Name: fret as a molecular ruler in cells
Uploaded: 2023-04-30T06:31:47.000Z
Duration: 6 min 39 s
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New York State Science Learning Standards

High School

Physical Science

HS. Waves and Electromagnetic Radiation

HS-PS4-5.

F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET)

Der Förster-Resonanzenergietransfer (FRET) ist ein Phänomen, das zur Untersuchung biochemischer Wechselwirkungen im Nahbereich verwendet wird. Bei FRET kann ein Photolumineszenzmolekül eines Donors Energie nicht strahlend auf ein Akzeptormolekül übertragen, wenn sich ihre jeweiligen Emissions- und Absorptionsspektren überlappen. Die Menge der übertragenen Energie – und damit die Gesamtemission der Probe – hängt von der Nähe eines Akzeptor-Donor-Paares aus photolumineszierenden Molekülen ab. Die FRET-Analyse wird mit anderen biochemischen Techniken kombiniert, um detaillierte Informationen über biomolekulare Strukturen und Wechselwirkungen von diesem "spektroskopischen Lineal" zu erhalten.
Dieses Video behandelt die Prinzipien und Konzepte der FRET-Analyse. Das Verfahren konzentriert sich auf die Vorbereitung von Proben für FRET und Möglichkeiten zur Präsentation und Interpretation von Daten. Zu den Anwendungen gehören schließlich die Überwachung von Konformations- und zellulären Prozessen durch die Markierung von Teilen einer Zelle oder eines Proteins, die Überwachung von Enzymreaktionen, die Proteinstrukturen verändern, und die Verwendung von FRET zur Überwachung der Aggregation von Monomeren, die von Zellen exprimiert werden.

förster resonance energietransfer (fret)

