Name: Neural Activity Propagazione in ippocampale preparazione piegato con un penetrante Micro-elettrodo Array (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-03-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 48 s
Description: Scopri come srotolare l'ippocampo di roditore per registrazioni neurali complete utilizzando una matrice di microelettrodi penetranti. Questa tecnica consente il monitoraggio simultaneo dell'attività neuronale in direzioni trasversali e longitudinali.

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Questo lavoro è stato supportato dal National Institutes of Health (National Institute of Neurological Disorders and Stroke) Grant 1R01NS060757-01 e dalla cattedra E.L. Lindseth a Dominique M. Durand. Ringraziamo il laboratorio del Dr. Andrew M. Rollins per l'aiuto nell'imaging OCT.

NOTA: Animal protocolli sperimentali sono stati esaminati e approvati dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale presso l&#39;università. CD1 topi di entrambi i sessi, all&#39;età di P10 a P20 sono utilizzati in questo studio. 1. Le soluzioni per la chirurgia e la registrazione sperimentale <ol><li> Preparare tampone normale liquido cerebrospinale artificiale (aCSF) contenente (mM): NaCl 124, KCl 3,75, KH 2 PO 4 1,25, MgSO 4 2, NaHCO3 26, destrosio 10, e CaCl 2 2. Utilizzare questo normale aCSF per il recupero dei tessuti dopo la dissezione, così come per il sistema di lavaggio all&#39;inizio dell&#39;esperimento. </li><li> Preparare saccarosio aCSF che viene utilizzata durante la dissezione dell&#39;ippocampo e contiene (mm): 220 saccarosio, KCl 2,95, NaH 2 PO4 1.3, MgSO 4 2, 3 NaHCO 26, destrosio 10, e CaCl 2 2. Per indurre attività epilettiforme nella preparazione del tessuto dell&#39;ippocampo intatta, aggiungere 4-aminopiridina (4-AP) alla normalità aCSF ala concentrazione di 100 mM. </li></ol> 2. Procedura chirurgica per l&#39;Hippocampus preparazione Intact <ol><li> Goccia isoflurano (1 ml) nella camera al fondo di un barattolo di vetro essiccatore (No.1 in materiali specifici e attrezzature) e usare un tovagliolo di carta normale per coprire la superficie della fase inferiore in modo che l&#39;animale non entrare in contatto con il liquido. Quindi, posizionare il mouse CD1 nel barattolo e chiudere il coperchio. Mantenere l&#39;animale nel vaso chiuso per circa 1 min per 2 min. Quando la frequenza respiro è di circa uno al secondo, rimuovere il mouse dal vaso. </li><li> Posizionare il mouse sul palco chirurgia e decapitarlo con un adeguato forbici. Subito dopo decapitazione, posizionare la testa nel ghiacciata (3-4 ° C), saccarosio ossigenato aCSF per circa 30 sec. </li><li> Utilizzare forbici fini (No.5 in materiali specifici e Equipment) per rimuovere la pelle sulla parte superiore del cranio e di tagliare il cranio lungo la linea centrale della testa, nonché a due estremità vicino il tempolobo ral. Utilizzare pinze (# 6 in materiali specifici e attrezzature) per sbucciare cranio tagliata verso ogni lato della testa, al fine di esporre il cervello. </li><li> Inserire un laboratorio spatola micro (No. 8 in materiali specifici e attrezzature) nella fessura tra i lobi parietali del cervello e del cranio a sbucciare con attenzione il cervello dal fondo del cranio e poi rilasciarlo su un preparato ghiacciata (3 -4 ° C) fase chirurgica ricoperta con carta da filtro bagnata (n.2 in materiali specifici e attrezzature). Rimuovere il cervelletto con una lama di ghiaccio-refrigerati e separare i due emisferi tagliando la linea mediana del cervello. Poi, posizionare i due emisferi separati in un bicchiere pieno di saccarosio aCSF ghiacciato bollito con il 95% O 2/5% di CO 2. </li><li> Prendere una metà dell&#39;emisfero e posto sulla scena carta da filtro ghiacciata. Posizionare asciugamani di carta regolari o carta da filtro in tutto il cervello a succhiare la soluzione supplementare. Utilizzare due strumenti pipetta di vetro al fuoco lucido (# 10 in Materiali eEquipment) per separare la corteccia dal resto della parte centrale del