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Methodenartikel

Ein In-vitro-System zur Messung der thrombolytischen Wirksamkeit von Histotripsie und einem lytischen Medikament

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⸱

DOI:

10.3791/62133

⸱

4. Juni 2021

 ,  , 
1Department of Radiology, University of Chicago, 2Graduate Program in Medical Physics, University of Chicago

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Zur Behandlung einer tiefen Venenthrombose befindet sich eine histotripsiegestützte lytische Abgabe oder Lysotripsie in der Entwicklung. Hier wird ein In-vitro-Verfahren vorgestellt, um die Wirksamkeit dieser Kombinationstherapie zu beurteilen. Schlüsselprotokolle für das Gerinnselmodell, die Bildführung und die Bewertung der Behandlungswirksamkeit werden diskutiert.

Zusammenfassung

Tiefe Venenthrombose (DVT) ist ein globales Gesundheitsproblem. Der primäre Ansatz zur Gefäßrekanalisation bei kritischen Obstruktionen sind kathetergerichtete Thrombolytika (CDT). Um ätzende Nebenwirkungen und die lange Behandlungszeit im Zusammenhang mit CDT zu mildern, werden adjuvante und alternative Ansätze entwickelt. Ein solcher Ansatz ist die Histotripsie, eine fokussierte Ultraschalltherapie zur Ablate von Gewebe durch Blasenwolkenkeimbildung. Präklinische Studien haben eine starke Synergie zwischen Histotripsie und Thrombolytika für den Gerinnselabbau gezeigt. Dieser Bericht beschreibt eine Benchtop-Methode zur Beurteilung der Wirksamkeit der histotripsiegestützten thrombolytischen Therapie oder Lysotripsie.

Gerinnsel, die aus frischem menschlichem Venenblut hergestellt wurden, wurden in einen Strömungskanal eingeführt, dessen Abmessungen und akustomechanische Eigenschaften eine iliofemorale Vene nachahmen. Der Kanal wurde mit Plasma und dem lytischen rekombinanten Gewebetyp Plasminogenaktivator durchblutet. Blasenwolken wurden im Gerinnsel mit einer fokussierten Ultraschallquelle erzeugt, die für die Behandlung von femoralvenösen Gerinnseln entwickelt wurde. Motorisierte Positionierer wurden verwendet, um den Quellfokus entlang der Gerinnsellänge zu übersetzen. An jedem Insonationsort wurden akustische Emissionen aus der Blasenwolke passiv aufgezeichnet und beamgeformt, um passive Kavitationsbilder zu erzeugen. Metriken zur Messung der Behandlungswirksamkeit umfassten den Verlust der Gerinnselmasse (Gesamtwirksamkeit der Behandlung) und die Konzentrationen von D-Dimer (Fibrinolyse) und Hämoglobin (Hämolyse) im Perfusat. Es gibt Einschränkungen für dieses In-vitro-Design, einschließlich des Fehlens von Mitteln zur Beurteilung von In-vivo-Nebenwirkungen oder dynamischen Änderungen der Durchflussrate, wenn das Gerinnsel lysiert. Insgesamt bietet das Setup eine effektive Methode zur Beurteilung der Wirksamkeit von Histotripsie-basierten Strategien zur Behandlung von TVT.

Einleitung

Thrombose ist der Zustand der Gerinnselbildung in einem ansonsten gesunden Blutgefäß, das die Durchblutung behindert1,2. Venöse Thromboembolien haben jährliche Gesundheitskosten von 7-10 Milliarden US-Dollar, mit 375.000-425.000 Fällen in den Vereinigten Staaten3. Lungenembolie ist die Obstruktion der Lungenarterie und ist die schwerwiegendste Folge der venösen Thromboembolie. Die primäre Quelle der Lungenobstruktion sind tiefe Venenthrombolien, hauptsächlich aus iliofemoralen venenösen Segmenten4,5,6. Tiefe Venenthrombose (DVT) hat inhärente Folgeerscheinungen neben Lungenobstruktionen, mit langfristigen Komplikationen, die zu Schmerzen, Schwellungen, Beingeschwüren und Gliedmaßenamputationen führen7,8,9. Bei kritischen Obstruktionen sind kathetergerichtete Thrombolytika (CDT) der Frontline-Ansatz für die Gefäßrekanalisation10. Das Ergebnis der CDT hängt von einer Reihe von Faktoren ab, darunter Thrombusalter, Ort, Größe, Zusammensetzung, Ätiologie und Patientenrisikokategorie11. Darüber hinaus ist CDT mit Gefäßschäden, Infektionen, Blutungskomplikationen und langer Behandlungszeit verbunden10. Geräte der nächsten Generation zielen darauf ab, mechanische Thrombektomie mit Thrombolytika (d.h. pharmakomechanischer Thrombektomie) zu kombinieren12,13. Die Verwendung dieser Geräte senkt die lytische Dosierung, was zu reduzierten Blutungskomplikationen führt, und verkürzt die Behandlungszeit12,13,14 im Vergleich zu CDT. Diese Geräte behalten immer noch Probleme mit hämorrhagischen Nebenwirkungen und unvollständiger Entfernung chronischer Thromben15. Es bedarf daher einer adjuvanten Strategie, die den Thrombus mit geringeren Blutungskomplikationen vollständig entfernen kann.

