来源: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR;Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG。印第安纳州,圣母大学
生物医学研究的一项基本要求是正确识别实验动物。在实验操作和数据采集过程中,必须确保使用正确的动物个体。实验室小鼠和大鼠可通过以下永久性方法进行识…
此处描述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南,并经机构动物护理和使用委员会(IACUC)批准。所有操作须遵守“3R”原则——替代(Replacement)、减少(Reduction)和优化(Refinement),且必须由经过培训的人员执行。
1. 耳缘打孔标记法
耳缘打孔编码已被开发为一种快速且经济的个体动物标记方法。耳缘打孔有三种类型:剪刀式打孔器、拇指式打孔器和杠杆式打孔器。动物的右耳用于表示个位数,左耳用于表示十位数,耳中部用于表示百位数。

图1. 使用剪刀式打孔器对小鼠进行耳部打孔。
2. 耳标识别
可向制造商定制带有字母和/或数字编码的耳标,以便区分不同小鼠品系或研究人员。耳标可由金属或塑料制成。一些塑料耳标带有二维码,需使用兼容的扫描仪或读取设备才能获取编码信息。与视觉识别方法不同,二维码无法在没有智能手机或专用扫描仪等外部设备的情况下被解读。这种对外部扫描设备的依赖构成了实际限制,因为在某些实验设施环境中,可能无法立即获得合适的设备,从而影响常规操作中的工作效率。

图 2. 一只耳标正确固定在耳廓上的小鼠。
关键术语与定义
耳标价格低廉且操作简便,因此常用于个体小鼠和大鼠的识别。耳标可定制为一系列数字和/或字母。为特定小鼠/大鼠品系或主要研究者(PI)分配特定编码,有助于记录保存和数据库管理,尤其适用于存在多个品系和多位PI的大型繁育群体。此外,市面上有多种类型的耳标可供选择。金属耳标上的字符为蚀刻而成,虽然清晰,但由于耳标尺寸较小,在操作小鼠时通常需要将其拿起才能读取编码。其他选择包括带有数字和/或字母的彩色塑料耳标,或正面带有条形码的塑料耳标。这两种塑料耳标均允许在不接触动物的情况下读取信息。塑料耳标的另一优势在于其与磁共振成像(MRI)的兼容性。
耳标在耳部的定位至关重要,不当定位可能导致多种不良后果。耳标必须放置在不会导致耳廓弯曲、妨碍动物活动或钩挂笼具任何部位的位置。若耳标过于靠近耳缘,则容易从耳廓组织上撕脱;若过于靠近头部,则颈部皮肤可能卡入耳标,引起刺激、疼痛及活动受限。这可能导致动物因抓挠耳标而造成自伤,或将耳标从耳部撕下,甚至将足部卡入耳标中。因此,正确的定位和操作技术培训至关重要。
尽管耳标可为小鼠或大鼠提供个体标识,但其并非绝对可靠。耳标可能因打斗、过度理毛、易感品系的皮炎、感染或自伤行为而丢失。成年大鼠尤其不耐受耳标,常自行将其移除并造成自伤。大鼠更具攻击性的繁殖行为也可能导致耳标从耳廓上被撕下。若小鼠或大鼠采用配对或群养方式,多个个体同时丢失耳标将带来管理困难。为避免此问题,应采用次级识别方式,例如在与耳标相对的耳朵上使用打孔编码,或在尾部或脚趾进行纹身标记。设施应统一规定耳标佩戴耳侧以及另一耳或脚趾所用编码格式。所有编码均应标注于笼位卡片上。
耳部打孔编码是一种快速简便的识别方法,但该技术存在局限性。常用的编码系统可使用的编号数量有限,通常最多为100至399个。读取耳部打孔编码时,多数动物需通过颈背部抓握固定。打孔组织可同时作为PCR基因分型的样本,从而实现动物识别与基因型采样的同步完成,减少因重复操作给动物带来的应激。
耳部打孔工具有三种类型:剪刀式打孔器、拇指式打孔器和杠杆式打孔器。尽管三者均有效,但各有优缺点。例如,随着大鼠年龄增长,其耳部皮肤会增厚。因此最好在断奶期对幼年大鼠进行打孔操作。对于需要识别的成年大鼠,应考虑使用吸入麻醉。从人体工程学角度而言,杠杆式打孔器比拇指式更易操作,尤其适用于老年大鼠较厚的耳部组织。然而,这两种打孔器均需手指施加捏合力。剪刀式打孔器无需捏合动作,具有人体工程学优势,可避免腕管综合征相关的疲劳与损伤。相比之下,拇指式打孔器在采集基因分型样本方面更具优势,因其带组织的尖端可直接放入离心管中。具体选用何种打孔器应由操作人员根据任务需求及大鼠年龄决定。
对于大鼠,尽管金属耳标使用最为广泛,但研究表明其使用可能带来不良后果。佩戴金属耳标数月后,动物可能出现炎症、肿瘤性病变甚至慢性疼痛。若出现不良反应,应立即从耳部移除耳标,并由兽医人员对后续损伤进行检查和必要治疗。
正确护理和维护打孔器可延长其使用寿命。所有类型的打孔器若经高压灭菌均会变钝,因此建议使用消毒剂清洁后以酒精冲洗。随后必须彻底干燥以防止生锈。若打孔器用于PCR实验,应将其浸泡于可去除残留DNA或RNA的溶液中3分钟。使用前需用酒精冲洗并擦干。