Förster Resonanz Energietransfer (FRET) ist ein Phänomen Nahbereich biochemische Wechselwirkungen untersucht. In Bund kann ein Spender Photoluminescent Molekül nicht Strahlungs-Energie zu einem Akzeptor Molekül übertragen, wenn ihre jeweiligen Emission und Absorption Spektren überschneiden. Die Menge an Energie zu übertragen &#8212; und folglich die gesamte Emission von Probe &#8212; richtet sich nach der Nähe des Pair Akzeptor-Spender Photoluminescent Moleküle. Bund-Analyse wird kombiniert mit anderen Techniken der Biochemie Detailinformationen von biomolekularer Strukturen und Wechselwirkungen daraus zu bekommen &#8220; spektroskopische Lineal. &#8221; dieses Video behandelt die Prinzipien und Konzepte des Bund-Analyse. Das Verfahren konzentriert sich auf die Probenvorbereitung für Bund und Möglichkeiten zu präsentieren und Interpretation von Daten. Zu guter Letzt zu den Anwendungen gehören Überwachung Konformationsänderungen und zelluläre Prozesse durch Kennzeichnung von Teilen einer Zelle oder Protein, Überwachung Enzymreaktionen, die Protein-Strukturen zu verändern und mit Bund, um Aggregation von Monomeren, die zum Ausdruck gebrachten Zellen zu überwachen.
<div class="chapter_text" id="script_0"> Förster Resonance Energy Transfer oder Bund, ist eine nichtstrahlenden Übertragung von Energie zwischen Licht emittierende Moleküle und wird oft verwendet, um Nahbereich biochemische Wechselwirkungen zu untersuchen. Bund nur auftritt, wenn die fluoreszierende Moleküle verteilt sind, innerhalb von 10 nm voneinander entfernt. Bund-Analyse kombinierbar mit anderen Techniken, um strukturelle Detailinformationen zu erhalten. Dieses Video wird einführen die zugrunde liegenden Prinzipien der Bund, eine Protokoll und Daten Präsentation zusammenfassen und diskutieren einige biochemische Anwendungen.
</div> <div class="chapter_text" id="script_1"> A Photoluminescent Molekül wie ein Fluorophor freut sich durch Absorption von elektromagnetischer Strahlung bei einer Wellenlänge in sein Absorptionsspektrum. Sobald es sich entspannt, strahlt sie Licht bei einer Wellenlänge innerhalb seiner Emissionsspektrum. Für weitere Informationen über Fluoreszenz, siehe Jupiter &#39; s-video auf Fluoreszenz-Mikroskopie. Verschiedenen Fluorophore absorbieren und emittieren Licht in verschiedenen Wellenlängen, die häufig überschneiden. Wenn das Emissionsspektrum einer Fluorophor deutlich mit Absorptionsspektrum von einem anderen Fluorophor, überlappt der &#8220; Spender &#8221; erscheint ein virtuelles Photon, der von aufgenommen wird die &#8220; Akzeptor &#8221;. Wenn ein aufgeregter Spender ist innerhalb von 10 nm ein Akzeptor, Energie wird vom Spender auf Akzeptor von Dipol-Dipol Interaktionen übertragen. Die Freisetzung von Energie durch Emission von Licht aus dem Spender sinkt entsprechend. Unterdessen strahlt der aufgeregte Akzeptor Licht auf seine Emissionswellenlänge. Die Bund-Reaktion ist im Hinblick auf Effizienz, oder der Anteil der Energie, die vom Spender durch Bund und nicht durch Fluoreszenz oder andere Strahlungs Prozesse bewertet. Der Wirkungsgrad hängt stark von der Entfernung zwischen dem Spender und Akzeptor, wodurch Bund als Handeln ein &#39; molekulare &#39; oder &#39; spektroskopische &#39; Lineal.
In der Biochemie, Bund dient oft qualitativ beobachten Konformationsänderungen in Molekülen durch die Überwachung Fluorophore, wie sie in und aus Bund Reichweite zueinander bewegen. In ähnlicher Weise können Zellfunktionen mit Molekülen, die mit einem Bund paar studiert werden. Wenn die beschriftete Molekül durch Enzym-Aktivität, Bund stoppt und die beobachteten Fluoreszenz Wellenlänge Änderungen gespalten ist.