Ein möglicher Ansatz ist die histotripsiegestützte thrombolytische Behandlung, die als Lysotripsie bezeichnet wird. Histotripsie ist eine nicht-invasive Behandlungsmodalität, die fokussierten Ultraschall verwendet, um Blasenwolken in Geweben zu nukleieren16. Die Blasenaktivität wird nicht über exogene Kerne erzeugt, sondern durch die Anwendung von Ultraschallimpulsen mit ausreichender Spannung, um Gewebekerne zu aktivieren, einschließlich Gerinnsel17,18. Die mechanische Schwingung der Blasenwolke belastet das Gerinnsel und zerfällt die Struktur in azelluläre Trümmer19. Die Histotripsie-Blasenaktivität sorgt für einen effektiven Abbau von eingezogenen und nicht retraktierten Blutgerinnseln sowohl in vivo als auch in vitro20,21,22. Frühere Studien haben23,24 gezeigt, dass die Kombination von Histotripsie und dem lytischen rekombinanten Gewebetyp-Plasminogenaktivator (rt-PA) die Behandlungswirksamkeit im Vergleich zu lytischen allein oder Histotripsie allein signifikant erhöht. Es wird angenommen, dass zwei primäre Mechanismen, die mit der Histotripsie-Blasenaktivität verbunden sind, für die verbesserte Wirksamkeit der Behandlung verantwortlich sind: 1) erhöhte Fibrinolyse aufgrund einer verbesserten lytischen Abgabe und 2) Hämolyse der roten Blutkörperchen im Gerinnsel. Der Großteil der Gerinnselmasse besteht aus roten Blutkörperchen24, und daher ist die Verfolgung des Erythrozytenabbaus ein guter Ersatz für die Ablation der Probe. Andere gebildete Gerinnselelemente werden wahrscheinlich auch unter Histotripsie-Blasenaktivität zerfallen, werden aber in diesem Protokoll nicht berücksichtigt.

Hier wird ein Benchtop-Ansatz zur Behandlung von TVT in vitro mit Lysotripsie skizziert. Das Protokoll beschreibt kritische Betriebsparameter der Histotripsiequelle, die Beurteilung der Behandlungswirksamkeit und die Bildführung. Das Protokoll umfasst die Entwicklung eines Strömungskanals zur Nachahmung eines iliofemoralen Venensegments und die Herstellung menschlicher Vollblutgerinnsel. Das experimentelle Verfahren beschreibt die Positionierung der Histotripsiequelle und des Bildgebungsarrays, um eine Histotripsie-Exposition entlang des im Strömungskanal platzierten Gerinnsels zu erreichen. Relevante Insonationsparameter, um gerinnselunterbrechungen zu erreichen und die Blasenaktivität außerhalb des Ziels zu minimieren, werden definiert. Die Verwendung von Ultraschallbildgebung zur Führung und Beurteilung der Blasenaktivität wird veranschaulicht24. Metriken zur Quantifizierung der Behandlungswirksamkeit wie Gerinnselmassenverlust, D-Dimer (Fibrinolyse) und Hämoglobin (Hämolyse) werden23,24,25,26,27beschrieben. Insgesamt bietet die Studie ein wirksames Mittel zur Durchführung und Bewertung der Wirksamkeit von Lysotripsie zur Behandlung von TVT.