本视频将帮助您解答的问题
在选择合适的识别方法时,需综合考虑多种因素。每种技术均有其优缺点,必须结合实验需求进行权衡。尽管成本需与其他因素一并考量,但操作的便捷性及对动物造成的不适程度应作为首要考虑因素。
耳部打孔/切口法在小鼠和大鼠中广泛应用,因其成本低且操作简便。读取耳部打孔编码时,多数动物需通过颈背部抓握固定。然而,打孔组织可同时作为PCR基因分型样本,实现识别与基因型采样的同步完成,从而减少因重复操作给动物带来的应激。
准确识别实验动物对于确保在实验操作中使用正确的动物以及获得可靠的数据收集至关重要。
目前存在多种侵入性和非侵入性方法用于识别实验动物;常见的侵入性方法包括耳标和耳缘打孔,这些方法需要机构审批。
然而,在可行的情况下,优先选择非侵入性方法,因为它们可减少动物的不适并改善动物福利。
在进行耳缘打孔前,必须了解编码系统、打孔类型及其优缺点。
耳缘打孔是指在动物外耳(耳廓)上制造孔洞或切口,以实现对动物的唯一标识。
许多机构采用经批准的耳孔或耳缺编码系统。 在常用系统中,右耳上的标记代表个位数,左耳上的标记代表十位数,中央打孔则代表百位数。
在这些系统中,通过在指定位置使用单个孔/切口、双切口或其组合来赋予数值。
例如,若要将动物编号标记为39,则应在右耳指定位置打一个孔表示30,在左耳指定位置打一个双切口表示9。
在分配编码时,应使用最简单的必要图案,尽量减少打孔或切口的数量和大小,以降低组织损伤。强烈建议将切除的组织用于基因分型。
市面上有三种类型的耳打孔器:剪刀式打孔器、拇指式打孔器和杠杆式打孔器。每种都有其优缺点。
拇指式打孔器需要捏压动作,但其体积较小,可放入Eppendorf管中,便于更方便地收集耳组织。
从人体工程学角度看,杠杆式打孔器比拇指式更容易使用,尤其适用于耳朵较厚的老年大鼠。
剪刀式打孔器不需要捏压动作,因此可避免腕管综合征相关的疲劳和损伤。
尽管耳缘打孔是一种快速且简单的识别方法,但它也存在局限性,例如识别范围有限以及潜在的动物福利问题,因此不太适用于大规模或注重精细化管理的研究。
另一个局限性是随着动物年龄增长,耳部皮肤会增厚,若不引起动物明显痛苦则难以完成打孔。
因此,最好在幼鼠断奶时进行耳缘打孔。对于需要识别的成年动物,应根据机构批准的指南考虑使用吸入性麻醉。
在耳缘打孔前,需用消毒液清洁打孔工具,再用酒精冲洗,彻底干燥,并避免高压灭菌。
首先,通过抓握动物颈背部皮肤固定动物,使其耳朵易于操作。
要在耳朵上打孔时,将右耳放入打孔器中,确保孔的位置远离耳廓边缘。
接着,迅速而有力地施加压力,使剪刀式打孔器快速闭合以穿透皮肤,然后释放压力并将打孔器从耳朵上移开。
避免拉扯或扭转打孔器,以防撕裂组织。对于切口操作,将打孔器置于耳廓边缘,快速施加牢固压力,然后打开剪刀将其移除。
在将动物放回笼子前,确认已正确打上编码。
然后用消毒剂清洁打孔器,用酒精冲洗并彻底干燥,以防生锈。
耳标是另一种用于小鼠和大鼠识别的方法。
市面上有多种类型的耳标,包括表面蚀刻有数字和/或字母的金属耳标,以及带有字符或条形码的塑料耳标。
金属耳标的一个缺点是通常需要拿起动物才能读取编码。相比之下,塑料耳标无需接触动物即可轻松读取。
塑料耳标或其他非金属耳标的另一个优点是其与磁共振成像(MRI)的兼容性。虽然耳标可为小鼠或大鼠提供个体标识,但并非绝对可靠。耳标可能因过度理毛、感染、打斗或攻击性繁殖行为而丢失。
如果多个动物共用一个笼子,耳标丢失可能会带来麻烦。耳部选择和识别编码应遵循机构批准的规程,所有信息均应清晰记录在笼卡上。
现在,让我们学习如何安装耳标,因为错误的安装位置可能导致多种不良后果。
第一步是为待识别动物选择合适的耳标。此处我们将使用金属耳标来演示小鼠的操作过程。请确保订购与所用耳标尺寸和样式相匹配的安装器。
轻轻取出耳标并将其正确放入安装器中,使带孔的一端位于安装器的凹槽区域上方,耳标的尖端应与凹槽相对。
固定动物,使其耳朵易于操作。
将耳标置于耳廓下三分之一处,避开耳缘和耳基部。然后用力压紧安装器,耳标将刺穿耳朵并锁紧。
松开后,带标的耳朵会自动从安装器中脱出。确认耳标已正确安装到位。
所有操作应由经过培训的人员按照批准的IACUC或机构规程进行。标记后应监测动物是否有刺激、肿胀或自残迹象,若出现并发症应及时采取适当措施。
耳标安装位置必须确保不会导致耳朵弯曲、妨碍动物活动或钩挂笼具任何部位。若耳标安装过于靠近耳缘,则容易被撕裂。
为移除耳标,需用蘸有抗菌溶液的棉签清洁耳标周围残留物。在严重感染情况下,应根据机构兽医指导使用麻醉或镇痛药物。
