使用球囊导管在小鼠模型中诱导脑死亡

摘要

来源：Ritschl, P. V.，等 利用动脉内血压监测和经气管切开通气在小鼠中诱导脑死亡。J. Vis. Exp. (2020)。

本视频演示了通过球囊导管可控地增加颅内压，从而在小鼠模型中诱导脑死亡的实验操作，以模拟自然状态下的脑死亡过程。

方案

所有涉及动物模型的操作均已通过当地机构动物护理委员会和 JoVE 兽医审查委员会的审核。

1. 动脉插管

1. 根据当地操作规范，通过腹腔注射氯胺酮和赛拉嗪以及镇痛剂（例如，丁丙诺啡）对小鼠进行麻醉。用镊子夹捏后肢以确认麻醉深度。
   注意：本研究使用8−12周龄的雄性C57BL/6N小鼠（体重20−25 g）。作者曾尝试同龄雄性BALB/c小鼠但未成功，尚未测试其他品系。
2. 使用电动剃刀去除感兴趣区域（头部、颈部）的毛发。确保无松散毛发残留，以防伤口污染。随后用70%乙醇/氯己定/聚维酮碘对术区进行消毒，并将小鼠仰卧位固定，头部朝向术者。
3. 使用解剖剪在颈部正中做一切口。
4. 解剖下颌下腺和颈部肌肉组织并将其分离，以暴露颈总动脉。主要使用镊子进行钝性分离。
5. 在右侧颈总动脉下方放置三根8-0丝线结扎线。
6. 在近端结扎线上放置夹子，并对动脉施加张力，以阻断血流。
7. 结扎最远端的结扎线。
8. 通过切口颅侧预先制作的皮肤小孔插入动脉导管。若导管直径过大导致回血过多，可挤压并变形导管管腔以减少回流。使用三根结扎线固定导管。
9. 将导管缝合固定于皮肤，以防移位。可通过缝线（例如，5-0单股不可吸收缝线）将导管与预置皮肤小孔周围的皮肤连接实现固定。

2. 气管切开术

1. 使用镊子钝性分离气管前肌群。
2. 在气管下方放置两根8-0丝线结扎线。
3. 使用显微剪尽可能靠近近端进行气管切开，以避免单侧通气。在两个气管软骨环之间沿水平方向剪开。
4. 插入通气管，并用两根预先准备好的结扎线固定。
   注意： 气管近端无需结扎。
5. 使用连续缝合方式缝合皮肤（例如，6-0单股非吸收缝线）。
6. 以每分钟150次的频率、200 µL的潮气量对小鼠进行通气。

3. 脑死亡（BD）诱导

1. 将小鼠置于俯卧位。
2. 使用手术剪和镊子夹住皮肤，去除颅骨上的皮肤。
3. 在左侧顶叶皮层上方中线旁钻一个直径为1 mm的孔。钻孔时应在穿透内层致密骨质和硬脑膜之前停止。
4. 使用钝头镊子穿透颅骨最后的组织桥，去除锐利边缘。
5. 插入球囊导管，使其完全位于颅腔内。确保球囊已预先充满生理盐水，并排尽所有空气。
6. 借助注射泵，在10−15分钟内以约0.1 mL/min的速度开始充胀（总体积为0.8−1.2 mL）。
   注意： 小鼠将出现肌阵挛、瞳孔散大、进一步的癫痫样活动以及临终叹气样呼吸。
7. 当小鼠尾巴变得僵硬并竖起时，判定其脑死亡。
   注意： 脑死亡通过特征性的初期血压峰值（库欣反射）、脑干反射消失以及自主呼吸停止来确认。实验过程中应避免常规进行呼吸暂停测试，因为小鼠可能因缺氧而出现循环不稳定。
8. 停止球囊导管的充胀。
9. 在小鼠身上覆盖加热毯，以防止低体温。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
动脉导管（BD Neoflon 26G）	BD	391349
血压换能器（APT300）	Harvard Apparatus Inc.	73-3862
Fogarty 动脉取栓导管 N° 3	Edwards Lifesciences Corporation	120403F
镊子	FST	11271-30
带柔性探头的恒温毯系统	Harvard Apparatus Inc.	55-7020
氯胺酮溶液（Ketansol）	Graeub	6680110
显微剪刀	FST	15018-10
持针器	FST	12060-02
Prolene 5-0	Ethicon	8698H
Pump 11 Elite 单通道输注泵	Harvard Apparatus Inc.	70-4500
手术剪刀	FST	14075-11
体视显微镜	Olympus	SZX7
透气胶带（Transpore Tape）	3M	1527-1
吸水垫	Molinea.A	274301
小鼠呼吸机（MiniVent Model 845）	Harvard Apparatus Inc.	73-0043
赛拉嗪溶液（Xylasol）	Graeub	7630109