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Protokoll

Für die hier vorgestellten Ergebnisse wurde venöses menschliches Blut entnommen, um Gerinnsel zu bilden, nachdem das lokale interne Überprüfungsgremium (IRB # 19-1300) genehmigt und die schriftliche Einwilligung freiwilliger Spender24erteilt wurde. In diesem Abschnitt wird ein Entwurfsprotokoll zur Beurteilung der Wirksamkeit der Lysotripsie beschrieben. Das Protokoll basiert auf einer früheren Arbeit von Bollen et al.24.

1. Gerinnselmodellierung

HINWEIS: Bereiten Sie die Gerinnsel innerhalb von 2 Wochen, aber mehr als 3 Tage vor dem Tag des Experiments vor, um die Gerinnselstabilität zu gewährleisten und den Rückzug zu maximieren28. Bereiten Sie das Gerinnsel nach der Genehmigung durch das lokale institutionelle Überprüfungsgremium vor.

  1. Bereiten Sie die Borosilikat-Pasteur-Pipette für die Lagerung des Blutes vor (siehe Materialtabelle für Spezifikationen der Pipette). Borosilikatröhrchen werden wegen der hydrophilen Natur des Materials verwendet, die die Thrombozytenaktivierung und den Gerinnselrückzug fördert29. Versiegeln Sie die Spitze der Pipette durch Erhitzen über einem Bunsenbrenner.
  2. Ziehen Sie frisches menschliches Venenblut. Aliquot das gesamt entnommene Blut in 2-ml-Schritten pro gewünschtem Gerinnsel. Geben Sie jedes 2 ml Aliquot in eine Pasteur-Pipette.
    HINWEIS: Führen Sie Schritt 1.2 innerhalb von ca. 3 Minuten nach der Blutentnahme aus, damit kein Blut gerinnt, bevor es in Pipetten überführt wird. Stellen Sie außerdem sicher, dass der freiwillige Spender keine Medikamente einnimmt, die die Gerinnungskaskade verändern können (z. B. Blutverdünner oder Thrombozytenhemmer).
  3. Inkubieren Sie die Blutaliquoten in den Pipetten (entspricht der Anzahl der benötigten Gerinnsel) in einem Wasserbad für 3 h bei 37 °C.
  4. Lagern Sie die Pipetten mindestens 3 Tage bei 4 °C, um das Zurückziehen der Gerinnsel zu ermöglichen28. Wenn sich die Gerinnsel zurückziehen, wird beobachtet, dass sich Serum an der Oberseite des Gerinnsels in der Pipette ansammelt. Die rt-PA-Reaktion von Gerinnseln bleibt 2 Wochen nach dem Rückzug stabil28.

2. Vorbereitung des Wassertanks

  1. Füllen Sie den Wassertank mit Umkehrosmosewasser. Bekleiden Sie die Unterseite des Tanks mit einem akustisch absorbierenden Material, um die Reflexion der Therapie oder der Ultraschallimpulse zu reduzieren. Verwenden Sie ein Wasseraufbereitungssystem, um das Wasser zu entgasen und zu filtern, um Blasenkerne zu minimieren.
    HINWEIS: Eine Möglichkeit, das Wasser zu filtern, ist die Verwendung eines Inline-Filters. Die Spezifikationen des Beutels, der zur Erzeugung der repräsentativen Ergebnisse verwendet wird, sind in der Materialtabelle angegeben.
  2. Platzieren Sie zwei Heizelemente an der Unterseite des Tanks. Erhitzen Sie das Wasser auf 37,3 °C, um die maximale lytische enzymatische Aktivität30zu erreichen.
  3. Richten Sie einen Flusskanal ein, wie in Abbildung 1Adargestellt. Der Strömungskanal besteht aus Schläuchen, einem Modellgefäß mit Material- und geometrischen Eigenschaften, die für eine iliofemorale Vene repräsentativ sind, einem Reservoir für Plasma und einer Spritze am distalsten Ende des Reservoirs (Materialtabelle). Die Spritze wird an eine Pumpe angeschlossen, um während des Experiments einen Durchfluss durch den Kanal zu regulieren.
  4. Tauchen Sie den Strömungskanal manuell in den Wassertank ein, um den Kanal während der Entgasungs-/Filter-/Heizstufe auf physiologische Temperatur zu bringen (Schritte 2.1 und 2.2).