然后使用金属剪线钳横向剪断耳标环的顶部边缘。重要的是不要剪切扁平面,否则会导致耳标压缩、夹伤耳朵并造成组织损伤。使用止血钳轻轻引导耳标穿过并退出耳朵。
滑动取出耳标时,确保压接端不穿过耳组织,以免造成创伤并扩大穿孔孔径。耳标移除后,用浸有抗菌液的棉签擦拭耳朵,并将动物放回笼中。
所有操作应由经过培训的人员依据批准的机构规程执行,以最大程度减少动物应激。
若耳朵出现脓性分泌物,可能需要后续治疗,建议咨询兽医人员进行评估。移除塑料耳标时也应采取相同的预防措施。
让我们回顾一些耳标和耳缘打孔可能有用的研究实验。使用耳缘打孔编码的一个主要优势是,打下的组织可同时作为基因分型的样本,从而减少因重复操作给动物带来的应激。
然而,如果你计划将打下的组织用于PCR样本采集,请记住在使用前应先将器械浸泡于表面去污溶液中以去除残留的DNA或RNA,随后按机构批准的规程进行适当冲洗。
当实验持续数天以上时,识别技术的重要性进一步凸显。例如,在本实验中,科研人员首先使用金属耳标对动物进行标记,随后向坐骨神经注射表达荧光素酶蛋白的转基因肿瘤细胞悬液。
接下来,为了量化癌症进展,他们在注射后第1天、第10天和第18天利用生物发光成像技术对动物进行成像。
您刚刚观看了JoVE关于啮齿类动物两种常用识别方法——耳标和耳缘打孔的演示。现在您应已理解耳缘打孔编码系统,了解市面上不同类型的啮齿类动物耳标,并能够准确执行这些操作而不引起动物明显不适。
请记住,每种技术都有其优缺点,必须结合您的实验需求加以权衡。除了成本和操作便捷性外,动物所承受的疼痛程度也应是选择合适识别方法时的主要考虑因素之一。
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Q1: How does the ear punch code system work for identifying rodents?
The ear punch code uses standardized notch positions on both ears to create unique animal identifiers. Right ear notches represent single digits (1, 3, 5 for units; double notch for 2), while left ear notches represent tens (10-90). Center holes represent 100 (right ear) and 200 (left ear), with both holes indicating 300. This system allows labeling animals from 1 through 399 by combining notch values.
Q2: What are the main differences between scissor, thumb, and lever ear punches?
Scissor punches avoid pinching motions, reducing carpal tunnel fatigue and injury. Thumb punches are small enough to fit in an Eppendorf tube for easier tissue collection but require a pinching motion. Lever punches are ergonomically superior for thicker ears of older rats. Each design offers distinct advantages depending on your specific research needs and animal age.
Q3: Why is ear punching best performed on young rats rather than adults?
As rats age, their ear skin thickens, making ear punching difficult and causing significant distress without anesthesia. Young rats, ideally when weaned, have thinner, more pliable ears that tolerate the procedure better. For adult rats requiring identification, inhalant anesthesia induction and maintenance laboratory animals should be considered to minimize animal discomfort during ear punching.