cervello. </li><li> Dopo l&#39;ippocampo è esposta all&#39;interno della corteccia e messo in fase gelata, collocare due o tre gocce di ghiacciata saccarosio aCSF sul tessuto e poi rimuovere la soluzione supplementare intorno nell&#39;ippocampo. Tagliare le connessioni con la corteccia a due estremità dell&#39;ippocampo. Poi, sezionare l&#39;ippocampo fuori del cervello con gli strumenti di vetro fuoco lucidato e rimuovere la parte restante del cervello. </li><li> Separare l&#39;intero ippocampo con il lato rivolto verso l&#39;alto e alveus ippocampale solco rivolto verso il basso. Rilasciare rapidamente due o tre gocce di ghiacciata saccarosio aCSF sul tessuto di nuovo e rimuovere la soluzione extra intorno il tessuto utilizzando un foglio di carta assorbente. Utilizzare uno strumento di vetro fuoco lucido per girare su tutto ippocampo per esporre il solco (Figura 1B, C). </li><li> Sotto un microscopio ottico normale, inserire un ago di vetro su misura (No. 11 in specifico Materials e Impianti) in un&#39;estremità del solco e tagliare le connessioni di fibre, di giro dentato (DG) per subiculum o il campo CA1, lungo la direzione del solco (Figura 1C). Applicare una lama ghiacciata per tagliare i setto e temporali estremità dell&#39;ippocampo se necessario. Inserire un anello di filo metallico su misura (n ° 12 in materiali specifici e attrezzature) nel solco di taglio e tirare su il DG di distanza dal tessuto tenendo la fine subiculum / CA1 dell&#39;ippocampo da uno strumento di fuoco in vetro lucido (Figura 1D) . </li><li> Seguendo la procedura sopra dispiegamento, aggiungere altri due o tre gocce di saccarosio aCSF ghiacciata sul tessuto e rimuovere la soluzione supplementare intorno al tessuto. Quindi, tagliare l&#39;ippocampo spiegato con la lama ghiacciata ai bordi (Figura 1E) e posizionare la preparazione da una spatola nella camera di recupero riempita con aCSF normale e gorgogliare con 95% O 2/5% di CO 2 a RT (circa 25 ° C). Lasciareil tessuto ippocampo spiegato di recuperare circa 1 ora prima di metterlo nella camera di registrazione. </li><li> Prendere l&#39;altro emisfero del cervello e usarlo per passare attraverso passaggi 2,5-2,9. Di solito, prendere circa 1 a 2 minuti per completare l&#39;intera procedura di dispiegare un solo ippocampo e drop ghiacciata saccarosio aCSF continuamente per mantenere il tessuto ossigenato e idratata. </li></ol> Setup 3. sistema sperimentale <ol><li> Colla un PMEA fabbricato personalizzato su un Pin Grid Array (PGA) pacchetto e utilizzare micro bonding cavo per collegare ogni pad da un singolo microelettrodo al pad di un perno sulla confezione (Figura 3B). Quindi, inserire il pacchetto nella presa su un circuito su misura 13. </li><li> Collegare individualmente ogni microelettrodi per i suoi filtri con banda passante frequenza di taglio da 1 Hz a 4 KHz e amplificatori con guadagno del 100 sul circuito misura 13. Digitalizzare l&#39;uscita analogica del circuito da un A / D convSistema erting, e acquisire e memorizzare i dati su un computer. </li><li> Colla un camera di registrazione di plastica su misura intorno l&#39;array con aspirazione e tubo di uscita per il flusso della soluzione (Figura 4A). Utilizzare almeno due bottiglie di mantenere diverse soluzioni nel sistema, e unire e controllare il tubo di uscita delle bottiglie da un tri-valvola. Collegare l&#39;uscita del tri-valvola per un sistema di tubi con una camera di gocciolamento IV, che guida la soluzione nella camera di registrazione. </li><li> Tra il tri-valvola e l&#39;ingresso della camera di registrazione, aggiungere un riscaldatore elettrico per riscaldare la soluzione a temperatura controllata (35 ° C) prima che la soluzione è guidato alla camera di registrazione. Attaccare l&#39;uscita della camera di registrazione di un tubo a vuoto per raccogliere la soluzione in un pallone collegato valvolare. Non riciclare alcuna soluzione in ogni esperimento in questo studio. </li></ol> 4. Posizionamento del Hippocampus piegato sul PMEA per registrare l&#39;attività neurale </p&gt; <ol><li> Per