3. Herstellung von Plasma und rt-PA-Gemisch

  1. Vor dem Experimentiertag
    HINWEIS: Bei Lagerung bei -80 °C ist Plasma mindestens 2,5 Jahre31 und rt-PA mindestens 7 Jahre stabil32. Führen Sie daher Schritt 3.1 jederzeit innerhalb dieser Zeiträume aus, um die Stabilität der beiden Komponenten sicherzustellen.
    1. Verdünnen Sie das von einem Hersteller erhaltene rt-PA in pulverförmiger Form auf 1 mg/ml in sterilem Wasser.
    2. Aliquot 100 μL verdünntes rt-PA in 0,5 mL Zentrifugenröhrchen und lagern Sie diese bei -80 °C.
    3. Aliquot 35 ml menschliches frisch gefrorenes Plasma vom Typ O in 50 ml Zentrifugenröhrchen. Lagern Sie die Röhrchen bei -80 °C.
  2. Am Experimenttag
    1. Holen Sie Plasma-Aliquoten aus dem Gefrierschrank. Rufen Sie so viele Aliquoten ab, wie die Anzahl der gerinnsel, die an diesem Tag getestet werden sollen. Tauchen Sie die gefrorenen Aliquoten in ein Wasserbad bei 37 °C, um aufzutauen (~10 min).
    2. Sobald das Plasma aufgetaut ist, gießen Sie es in ein Becherglas, das dreifach mit Reinstwasser gespült wird. Bedecken Sie den Mund des Becherglases leicht mit Aluminiumfolie, um eine Kontamination zu vermeiden, und legen Sie das Becherglas in das Wasserbad. Lassen Sie die Folie locker genug sein, damit Luft mit dem Plasma in Kontakt treten kann.
    3. Plasma wird bei 37 °C mindestens 2 h auf Atmosphärendruck ausgeglichen.
    4. Nehmen Sie die gefrorenen rt-PA-Fläschchen heraus und legen Sie sie auf Eis, bis sie benötigt werden, mit einer Durchstechflasche für jeden Versuchslauf.
    5. Machen Sie Agarose mit niedrigem Gelieren (2%) in einem 50-ml-Kolben, indem Sie Agarose in Reinstwasser auflösen. Wählen Sie die Gesamtmenge an Agaroselösung so, dass für jede zu analysierende Probe etwa 2 ml zur Verfügung stehen. Die Lösung im Kolben in der Mikrowelle erhitzen, bis sie sprudelt. Befestigen Sie den Kolben mit einem wasserdichten Schraubdeckel darauf. Tauchen Sie den Kolben neben dem Plasma in das Wasserbad.
      HINWEIS: Dieser Schritt stellt sicher, dass Agarose verfügbar ist, um exponierte Gerinnselsegmente für die histologische Analyse nach Histotripsiesonation zu sichern.

