化合物给药 III

此处描述的所有动物实验操作必须遵循机构动物伦理指南，并经动物护理和使用委员会（IACUC）批准。所有操作须遵守“3R”原则——替代（Replacement）、减少（Reduction）和优化（Refinement），并由经过培训的人员执行。

1. 皮内给药

1. 大多数皮内注射使用基于水的化合物。溶液必须经过生理缓冲以达到中性pH值，以避免注射部位发生组织坏死。
2. 针头规格范围为25至27号，应选择尽可能小的规格。
3. 每个注射部位的剂量范围为50–100 µL。注射过大的体积可能导致注射部位出现坏死，或因压力导致化合物从注射部位渗漏。
4. 为了准确将针头置入皮内间隙，必须对小鼠和大鼠进行麻醉。吸入麻醉可实现快速诱导和恢复；然而，注射麻醉的优势在于可提供充足的时间用于注射区域的准备和注射操作的实施。
5. 使用脱毛膏或剃毛方式去除注射部位的毛发。
6. 彻底清除残留的脱毛膏或毛发碎屑。
7. 涂抹局部消毒剂，例如碘溶液、氯己定溶液或酒精。
8. 给药步骤
   1. 用拇指和食指将皮肤绷紧。这有助于在放置针头时保持皮肤稳定。
   2. 将针头斜面朝上放置于皮肤表面。
   3. 轻柔地将针头插入表皮与真皮之间的皮内层，并将针头向前推进至刚好超过斜面的位置。
   4. 缓慢注射药物。注射过程中会在皮肤内形成一个丘疹（即小水疱）。
   5. 注射后暂停片刻，待皮肤伸展并适应后再拔出针头。
9. 注意事项
   1. 无需回抽针栓。
   2. 若针头插入皮下间隙，则不会形成丘疹。注射过深会导致药物进入皮下组织，造成皮下注射。
   3. 避免按压或擦拭注射区域，以免导致药物从注射部位渗出。
   4. 进行多次注射时，应合理间隔注射点，确保形成的丘疹互不重叠。

图1. 小鼠皮内注射。

2. 鼻内给药

1. 设备
   1. 使用可校准以精确输送指定体积的微量移液器。
   2. 应使用一次性移液器吸头，以避免交叉污染。TB 注射器、钝针和软管也可用于给药。
   3. 大鼠的总注射体积不应超过 50 µL。小鼠的总注射体积最大应小于 20 µL。
2. 在清醒动物中给药
   1. 对清醒动物进行手动固定时，需使其头部相对静止，以便移液器吸头或钝针可接近鼻孔以递送化合物，但不可过于靠近，以免刺伤或擦伤鼻腔组织。
   2. 固定动物并使其保持垂直位置。
   3. 将少量液态化合物滴于鼻孔开口处，动物应能吸入该液滴。
   4. 交替给予双侧鼻孔额外体积，直至完成全部给药。
   5. 当给予较大体积时，固定过程中应避免限制胸部活动。胸部受压会妨碍动物进行足够深度的呼吸，从而无法将液体吸入支气管和肺部。

图 2. 清醒小鼠的鼻内给药。

3. 对无意识动物给药
   1. 使用适用于该操作的适当方案对动物进行麻醉，因为吸入麻醉需要精确控制时间，并可能在给药过程中需要调整。使用吸入性麻醉剂可使动物在接近和给予化合物时保持不动，从而避免动物咬到给药设备、因头部抽动导致药物损失，以及对动物鼻腔组织、眼睛或面部皮肤造成损伤。此外，动物在给药时也较不容易出现喷鼻或从鼻孔喷出药物的情况。
   2. 将动物置于仰卧位。头部的位置会影响溶液在鼻腔内的分布。研究表明，对于中枢神经系统给药，最佳体位为仰卧位，此体位有利于药物更好地吸收。
   3. 将一半剂量的药物直接给予一侧鼻孔，并与动物的吸气动作同步。随后，将动物翻转。
   4. 同上，将剩余一半体积的药物给予另一侧鼻孔。

