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所有涉及动物模型的程序均已由当地机构动物护理委员会和 JoVE 兽医审查
审查
注意：首先确定目标小鼠种群。在以前的研究中，仅使用了雄性野生型 C57/Bl6 小鼠。然而，也可以使用各种转基因或敲除小鼠。请注意，立体定向坐标基于 C57/Bl6 解剖结构。建议每个用户最初验证笔画与白质的定位。
1.白质中风诱导 - 内侧成角入路
- 首先使用远端直径在 15-25 μm 之间的 0.5 mm 毛细管准备拉动玻璃移液器。
- 在无菌 0.9% 生理盐水中制备 27.4 mg/ml （130 μM） 的无菌 10 μl L-Nio（N（5）-（1）-亚氨基乙基-L-鸟氨酸盐酸盐）等分试样。
- 通过将玻璃移液管固定到连接到真空管路的管道上，用少量 L-Nio （2-5 μl） 预填充拉出的玻璃移液器。将移液器平放在工作台上，将拉出的一端插入 L-Nio 溶液中。
- 施加真空，直到移液器的 0.5 mm 部分至少装满 2 mm。关闭真空并取出移液器。将其放在一边，直到步骤 1.12。
- 将小鼠置于诱导室中，使用流经蒸发器的标准 32% 异氟醚（5 L/min 吸入 5 L/min 氧气和 0.5 L/min 氮气）诱导小鼠麻醉 1 分钟或直到深度麻醉。将鼠标转移到配备有立体定向显微镜的立体定向装置上。使用流经蒸发器（2 L/min 吸入 5 L/min 氧气和 0.5 L/min 氮气）和鼻锥的 32% 异氟醚提供维持麻醉。用脚趾捏住检查麻醉深度。
- 将注射臂调整至 36°。
- 将拉动的玻璃移液器支架固定在低容量压力注射系统的远端，并将其连接到立体定向装置的注射臂上。
- 用凡士林涂在麻醉动物的胡须上，并在双眼上涂抹人工泪液软膏。通过在动物的头部上放置无菌窗帘，并在头部上开 5-10 厘米的开口来准备无菌手术区域。通过剃掉颅骨上的皮毛来准备无菌手术表面。交替使用优碘和 70% 酒精棉签清洁头皮。
- 用无菌细剪刀做一个 1.5 厘米的中线头皮切口，露出颅骨表面。用无菌棉签擦干颅骨，并使用 1-3 倍放大倍率的立体定向显微镜，使用无菌微点工具去除任何覆盖的骨膜组织。
- 使用细尖标记将前囟标记为参考点。
- 使用无菌细尖手术钻头钻一个 2 毫米的椭圆形开颅手术，从前囟向后开始，并在中线左侧向前延伸。去除骨碎片和覆盖的软组织，以便可以看到大脑皮层。
- 通过间歇性滴入无菌盐水，保持手术区域和皮质表面湿润。
- 将拉出的玻璃移液器固定在立体定向装置的注射器臂上。将移液器的远端与前囟对齐，并将立体定向坐标归零。
- 将移液器推进到表 1 中提供的第一个前/后 （A/P） 和内侧/外侧 （M/L） 坐标。
- 将移液器推进到皮质表面，将背侧/腹侧 （D/V） 测量值归零。
- 将移液器缓慢地进入大脑，直到达到表 1 中的第一个 D/V 坐标。
- 使用设置为 20 psi 的低容量压力注射系统，脉冲 20 毫秒，将 100 nl L-Nio 注射到大脑中并等待 5 分钟，以防止移液器轨道反流。
- 在立体定向显微镜的目镜中使用校准的标线，放大倍数为 3 倍。
- 因此，对于每组坐标，从拉动的玻璃移液器中总共移动 0.100 mm3（在 0.5 mm 直径的移液器中为 0.5 mm 长度，相当于 100 nl）。通过使用标线，进行测量和标准化，因为每种设置都因使用的放大倍率和刻度而异。
- 为了在每次注射过程中准确测量体积，用显微镜从侧面接近倾斜的移液器，使空气流体弯液面具有矢状视图。弯月面应出现在移液器内壁和外壁的同一焦平面上。
- 慢慢取出移液器，并在表 1 中提供的第二组和第三组坐标处重复步骤 1.13-1.16.3。
- 最后一次注射后，取出移液管并放置足够的骨蜡以填充开颅手术部位。近似伤口头皮的边缘，并用真皮粘合剂粘合。
- 使用无菌 0.1 G 针头将 0.5 ml 30% 马卡因注射到伤口边缘，以防止与头皮切口相关的局部疼痛。
- 将动物放回饲舍，并在饮用水中提供术后抗生素（0.48 mg/ml 甲氧苄啶-磺胺甲噁唑或 0.5 mg/ml 左氧氟沙星），持续 5 天。