preparare il setup sperimentale, riempire una bottiglia con aCSF normale e una bottiglia con 4-AP aCSF. In entrambe le bottiglie, la bolla del 95% O 2/5% di CO 2 fin dall&#39;inizio di ogni esperimento. Utilizzare un connettore a tre valvole per controllare che la soluzione sarà selezionato durante un esperimento. Collegare un tubo a vuoto all&#39;uscita della camera per pompare la soluzione in un contenitore di polvere. Riscaldare il gasdotto prima consegna nella camera di registrazione e mantenere la soluzione ad un livello di temperatura controllata (35 ° C). </li><li> Quando l&#39;ingresso e l&#39;uscita della camera di registrazione sono chiusi, utilizzare una misura contagocce pipetta di vetro per trasferire e posizionare l&#39;ippocampo spiegato nella camera di registrazione. Sotto il microscopio, posizionare l&#39;ippocampo spiegato utilizzando un normale piccolo pennello, mentre il tessuto è fluttuante nella soluzione. Posizionare l&#39;ippocampo spiegato con il lato rivolto verso il basso alveus, zona CA3 che punta lontano, e il campo CA1 punta verso il ricercatore. </li&gt; <li> Succhiare attenzione via la soluzione nella camera con una pipetta di aspirazione dal bordo della camera di registrazione per abbassare il livello della soluzione fino a quando la camera viene essiccato e il tessuto viene abbassato sulla matrice. Poi, posizionare accuratamente un ancoraggio tessuto misura (Figura 4) (No. 14 in specifici materiali e attrezzature) sulla parte superiore del tessuto per contenere l&#39;ippocampo spiegato sulla matrice. Mettere alcune gocce di soluzione nella camera di registrazione a riempirlo, e gradualmente aprire l&#39;ingresso e l&#39;uscita per regolare la portata di circa due gocce al secondo nella camera di gocciolamento IV. </li><li> Incubare il tessuto nella camera di registrazione con normale aCSF per circa 1 min a recuperare, quindi passare il rifornimento della soluzione di 4-AP aCSF sciolto e regolare la portata correttamente. Incubare il tessuto in 4-AP sciolti aCSF per circa 5 a 10 minuti e poi il ricercatore potrebbe iniziare il software per registrare il segnale quando appare attività spontanea. </li></ol> 5. RimozioneTessuto dalla PMEA Dopo un esperimento <ol><li> Controllare l&#39;ancoraggio del tessuto da un micromanipolatore e gradualmente sollevare il tessuto dalla camera di registrazione. Spegnere sia ingresso e uscita per arrestare il flusso nella camera di registrazione. La camera di registrazione dovrebbe essere pieno di soluzione o aggiungere qualche goccia di soluzione per riempire la camera se la camera di registrazione non è pieno. </li><li> Utilizzare un piccolo pennello per sollevare ogni angolo del tessuto. Se il tessuto non è fluttuante nella soluzione, poi impiegare il tubo vuoto per asciugare la camera accuratamente con il tessuto ancora seduto sulla matrice. Quindi aprire accuratamente l&#39;ingresso per riempire progressivamente la camera e chiudere l&#39;ingresso per arrestare il flusso quando la camera di registrazione è pieno. Applicare il piccolo pennello per sollevare di nuovo ogni angolo del tessuto. </li><li> Ripetere passaggio 5.2 finché il tessuto viene staccato dalla matrice e galleggianti nella soluzione. Se il tessuto è fluttuante nella soluzione, quindi utilizzare il tubo a vuoto per aspirare il tessuto di distanza. Aprire tegli flusso in ingresso e aprire il vuoto nella presa. Lavare il sistema con acqua distillata e asciugarlo. </li></ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Lo sviluppo della preparazione dell&#39;ippocampo spiegato, dove gli assi longitudinali e trasversali dell&#39;ippocampo sono conservati in combinazione con una matrice microelettrodo penetrante, fornisce un potente strumento per studiare le connessioni anatomia o propagazione neurale nell&#39;ippocampo 7. Questa procedura dispiegarsi è applicabile per lo studio ippocampo in topi adulti anche. Recenti studi con questa preparazione hanno mostrato che l&#39;attività epilettiforme 4-AP-indotta potrebbe propagars...