Nun, da Sie die Prinzipien hinter Bund zu verstehen, lassen Sie &#39; s Blick auf ein Protokoll und ein paar Möglichkeiten zu präsentieren und zu interpretieren die Daten im Überblick.
</div> <div class="chapter_text" id="script_2"> vor dem Experiment, die Biomoleküle von Interesse, in der Regel DNA oder Proteine, sind konstruiert mit fluoreszierenden Tags mit molekularbiologischen Techniken. gemeinsame Wege, die modifizierte einzuführen genetisches Material in die Zellen gehören Transfektion und Elektroporation.
Dann, die Zellen sind zum Beispiel für Bund Visualisierung auf einem Fluoreszenz-Mikroskop. vorbereitet, die Moleküle können auf einer Folie für die Einzelmolekül-Bund immobilisiert werden oder Proben werden in Vertiefungen für Hochdurchsatz-Screening geladen.
Sind dann die Erregung Laser, Mikroskop und zugehörigen Ausrüstungen bereit. (A) Bund Experimente beinhalten oft starke Lasern; (B) also geeignete PSA und Sicherheitsverfahren verwendet werden sollte. die Probe dann in das Gerät gelegt und mit der Erregung Laser beleuchtet.
</div> <div class="chapter_text" id="script_3"> für Experimente, die Überwachung des Verhaltens der Zelle, Farbe zeigen Unterschiede Bilder oder Veränderungen der Emissionsintensität verwendet werden. Donor und Akzeptor Emissionsintensitäten geplottet zusammen um Bund Antwort im Laufe der Zeit zu verfolgen.
Bund Daten können auch verschiedene Funktionen für komplexere Analysen montiert werden. Je nach dem Experiment Daten dargestellt in mehrfacher Hinsicht zu besten dar die Ergebnisse machen ein flexible experimentelles Werkzeug ärgern.
</div> <div class="chapter_text" id="script_4"> nun, dass Sie &#39; vertraut mit den Grundlagen des Laufens und eine Bund-Experiment zu analysieren, lassen Sie &#39; s Blick auf einige Anwendungen der Bund in der Biochemie Forschung.
Bund kann verwendet werden, um Konformationsänderungen oder zelluläre Prozesse zu studieren, durch Kennzeichnung der Teile des Proteins oder Zelle voraussichtlich innerhalb 10 nm voneinander entfernt mit einem Bund-paar. Beispielsweise werden Protein-Sensoren durch Kennzeichnung Rezeptoren mit ein paar Fluorophore vorbereitet. Die Bund-Reaktion wird live von konfokalen Mikroskopie überwacht. Variation der Emissionswellenlänge und Intensität zeigen Konformationsänderungen.
Bund kann auch verwendet werden, durch die Moleküle mit einem aktiven Bund paar Vorbereitung und Beobachtung der Veränderungen in der Antwort. Wenn das Substrat gespalten ist, wird Bund gestört, was zu einer Erhöhung im Spender-Emission und eine Abnahme der Akzeptor Emission. Die Emissionen werden analysiert, um festzustellen, Beiträge von Donor und Akzeptor Bund. Sobald die direkte Emissionsfaktoren für die Cyan und gelb fluoreszierende Proteine berechnet werden, die Konzentration und kinetische Parameter des Substrates ermittelt werden.
Zellen entwickelt, um Monomere mit entweder einer Bund-paar-Funktion als express &#39; Sensoren &#39; für Interaktionen zwischen den Monomeren. Wenn Aggregation von diese Monomere induziert wird, ist eine Bund Reaktion beobachtet. Dies kann verwendet werden, zu untersuchen, Proteinaggregation, ausgelöst durch &#39; Aussaat &#39; fehlgefaltete Proteine. Hier wurden Zellen mit Aggregaten des Proteins des Interesses, inkubiert und mit Durchflusszytometrie analysiert ausgestrahlt.
</div> <div class="chapter_text" id="script_5"> Sie &#39; Ve beobachtete, wie Jupiter &#39; s-video auf Förster Resonance Energy Transfer oder FRET. Dieses Video enthält die grundlegenden Prinzipien des Bund, Vorbereitung und Analyse von einer Bund-Experiment und ein paar biochemische Anwendungen.
Vielen Dank für das Ansehen von!
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Förster Resonance Energietransfer (FRET)