图 3. 无意识小鼠的鼻内给药。

3. 新生小鼠和大鼠的颅内给药

1. 小鼠或大鼠进行颅内注射时必须麻醉。

2. 设备
   1. 根据机构指南确定正确的针头规格和最大给药体积。
   2. 在对动物进行麻醉前，准备好针头保护套。
      注意：通过使用针帽制作的保护套来控制针头的注射深度。
      1. 制作保护套时，将针头与针帽进行比对，并在针帽上标记出切割位置。切割时应确保针帽重新套回针头后，针头暴露长度为 2 至 5 mm。
      2. 暴露的针头长度必须足以穿透皮肤和颅骨，并达到脑内目标深度。
      3. 小鼠和大鼠所需的针头长度应根据机构指南使用。
   3. 需要热源以防止幼仔发生低体温。可选类型包括：调至低温的电热垫、循环水毯或可重复使用的化学反应加热袋。
3. 固定
   1. 10 日龄及以下的小鼠和大鼠幼仔在本操作中无需麻醉。可通过手握其头部后方，并向尾侧轻拉皮肤，对肩部施加轻微压力来手动固定。
   2. 对超过 10 日龄的幼仔使用异氟烷吸入麻醉。将诱导室连接至可精确控制异氟烷输送的麻醉蒸发器。一旦幼仔失去活动能力，麻醉效果可持续约 40 秒，足以完成注射操作。
4. 注射技术
   1. 将待注射物质吸入注射器，并将针帽/针头导向装置套在针头上。
   2. 推荐的注射体积必须根据物种、年龄和靶部位确定，并符合批准的实验方案。
   3. 每只小鼠（25 g 小鼠）或大鼠（200 g 大鼠）每个注射位点的最大体积分别为 1 和 2 µL。
   4. 向新生鼠大脑皮层注射时，将针头插入眼后方 5 mm 处，距颅骨中线约 3 mm 的位置。
   5. 断奶期小鼠的注射位点位于眼与耳之间中点附近，略偏离中线。

图 4. 新生小鼠颅内给药。

关键术语与定义
皮内注射是将药物注入表皮层下方的真皮浅层。这种给药途径通常用于炎症评估、皮肤血流诊断，或检测抗原引起的过敏反应。
尽管鼻内给药常用于疫苗或减充血喷雾的局部递送，但它也可用于全身性及中枢神经系统（CNS）的药物递送。鼻腔内壁的黏膜富含血管和神经，可实现药物快速进入全身循环，并直接靶向中枢神经系统。由小分子脂溶性物质组成的化合物，其吸收率远高于含有大分子的物质。
虽然该操作通常无需麻醉，但使用麻醉有助于将药物准确递送至鼻孔，确保剂量精确。已有研究表明，与清醒动物相比，麻醉动物向脑部递送药物的效率可提高五倍。未麻醉的大鼠对鼻内给药表现出较强抗拒。然而，也有研究报道了在自由活动大鼠中成功实施鼻内给药的有效技术。此外，清醒动物可能会咬住移液器尖端或针头，使给药过程变得困难。
鼻内给药的优势在于该技术所需培训和操作技能较少，且对动物无创。但由于存在气溶胶化风险，建议在生物安全柜中操作并佩戴眼部防护装备，尤其是在处理清醒动物时。此外，为防止因过量鼻内给药导致的误吸或呼吸困难，应使用最小有效体积。若在操作过程中动物出现发绀、口式呼吸或其他应激迹象，应立即终止操作。
成年小鼠和大鼠的颅内注射通常需借助立体定位仪，以确保注射位置和深度的准确性。而在新生啮齿类动物中，颅骨足够薄，可无需立体定位支持直接进行颅内注射。然而，具体操作方式应根据物种、年龄及实验方案的具体要求进行选择。幼鼠或幼大鼠应在手术前一直与母鼠同笼，并在操作结束后尽快归还母鼠。注射后的护理包括持续监测热源，直至观察到动物恢复正常活动和行为（如哺乳）。采用该技术的主要原因在于将药理学试剂递送至中枢神经系统，以克服血脑屏障，或避免药物经全身途径给药所产生的相关效应。
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向动物体内递送化合物的方式可能显著影响动物福利以及实验数据的科学价值和结果。正确的给药方法对实验成功至关重要。在确定最佳给药途径时，必须综合考虑多种因素，包括研究的科学目的、物质的pH值、所需给药体积、物质黏度以及动物福利。此外，所有注射方法均要求操作者具备相应的技术专长。