Informazioni conduzione neurale o propagazione dei segnali neurali è cruciale per determinare il meccanismo di comunicazione neurale sia nel normale funzionamento e condizioni patologiche nel cervello 1-3. L&#39;ippocampo è una delle strutture più studiati nel cervello in quanto svolge ruolo fondamentale in molte funzioni cerebrali come la memoria, e il monitoraggio del territorio ed è coinvolto in diverse alterazioni patologiche che influenzano notevolmente il comportamento e 1,6. Sebbene, l&#39;ippocampo presenta una struttura complessa, i vari elementi della struttura possono essere facilmente identificate ed accessibili nella preparazione fetta 4-6. Nella direzione trasversale dell&#39;ippocampo, attività neurale è noto per propagare attraverso la via tri-sinaptica che compongono il giro dentato (DG), CA3, CA1 andsubiculum 4,5. Si ritiene che la trasmissione sinaptica e conduzione assonale svolgono un ruolo importante per communicatiin questo circuito trasversale 4,6. Tuttavia, la propagazione del segnale neurale avviene sia trasversale e longitudinale 4,6. Questo implica che l&#39;ippocampo non può essere completamente studiato utilizzando preparazioni fetta che limitano l&#39;osservazione ad una particolare direzione di propagazione 4. La fetta longitudinale è stato sviluppato per studiare le vie assonale lungo l&#39;asse longitudinale 5. I ricercatori hanno osservato gamma e theta oscillazioni specifici comportamenti prevalentemente lungo la trasversale e assi longitudinali rispettivamente 6. Questi comportamenti sono stati studiati separatamente, ma l&#39;accesso simultaneo a due direzioni è cruciale per capire questi comportamenti. Anche con lo sviluppo della preparazione dell&#39;ippocampo intatta, è difficile controllare la propagazione tutto il tessuto a causa della struttura ripiegata-dell&#39;ippocampo 4. L&#39;ippocampo spiegato fornisce l&#39;accesso ai neuroni imballatoin una forma di un piano bidimensionale strato di cellule 7,8. Con dispiegarsi giro dentato (DG) (Figura 1), l&#39;ippocampo adotta una forma appiattita con una configurazione rettangolare, in cui entrambe le connessioni longitudinali e trasversali rimangono intatti con lo strato di cellule piramidali disposti in un foglio bidimensionale contenente sia CA3 e CA1, lasciando un pezzo di tessuto neurale che può essere usato per studiare la propagazione neurale (Figura 2) 8. L&#39;attività neurale può essere monitorato con i singoli pipette di vetro, matrici di microelettrodi, elettrodi stimolanti, così come coloranti sensibili tensione (VSD) 3,7,8. Inoltre, geneticamente codificato indicatore di tensione da topi transgenici possono essere utilizzati per monitorare lo schema di propagazione 9. La configurazione piatta della rete dell&#39;ippocampo spiegato è adatto per la registrazione metodo ottico, ma anche per una matrice microelettrodo. Most degli array disponibili in commercio sono fabbricati con elettrodi profilo piatto o basso e in grado di registrare l&#39;attività neurale in entrambe le fette di tessuto e colture di neuroni 10-12. Tuttavia, il rapporto segnale-rumore (SNR) diminuisce quando i segnali sono ottenuti da un tessuto intatto dal soma dei neuroni si trovano più in profondità nel tessuto. Schiere di elettrodi microelettrodi con elevati rapporti di aspetto sono necessari per migliorare il SNR. A tal fine, una matrice microelettrodo penetrante (PMEA) è stato sviluppato nel nostro laboratorio, e fornisce la capacità di sondare direttamente nel tessuto inserendo 64 picchi con un diametro di 20 micron e 200 micron altezza nell&#39;ippocampo unfolded 7,13 . Questa matrice microelettrodo ha una maggiore SNR rispetto sensibili di imaging colorante tensione e il SNR rimane stabile durante un esperimento 7,13. La combinazione della preparazione dell&#39;ippocampo dispiegata e PMEA fornisce un nuovo modo di investireiGate propagazione neurale su un piano bidimensionale. Gli esperimenti con questa tecnica hanno già dato risultati significativi sui meccanismi di propagazione del segnale neurale nell&#39;ippocampo cui attività neurale in grado di propagarsi autonomamente di sinapsi sinaptici o elettrici 7.