F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) is a phenomenon used to investigate close-range biochemical interactions. In FRET, a donor photoluminescent ...

Der erste Resonanzenergietransfer (FRET) ist ein nicht-strahlender Energietransfer zwischen lichtemittierenden Molekülen und wird häufig zur Untersuchung biochemischer Wechselwirkungen im Nahbereich verwendet. FRET tritt nur auf, wenn fluoreszierende Moleküle innerhalb von 10 nm voneinander entfernt sind. Die FRET-Analyse kann mit anderen Techniken kombiniert werden, um detaillierte Strukturinformationen zu erhalten. In diesem Video werden die zugrundeliegenden Prinzipien von FRET vorgestellt, ein Protokoll und eine Datenpräsentation zusammengefasst und einige biochemische Anwendungen diskutiert. Ein photolumineszierendes Molekül wie ein Fluorophor wird angeregt, indem es elektromagnetische Strahlung bei einer Wellenlänge in seinem Absorptionsspektrum absorbiert. Wenn es sich entspannt, emittiert es Licht mit einer Wellenlänge innerhalb seines Emissionsspektrums. Weitere Informationen zur Fluoreszenz finden Sie im Video zur Fluoreszenzmikroskopie von JoVE. Unterschiedliche Fluorophore absorbieren und emittieren Licht bei unterschiedlichen Wellenlängen, die sich häufig überlappen. Überschneidet sich das Emissionsspektrum eines Fluorophors signifikant mit dem Absorptionsspektrum eines anderen Fluorophors, so wird der ?Donor? setzt ein virtuelles Photon frei, das vom "Akzeptor" absorbiert wird. Wenn sich ein angeregter Donor innerhalb von 10 nm von einem Akzeptor befindet, wird Energie durch Dipol-Dipol-Wechselwirkungen vom Donor zum Akzeptor übertragen. Die Freisetzung von Energie durch Emission von Licht aus dem Donor nimmt entsprechend ab. Währenddessen emittiert der angeregte Akzeptor Licht bei seiner Emissionswellenlänge. Die FRET-Reaktion wird in Bezug auf den Wirkungsgrad bewertet, d. h. den Prozentsatz der Energie, die vom Donor durch FRET und nicht durch Fluoreszenz oder andere Strahlungsprozesse freigesetzt wird. Die Effizienz hängt stark vom Abstand zwischen Donor und Akzeptor ab, wodurch FRET als "molekulares" oder "spektroskopisches" Lineal fungieren kann. In der Biochemie wird FRET häufig qualitativ verwendet, um Konformationsänderungen in Molekülen zu beobachten, indem Fluorophore überwacht werden, während sie sich in und aus dem FRET-Bereich voneinander bewegen. In ähnlicher Weise können zelluläre Funktionen mit Molekülen untersucht werden, die ein FRET-Paar enthalten. Wenn das markierte Molekül durch Enzymaktivität gespalten wird, stoppt FRET und die beobachtete Fluoreszenzwellenlänge ändert sich. Nachdem Sie nun die Prinzipien hinter FRET verstanden haben, sehen wir uns einen Überblick über ein Protokoll und einige Möglichkeiten zur Darstellung und Interpretation der Daten an. Vor dem Experiment werden die Biomoleküle von Interesse, typischerweise DNA oder Proteine, mit Hilfe molekularbiologischer Techniken mit fluoreszierenden Markierungen versehen. Gängige Methoden, um das veränderte genetische Material in die Zellen einzubringen, sind Transfektion und Elektroporation. Anschließend werden die Zellen für die FRET-Visualisierung an einem Fluoreszenzmikroskop vorbereitet. Zum Beispiel können die Moleküle auf einem Objektträger für Einzelmolekül-FRET immobilisiert werden, oder Proben werden für das Hochdurchsatz-Screening in Wells geladen. Dann werden die Anregungslaser, das Mikroskop und die zugehörige Ausrüstung vorbereitet. (A) FRET-Experimente beinhalten oft leistungsstarke Laser; (B) daher sollten geeignete PSA und Sicherheitsverfahren verwendet werden. Anschließend wird die Probe in das Gerät eingelegt und mit dem Anregungslaser beleuchtet. Für Experimente zur Überwachung des Zellverhaltens werden Farbbilder verwendet, die Unterschiede oder Änderungen der Emissionsintensität zeigen. Die Emissionsintensitäten von Donoren und Akzeptoren werden zusammen aufgetragen, um die FRET-Reaktion über die Zeit zu verfolgen. Die FRET-Daten können auch an verschiedene Funktionen angepasst werden, um komplexere Analysen zu ermöglichen. Je nach Experiment können die Daten auf verschiedene Arten dargestellt werden, um die Ergebnisse bestmöglich darzustellen, was FRET zu einem flexiblen experimentellen Werkzeug macht. Nachdem Sie nun mit den Grundlagen der Durchführung und Analyse eines FRET-Experiments vertraut sind, schauen wir uns einige Anwendungen von FRET in der biochemischen Forschung an. FRET kann verwendet werden, um Konformationsänderungen oder zelluläre Prozesse zu untersuchen, indem Teile des Proteins oder der Zelle, die sich voraussichtlich innerhalb von 10 nm voneinander bewegen, mit einem FRET-Paar markiert werden. Zum Beispiel werden Proteinsensoren hergestellt, indem Rezeptoren mit einem Paar Fluorophoren markiert werden. Die FRET-Reaktion wird live durch konfokale Mikroskopie überwacht. Variationen der Emissionswellenlänge und -intensität deuten auf Konformationsänderungen hin. FRET kann auch verwendet werden, indem Moleküle mit einem aktiven FRET-Paar präpariert und Veränderungen in der Reaktion beobachtet werden. Wenn das Substrat gespalten wird, wird FRET gestört, was zu einer Erhöhung der Donoremission und einer Abnahme der Akzeptoremission führt. Die Emissionen werden analysiert, um die Beiträge von Spender, Akzeptor und FRET zu bestimmen. Sobald die direkten Emissionsfaktoren für die cyan und gelb fluoreszierenden Proteine berechnet sind, können die Konzentration und die kinetischen Parameter des Substrats bestimmt werden. Zellen, die für die Expression von Monomeren ausgelegt sind, die eines FRET-Paares enthalten, fungieren als "Sensoren" für Wechselwirkungen zwischen diesen Monomeren. Wenn die Aggregation dieser Monomere induziert wird, wird eine FRET-Reaktion beobachtet. Dies kann genutzt werden, um die Proteinaggregation zu untersuchen, die durch das "Seeding" von fehlgefalteten Proteinen ausgelöst wird. Hier wurden Zellen mit Aggregaten des interessierenden Proteins transduziert, inkubiert und mit Durchflusszytometrie analysiert. Sie haben gerade das Video von JoVE über den ersten Resonanz-Energietransfer (FRET) gesehen. Dieses Video enthielt die zugrundeliegenden Prinzipien der FRET, die Vorbereitung und Analyse eines FRET-Experiments und einige biochemische Anwendungen. Danke fürs Zuschauen!

