg/ml。将细胞因子分装至 200 µl 微量离心管中,并于 -80 °C 保存。
- 制备维生素 D3 储存液:在无菌条件下,用细胞培养级水将维生素 D3 重悬至浓度为 100 mM。将维生素 D3 分装至 1.5 ml 微量离心管中,并于 -20 °C 保存。
- 制备地塞米松储存液:在无菌条件下,用细胞培养级水将地塞米松重悬至浓度为 10 mM。将地塞米松分装至 1.5 ml 微量离心管中,并于 -20 °C 保存。
- 制备 LPS:在无菌条件下,用细胞培养级水将脂多糖(LPS)重悬至浓度为 1 mg/ml。将 LPS 分装至 1.5 ml 微量离心管中,并于 -20 °C 保存。
- 生成不同类型的 moDCs
- 将四组 CD14+ 单核细胞以 0.3 - 0.5 x 106/ml 的密度接种于 6 孔板中,每孔培养基体积为 2 ml,培养基中添加 200 ng/ml GM-CSF 和 200 ng/ml IL-4。注意,此为第 0 天。
- 将细胞置于 37 °C、含 5% CO2 的组织培养箱中孵育。
- 在第 4 天,从培养物中移除 850 µl 培养基,于 4 °C 下以 300 x g 离心 5 分钟。吸除上清液,将沉淀重悬于 1 ml 含有 2 倍浓度(200 ng/ml GM-CSF 和 200 ng/ml IL-4)的细胞培养基中,然后将该细胞悬液加回原培养孔中。注意,加入的 GM-CSF 和 IL-4 为 2 倍浓度,当 1 ml 培养基加回后,其终浓度即为 1 倍。
- 在第 5 天,向其中两组培养物中每毫升培养基加入 1 µl 维生素 D3 储存液和 1 µl 地塞米松储存液,以生成耐受性 moDCs。注意,维生素 D3 的终浓度为 100 nM,地塞米松的终浓度为 10 nM;第 5 天无需添加 GM-CSF 和 IL-4。
- 在第 6 天,向所有组别中添加 200 ng/ml GM-CSF 和 200 ng/ml IL-4。
- 在第 6 天,向仅用 GM-CSF 和 IL-4 处理的一组中加入 1 µg/ml LPS,以生成成熟 moDCs。
- 在第 6 天,向一组耐受性 moDCs 中加入 1 µg/ml LPS,以生成 LPS 耐受性 moDCs。
- 在第 7 天,通过 PBS 加 EDTA 冲洗培养皿收集不同类型 moDCs,用于流式细胞术或其他研究。注意,仅收集非贴壁细胞。需注意,由 CD14+ 单核细胞生成的未成熟 moDCs、成熟 moDCs、耐受性 moDCs 和 LPS 耐受性 DCs 的得率分别约为 90%、50%、60% 和 60%,且因供血者和 FBS 批次不同而有所差异。