<table><tbody><tr><td>vaso essiccatore</td><td>LABRECYCLERS Inc.</td><td>5410</td><td>Metti dei normali tovaglioli di carta sul fondo del barattolo per l'uso in anestesia animale.</td></tr><tr><td>Una lama e un tavolino chirurgico su misura per l'apertura dell'ippocampo</td><td>N / A</td><td>N / A</td><td>Una capsula di Petri viene posizionata a testa in giù (al centro) nel ghiaccio con una carta da filtro bagnata posta sopra di essa.</td></tr><tr><td>Camera di recupero tissutale su misura</td><td>N/A</td><td>N/A I</td><td>tubi di plastica sono stati incollati con una rete di plastica sul fondo e gorgogliati con il 95% di O2 / 5% di CO2 nell'aCSF.</td></tr><tr><td>Funzionamento rettilineo&nbsp; Forbici</td><td>Fisher Scientific</td><td>S17336B&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Medco Instruments n.:81995&nbsp;</td><td>Questa forbice è usata per&nbsp; &nbsp; Decapitare i topi.</td></tr><tr><td>Integra Miltex Goldman-Fox&nbsp; Forbici</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-460-517&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; MILTEX INC&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; No.:5-SC-320</td><td>Questa forbice viene utilizzata per tagliare il cranio dei topi.</td></tr><tr><td>Miltex pinze per isterectomia</td><td>Claflin Apparecchiature mediche</td><td>CESS-722033-00001</td><td>Questa pinza viene utilizzata per sbucciare il cranio tagliato per esporre il cervello</td></tr><tr><td>Micro spatola</td><td>Salute</td><td></td> cardinale <td>Questa micro spatola viene utilizzata per trasferire l'intero cervello di una semisfera nella camera di ricorrenza.</td></tr><tr><td>Frey Scientific Semi-Micro Spatola in acciaio inossidabile</td><td>Cardinal Health</td><td></td><td>Questa semimicro spatola viene utilizzata per trasferire l'ippocampo aperto nel glucosio aCSF nella camera di recupero.</td></tr><tr><td>piccolo pennello</td><td>Lowe's</td><td>tem #:&nbsp; 105657&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Modello #:&nbsp; 90219</td><td>Quello con le dimensioni più piccole in una normale confezione di pennelli</td></tr><tr><td>Strumento di aiuto per vetro lucidato a fuoco</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Questo strumento è stato lucidato a fuoco e realizzato con le normali pipette in vetro Pasteur.</td></tr><tr><td>Ago di vetro su misura</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Questo strumento è stato lucidato a fuoco e realizzato con le normali pipette di vetro Pasteur.</td></tr><tr><td>Strumento in vetro su misura con un anello in filo metallico</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Questo strumento è stato lucidato a fuoco e realizzato con le normali pipette in vetro Pasteur con un anello in filo metallico rimodellato.</td></tr><tr><td>Contagocce per soluzioni in vetro su misura</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Questo strumento è stato ricavato dalle normali pipette in vetro Pasteur con le punte tagliate e una testa di gomma attaccata all'estremità tagliata.</td></tr><tr><td>La</td> rete in fibra di nylon <td>N/A</td><td>N/A</td> su misura <td>è stata incollata su un anello di filo di rame isolato. L'ancora tissutale era tenuta da un micromanipolatore.</td></tr><tr><td>Array di microelettrodi fabbricato su misura</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Maggiori dettagli sull'array si prega di fare riferimento a&nbsp; Kibler, et al, 2011.</td></tr><tr><td>Circuiti di filtri e amplificatori su misura per l'array</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Maggiori dettagli sull'array si prega di fare riferimento a&nbsp; Kibler, et al, 2011.</td></tr><tr><td>Processore di acquisizione dati 3400a</td><td>Microstar Laboratories</td><td>N/A</td><td>Si tratta di un sistema completo di acquisizione dati con convertitore A/D.</td></tr></tbody></table>