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Lehre

JoVE Science Education

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Chemie

Biochemistry

Biochemie

fret as a molecular ruler in cells

Föster resonance energy transfer, or FRET, is a way to study close-range biochemical interactions using light-emitting molecules. A donor fluorophore can pass energy to an acceptor fluorophore when their emission and absorption spectra overlap. This transfer happens only when the pair is very close together, usually within 10 nm.

Because FRET depends on distance, it is often called a molecular or spectroscopic ruler. The strength of the signal is measured as FRET efficiency, which describes how much donor energy is transferred instead of being released as fluorescence. Researchers use this relationship to learn about biomolecular structure and interactions.

FRET is often used to follow conformational changes in proteins and other cell molecules. It can also help monitor cellular processes when fluorophores move in and out of FRET range. If an enzyme cuts a labeled molecule, FRET stops, and the emission pattern changes.

To run a FRET experiment, the biomolecules of interest, usually DNA or proteins, are engineered with fluorescent tags. Modified genetic material is commonly introduced into cells by transfection or electroporation. The samples are then prepared for visualization on a fluorescence microscope, either by immobilizing molecules on a slide for single-molecule FRET or by loading them into wells for high-throughput screening.

The microscope, lasers, and related equipment are prepared before the sample is illuminated. FRET experiments often use powerful lasers, so proper PPE and safety procedures are important. The sample is then analyzed as donor and acceptor signals are recorded.

FRET data can be shown in different ways depending on the experiment. Color images may show changes in emission intensity in live-cell studies. Donor and acceptor intensities can also be plotted over time, and the results may be fitted to functions for more complex analysis.

FRET has several biochemical applications. Protein sensors can be built by labeling receptors with a FRET pair and tracking changes with confocal microscopy. FRET can also be used to study enzyme reactions that alter protein structure, and the emissions can be analyzed to separate donor, acceptor, and FRET contributions.

Another use is monitoring monomer aggregation in cells. Cells can be designed to express monomers that contain one part of a FRET pair, and aggregation produces a measurable FRET response. This approach can help study protein aggregation triggered by seeding with misfolded proteins, using transduced cells followed by incubation and flow cytometry.

FRET as a Molecular Ruler in Cells

dialysis: diffusion based separation

Dialysis for Buffer Exchange in Biochemistry

Dialysis is a common biochemistry technique for buffer exchange and desalting. It separates molecules by diffusion through a semipermeable membrane, which lets small molecules pass while holding larger biomolecules inside the sample. The membrane is the key part of the setup. Its pores create a molecular weight cutoff, so a membrane such as a 10 kDa membrane usually keeps molecules larger than 10 kilodaltons inside. This cutoff is not exact, because membranes have a range of pore sizes.