Q4: What are the advantages and disadvantages of metal versus plastic ear tags?
Metal tags require picking up the animal to read the code, while plastic tags are easily readable without handling. Plastic tags are compatible with MRI imaging and reduce animal stress from repeated handling. However, both tag types can be lost due to over-grooming, infection, fighting, or self-trauma. Using a secondary identification method like punch codes on the opposite ear prevents identification loss.
Q5: What positioning errors should be avoided when applying ear tags to rodents?
Tags placed too close to the ear edge risk tearing; tags positioned too close to the head can catch neck skin, causing irritation and restricted movement. Tags must not bend the ear, interfere with mobility, or catch on caging. Incorrect positioning leads to self-trauma, infection, and swelling, potentially requiring tag removal and veterinary treatment.
Q6: How should ear punch tissue samples be prepared for PCR genotyping?
Before collecting punch tissue for PCR samples, soak the apparatus in a surface decontaminant solution for at least 3 minutes to remove residual DNA or RNA, then rinse with alcohol. This preparation prevents contamination and ensures accurate genotyping results. Using punches for tissue collection reduces animal stress by eliminating repeat handling for separate sampling procedures.
Q7: What is the proper procedure for removing an infected ear tag from a rodent?
First, moisten a cotton-tipped applicator with antiseptic solution and remove debris around the tag. For severe infections, anesthetize the animal. Using wire cutters, cut across the tag loop edge-to-edge, never the flat surface. Gently guide the tag out with hemostats, avoiding the crimped end to prevent hole enlargement. Wipe the ear with antiseptic and monitor for purulent discharge requiring veterinary follow-up.