neural activity propagazione in ippocampale preparazione piegato con un penetrante micro-elettrodo array

Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

Questo protocollo descrive un metodo per preparare una nuova preparazione in vitro nell&#39;ippocampo piatta combinata con una matrice di micro-lavorato per mappare l&#39;attività neuronale nell&#39;ippocampo. La trasversale preparato fetta ippocampo è la preparazione dei tessuti più comuni per studiare ippocampo elettrofisiologia. Una fetta longitudinale ippocampo è stato sviluppato anche per indagare le connessioni longitudinali nell&#39;ippocampo. L&#39;ippocampo intatti mouse possono anche essere mantenute in vitro perché il suo spessore consenta un&#39;adeguata diffusione dell&#39;ossigeno. Tuttavia, questi tre preparazioni non forniscono un accesso diretto alla propagazione neurale dal momento che alcuni dei tessuti è mancante o piegato. L&#39;ippocampo intatta unfolded fornisce sia connessioni longitudinali in una configurazione piatta per l&#39;accesso diretto al tessuto di analizzare la piena portata di propagazione del segnale nell&#39;ippocampo in vitro e trasversale. Al fine di monitorare efficacemente l&#39;attività neurale da tegli strato di cellule, un fatto del penetrante gamma di micro-elettrodi (PMEA) è stato fabbricato e applicato l&#39;ippocampo spiegato. Il PMEA con 64 elettrodi di 200 micron di altezza potrebbe registrare l&#39;attività neurale in profondità all&#39;interno dell&#39;ippocampo di topo. La combinazione unica di un preparato hippocampal dispiegata e PMEA fornisce un nuovo strumento in vitro per studiare la velocità e la direzione di propagazione dell&#39;attività neurale nei bidimensionali regioni CA1-CA3 dell&#39;ippocampo con un alto rapporto segnale-rumore.

I dati riportati nelle figure qui sono stati registrati nella preparazione nell&#39;ippocampo spiegato con 4-AP (100 mM) aCSF aggiunto durante l&#39;incubazione del tessuto nella camera di registrazione a RT (25 ° C). Normalmente l&#39;attività inizia entro 5 minuti, ma in alcuni tessuti ippocampali dagli animali più anziani potrebbe richiedere più tempo. La cottura neuronale 4 AP-indotta osservato con il PMEA è lo stesso come precedentemente riportato 14,15. Poiché gli elettrodi hanno un&#39;altezza di 200 m...