enzyme assays and kinetics

Measuring Enzyme Reaction Rates

Enzyme reaction rates can be measured with assays that track how substrate or product levels change over time. Enzymes are proteins, or sometimes RNAs, that speed up chemical reactions by lowering the activation energy needed to start them. They act on a specific substrate and help form a product that supports life processes. Enzymatic reactions are often described in three steps. First, the substrate binds to the enzyme active site and forms an enzyme-substrate complex. That complex can fall...

maldi-tof mass spectrometry

How MALDI-TOF Reads Biomolecules

MALDI-TOF mass spectrometry reads biomolecules by using a laser, a matrix, and a time-of-flight analyzer. MALDI, or matrix-assisted laser desorption ionization, helps fragile molecules keep their structure while they are moved into the mass analyzer. The analyzer then separates compounds based on size and charge. In MALDI, the sample is mixed into a matrix, usually an organic compound with aromatic and conjugated double bonds. A laser pulse strikes the spot, and the matrix absorbs most of the...

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Tandem Mass Spectrometry for Biomolecule Analysis

Tandem mass spectrometry is used to isolate a biomolecule and break it into smaller pieces so its makeup can be studied. Because biomolecules often have large, complex structures, it can be hard to identify their molecular composition and sequence from a single measurement. By linking mass spectrometers in series, the technique first selects one ion and then analyzes the fragments it produces. The process starts with an ion source that converts the sample into ions. A mass analyzer then...

protein crystallization

Protein Crystals for Structure Analysis

Protein crystals help scientists study protein structure and function. A crystal is a solid lattice made from purified protein molecules. These crystals are useful in structural biology because they reveal details that methods like mass spectrometry and SDS-PAGE cannot show on their own. Protein crystallization is paired with recombinant protein expression and x-ray diffraction to support this work. The process starts with a large amount of very pure protein. Researchers often make that...

chromatography-based biomolecule purification methods

chromatography-based-biomolecule-purification-methods

Protein Purification with SEC and IMAC

Protein purification with size-exclusion chromatography and affinity chromatography helps isolate biomolecules from complex mixtures. These methods are common in biochemistry because purified samples are needed before a biomolecule’s properties and activity can be studied. The video focuses on the principles behind size-exclusion chromatography, affinity chromatography, and immobilized metal affinity chromatography, or IMAC. Size-exclusion chromatography, or SEC, separates molecules by size. A...

two-dimensional gel electrophoresis

Protein Mapping with 2D Gel Electrophoresis

Protein mapping with 2D gel electrophoresis separates complex protein mixtures across two steps. The method combines isoelectric focusing, or IEF, with sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis, or SDS-PAGE. Together, these methods can resolve thousands of biomolecules from a single sample by their isoelectric point and molecular weight. The first dimension is IEF. Each protein has an isoelectric point, or pI, which is the pH where its net charge is zero. Proteins are loaded...

metabolic labeling

Tracking Cell Chemistry with Metabolic Labels

Metabolic labeling tracks cell chemistry by using chemical analogs that cells take up and build into biomolecules. These labels help scientists follow biochemical changes and modifications inside cells. The labeled products can then be studied with tools such as SDS-PAGE and NMR to learn more about metabolic pathways. Several labeling strategies are shown here. Isotopic labeling uses analogs that match the natural molecule but contain uncommon isotopes, such as carbon-13 and nitrogen-15 in an...

electrophoretic mobility shift assay (emsa)

electrophoretic-mobility-shift-assay-emsa

Detecting Protein-DNA Binding by EMSA

Electrophoretic mobility shift assay, or EMSA, is a biochemical method used to detect binding between proteins and nucleic acids. It is also called a gel shift assay. The test compares how a labeled nucleic acid moves through a gel before and after it binds a protein. EMSA is used to see whether a specific protein binds to a specific nucleic acid. First, the nucleic acid is labeled to make a probe. The transcript describes radioactive phosphorus-32 as a common label. The probe is then mixed...

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Measuring Protein Concentration with Absorbance

Measuring protein concentration with absorbance is a key step in many biochemical assays. Photometric methods use the fact that samples with more light-absorbing material transmit less light. Because concentration and absorption are directly related, this makes it possible to measure an unknown sample. The core idea comes from the Beer-Lambert Law. This law states that the concentration of a light-absorbing species is proportional to its absorbance. The video also introduces the Bradford assay...