Abbiamo sviluppato un ippocampo spiegato in vitro che conserva CA1-CA3 array di neuroni. In combinazione con la matrice di micro-penetrante elettrodi, attività neurale può essere monitorato in entrambi gli orientamenti longitudinali e trasversali. Questo metodo fornisce vantaggi rispetto fettine ippocampali come la propagazione in tutta nell&#39;ippocampo possibile registrare contemporaneamente.

Neural Activity Propagazione in ippocampale preparazione piegato con un penetrante Micro-elettrodo Array

This protocol describes a method for preparing a new in vitro flat hippocampus preparation combined with a micro-machined array to map neural activity in ...

L'obiettivo generale di questa procedura è introdurre il processo di apertura dell'ippocampo del roditore e posizionare la preparazione del tessuto piatto sull'array di microelettrodi penetranti. Per la registrazione. Ciò si ottiene isolando prima un ippocampo di topo da metà del suo cervello.Il secondo passo consiste nello dispiegare la struttura curva dell'ippocampo con strumenti su misura. Successivamente, l'ippocampo aperto viene trasferito nella camera di registrazione e posizionato sull'array di registrazione. Il passaggio finale consiste nel rimuovere l'ippocampo aperto dall'array dopo l'esperimento.In definitiva, il metodo di mappatura della normalizzazione individuale viene utilizzato nell'analisi dei dati per mostrare la propagazione dell'attività neurale registrata dall'array di microelettrodi penetranti. Ebbene, il vantaggio principale di questa tecnica è che ci permette di registrare l'attività neurale in due direzioni trasversale e longitudinale. Per vedere l'effettiva propagazione dell'attività neurale, è necessario un ippocampo intatto, srotolare i barattoli di ammaccatura e sdraiarsi in una camera di registrazione, e la propagazione avverrà quindi in entrambe le di

neural-activity-propagation-an-unfolded-hippocampal-preparation-with

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Un metodo efficace per studiare valanghe neuronale, cioè scala-invarianti spazio-temporale scoppia attività, indicativa delle dinamiche condizioni critiche nella corteccia. Valanghe emergere spontaneamente nello sviluppo di strati superficiali della corteccia cerebrale in coltura che permette di misure a lungo termine delle attività con gli array planare integrata multi-elettrodi (MEA), a condizioni ben controllate.

Multi-array di elettrodi Recordings Valanghe neuronali in Culture organotipica

La preparazione di fettine cerebrali acute di ippocampo isolato, così come le registrazioni elettrofisiologiche simultanee di astrociti e neuroni...

Due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati Risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo

Questo video mostra la procedura per configurare una camera di registrazione con un array di microelettrodi penetranti (PMEA) per catturare segnali neurali da un ippocampo aperto. Questo metodo ci permette di studiare la velocità e la direzione di propagazione dell'attività neurale all'interno dell'ippocampo dispiegato in vitro.

Registrazione dell'attività neurale del tessuto ippocampale dispiegato utilizzando un array di microelettrodi penetranti

Questo video mostra la procedura per impostare una fetta di cervello in una camera di immersione per registrare l'attività sinaptica. Il processo prevede il fissaggio della fetta su carta per lenti, il mantenimento di un flusso continuo di liquido cerebrospinale artificiale (aCSF) per garantire la vitalità neuronale e il posizionamento accurato degli elettrodi di stimolazione e registrazione rispetto a una specifica regione cerebrale di interesse. Questa configurazione consente un monitoraggio...