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Sucrose Gradient Separation in an Ultracentrifuge

Sucrose gradient separation in an ultracentrifuge is a lab method for isolating cell parts and biomolecules. It uses differences in density to make particles sink or rise in a liquid. A high-speed ultracentrifuge speeds up this process so components can be separated without destroying them. The basic idea starts with a suspension, which is particles mixed in a liquid solvent. Particles that are denser than the solvent sediment, while less dense particles float. A rotor inside the...

co-immunoprecipitation and pull-down assays

co-immunoprecipitation-and-pull-down-assays

Protein Interaction Capture Methods in Cells

Co-immunoprecipitation and pull-down assays are laboratory methods used to capture stable protein-protein interactions. Protein-protein interactions help control many biological functions, but many of them have not yet been identified. These assays are related to immunoprecipitation, which isolates a target protein from a mixed sample using an antibody. In co-immunoprecipitation, or CoIP, an antibody binds the target protein, and that protein is already attached to another protein that the...

reconstitution of membrane proteins

Membrane Proteins in Liposome Models

Membrane proteins can be moved into liposome models so their function can be studied outside a cell. Reconstitution means restoring an isolated biomolecule to a working form. For membrane proteins, that usually means placing a purified protein into an artificial lipid membrane. Cell membranes are made mainly of phospholipids and membrane proteins. The phospholipids form a bilayer with hydrophilic phosphate heads facing water and hydrophobic fatty acid tails facing inward. Some membrane...

f&#246;rster resonance energy transfer (fret)

Föster resonance energy transfer, or FRET, is a way to study close-range biochemical interactions using light-emitting molecules. A donor fluorophore can pass energy to an acceptor fluorophore when their emission and absorption spectra overlap. This transfer happens only when the pair is very close together, usually within 10 nm. Because FRET depends on distance, it is often called a molecular or spectroscopic ruler. The strength of the signal is measured as FRET efficiency, which describes...

surface plasmon resonance (spr)

SPR Biosensors for Tracking Binding Kinetics

Surface plasmon resonance, or SPR, is a way to track biomolecular binding on a label-free biosensor. It is used to measure molecular affinity, kinetics, specificity, and concentration. The method works with a thin metal layer on a prism, where changes in reflected light reveal interactions in real time. SPR sensors use a thin layer of a noble metal on the face of a prism. Light is reflected from the prism-metal interface into a photodetector. At one specific angle, called the surface plasmon...

biochemistry

Diese Sammlung enthält häufig verwendete Methoden zur Reinigung, wie z. b. Affinity Chromatographie, sowie analytische Methoden wie MALDI-TOF. Darüber hinaus präsentieren die Videos Methoden zur Beurteilung von Biomolekül Interaktion und Funktion, wie Co-Immunopräzipitation und metabolische Kennzeichnung.

Learn how FRET uses donor and acceptor fluorophores to measure distance, track protein changes, and study enzyme activity in cells.

FRET as a Molecular Ruler in Cells | JoVE K12

Life Science

Structure and Function

HS-LS1-1.

matter-and-energy-in-organisms-and-ecosystems

Matter and Energy in Organisms and Ecosystems

HS-LS1-6.

Inheritance and Variation of Traits

HS-LS3-1.

Overview

Principles of FRET

Performing the FRET Experiment

Data Presentation and Analysis

Applications

Summary

Travelling Waves

A wave is a disturbance that propagates from its source, repeating itself periodically, and is typically associated with simple harmonic motion. ...

Wave Parameters

The simplest mechanical waves are associated with simple harmonic motion and repeat themselves for several cycles. These simple harmonic waves can be ...

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Mathematically, the motion of a wave can be studied using a wavefunction. Consider a string oscillating up and down in simple harmonic motion, having a ...

Graphing the Wave Function

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An Introduction to Drosophila melanogaster

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FRET as a Molecular Ruler in Cells

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