Registrazione dei potenziali postsinaptici eccitatori del campo neuronale in fette acute dell'ippocampo

Fonte: Slezia, A. et al. La somministrazione elettroforetica di acido γ-aminobutirrico (GABA) nel focolaio epilettico previene le convulsioni nei topi. J. Vis. Exp. (2019)Questo video mostra la somministrazione elettroforetica di acido gamma-aminobutirrico (GABA) per inibire l'attività convulsiva in un topo anestetizzato. Delinea le fasi coinvolte nell'impianto della sonda, nella registrazione dell'attività neurale, nell'induzione delle convulsioni e nella somministrazione controllata di GABA...

Somministrazione elettroforetica di GABA nel focolaio epilettico di un topo anestetizzato

Impiantare array organizzate di microfili per l'uso in single-unit registrazioni elettrofisiologiche presenta una serie di sfide tecniche. Sono descritti metodi per eseguire questa tecnica e le attrezzature necessarie. Inoltre, i frutti di un array Microconduttori organizzati per registrare da sub-regioni neurali distinti con elevata selettività spaziale è discusso.

Una procedura per l&#39;impianto Array organizzata di microfili per Recordings singola unità di Awake, Comportarsi Animali

Questo articolo video descrive procedure sperimentali per studiare la plasticità a lungo termine e i suoi processi associativi come il tagging sinaptico, la cattura e il cross-tagging nei neuroni piramidali CA1 utilizzando fette acute di ippocampo da roditori.

Indagine di Synaptic Tagging / Cattura e Cross-cattura utilizzando acuta fettine di ippocampo da Roditore

Vi illustriamo come eseguire registrazione ed elettrica modulazione di attività epileptiform indotta da 4-aminopyridine in fettine di cervello del roditore utilizzando matrici microelettrodo. Una camera di registrazione personalizzata mantiene la vitalità del tessuto durante prolungate sessioni sperimentali. Live mapping di elettrodo e selezione di coppie stimolante sono eseguite da un'interfaccia di utente grafica personalizzata.

Registrazione e modulazione di attività Epileptiform in fettine di cervello del roditore accoppiate a matrici di microelettrodi

Questo protocollo descrive la registrazione dei potenziali di campo locale con Multi-Tibia punte in silicio lineare. Conversione dei segnali mediante analisi di densità di corrente sorgente consente la ricostruzione dell'attività elettrica locale nell'ippocampo del mouse. Con questa tecnica, le oscillazioni nello spazio limitato del cervello possono essere studiate in topi liberi di muoversi.

Registrazione spazialmente limitate oscillazioni nell'ippocampo dei topi di comportarsi

Questo protocollo mira a dimostrare come combinare in vitro microelettrodi con dispositivi microfluidici per lo studio della trasmissione del potenziale d'azione in colture neuronali. Analisi dei dati, vale a dire l'individuazione e la caratterizzazione dei materiali di moltiplicazione di potenziali di azione, è eseguita utilizzando un nuovo avanzato, ma facile da usare e liberamente disponibile, strumento computazionale.

Microfluidica di interfacciamento con microelettrodi per studiare comunicazione neuronale e propagazione del segnale assonale

Questo protocollo descrive la preparazione di fette orizzontali di corteccia ippocampale-entorinale (HEC) da topi che mostrano un'attività spontanea di increspatura ad onda acuta. Le fette vengono incubate in una camera di tenuta dell'interfaccia semplificata e le registrazioni vengono eseguite in condizioni sommerse con liquido cerebrospinale artificiale a flusso rapido per promuovere l'ossigenazione dei tessuti e l'emergere spontaneo di attività a livello di rete.

Affezione cerebrale acuta del topo per indagare sull'attività spontanea della rete ippocampale

Scopri come srotolare l'ippocampo di roditore per registrazioni neurali complete utilizzando una matrice di microelettrodi penetranti. Questa tecnica consente il monitoraggio simultaneo dell'attività neuronale in direzioni trasversali e longitudinali.

Neural Activity Propagazione in ippocampale preparazione piegato con un penetrante Micro-elettrodo Array

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