4. Einrichten der Histotripsiequelle und des Imaging-Arrays

  1. Stellen Sie sicher, dass die motorisierten Positionierer von der Laufzeitumgebung einer Programmierplattform aus gesteuert werden können, indem Sie die vom Hersteller bereitgestellten Anweisungen und Befehle verwenden. Überprüfen Sie, ob die Motoren des Systems an den entsprechenden Port des Computers mit der Laufzeitumgebung angeschlossen sind.
  2. Montieren Sie die Histotripsiequelle am motorisierten Positioniersystem, wie in Abbildung 1B dargestellt.
  3. Schließen Sie die Histotripsiequelle über die entsprechenden Anschlüsse (z. B. BNC-Kabel) wie vom Hersteller angegeben an ihre Antriebselektronik (z. B. Endstufe und Funktionsgenerator) an.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Antriebselektronik der Histotripsiequelle über die in Schritt 4.1 verwendete Laufzeitumgebung gesteuert werden kann.
  4. Decken Sie das Imaging-Array mit einer Sondenabdeckung ab, und befestigen Sie das Array koaxial in der Blende der Histotripsiequelle, wie in Abbildung 2 dargestellt. Achten Sie darauf, die Ausrichtung der Abbildungsebene relativ zur Ausrichtung der Histotripsiequelle zu verstehen.
  5. Schließen Sie das Bildgebungsarray an ein Ultraschall-Scansystem an. Stellen Sie sicher, dass dieses System den Betrieb und die Auslösung des Imaging-Arrays steuern und Imaging-Daten gemäß den Befehlen des Herstellers des Scanners sammeln kann.
  6. Tauchen Sie die Histotripsiequelle/das Imaging-Array während der Entgasung in den Tank ein, wie in Abbildung 1Adargestellt. Entfernen Sie vorsichtig alle Luftblasen mit einer Spritze von der Oberfläche der Histotripsiequelle oder des Imaging-Arrays.
    HINWEIS: Tauchen Sie die Histotripsiequelle und das Imaging-Array vor dem Betrieb vollständig in Wasser. Vermeiden Sie es, die Oberfläche der Histotripsiequelle zu berühren.
  7. Erfassen Sie B-Modus-Bilder mit einer Rate von 20 Bildern pro Sekunde mit dem Imaging-Array und den integrierten Befehlen des Scanners. Passen Sie das Bildfenster an, um die Visualisierung des Fokus der Histotripsiequelle in diesen Echtzeitbildern sicherzustellen.
    HINWEIS: Es wird davon ausgegangen, dass die Dimensionen der Fokusregion der therapeutischen Quelle bekannt sind.
  8. Stellen Sie die Betriebsparameter der Histotripsiequelle ein, einschließlich Grundfrequenz (z. B. 1,5 MHz), Pulswiederholfrequenz (z. B. 20-100 Hz), Pulsdauer (z. B. 1-20 Zyklen pro Impuls) und Gesamtzahl der Impulse pro Ort (z. B. 100-2.000)18,23,24,33. Ändern Sie diese Parameter, wenn keine ausreichende Gerinnsellyse erreicht wird oder wenn die Blasenaktivität über das Lumen des Modellgefäßes hinausgeht. Um diese Parameter einzustellen, verwenden Sie das vom Hersteller der Quelle bereitgestellte Protokoll oder verwenden Sie eine Programmierplattform, die mit der Quelle kommunizieren kann (Schritt 4.3).
  9. Führen Sie die Histotripsiequelle mit dem in Schritt 4.8 verwendeten Protokoll oder der Programmierplattform des Herstellers bei den eingestellten Parametern nur in entgasten Gewässern ohne Behinderung in der Umgebung aus. Erhöhen Sie die spannungsangebrachte Histotripsiequelle, bis sich eine Blasenwolke bildet.
  10. Passen Sie mithilfe der Echtzeitabbildung von Schritt 4.7 die Position des Bildgebungsarrays innerhalb der öffnung des konfokalen Wandlers an, bis sich die Blasenwolke ungefähr in der Mitte des Bildfensters befindet. Die Blasenwolke ist der Bereich hyperechoischer Pixel in der Abbildungsebene (Abbildung 3). Ziehen Sie die Schrauben fest, um das Imaging-Array fest in der Wandleröffnung zu halten.
    HINWEIS: Wenn das Array richtig ausgerichtet ist, sollte die azimutale Position der Blasenwolke ungefähr bei 0 mm in der Abbildungsebene liegen. Das bildgebungsfeld kann leicht von der inneren Oberfläche der Therapiequelle projizieren, und daher kann die Bereichsposition der Blasenwolke von der Brennweite der Quelle abweichen.
  11. Identifizieren Sie die Position der Blasenwolke in der Abbildungsebene. Weisen Sie den Fokus der Histotripsiequelle als Zentrum der Blasenwolke zu (Abbildung 3).
  12. Notieren Sie die erkannte Brennposition (Schritt 4.11) im Bildfenster (Abbildung 3). Eine möglichkeit, die Fokusposition zu markieren, besteht darin, einen Cursor zu platzieren, um die Position im Imaging-Fenster zu notieren, sofern dies mit der Imaging-Plattform verfügbar ist.
  13. Beenden Sie die Insonation und stellen Sie die an die Histotripsiequelle angelegte Spannung auf 0 V ein.

5. Gerinnselzubereitung

  1. Entfernen Sie das Gerinnsel aus der Pipette, indem Sie das versiegelte Ende mit einer Zange schneiden. Lassen Sie das Gerinnsel zusammen mit dem Serum in eine Petrischale gleiten. Wenn sich das Gerinnsel nicht löst, drücken Sie vorsichtig Druck vom anderen Ende der Pipette durch Kochsalzlösung aus, um das Gerinnsel zu entfernen.
  2. Schneiden Sie das Gerinnsel mit einem Skalpell auf 1 cm Länge und zielen Sie auf ein einheitliches Stück von der Mitte aus (dh weg von Abschnitten des Gerinnsels, die oben oder unten in der Pipette gebildet werden).
  3. Verwenden Sie ein Reinigungstuch, um den geschnittenen Abschnitt des Gerinnsels vorsichtig abzutuchen, um überschüssige Flüssigkeit zu entfernen.
  4. Legen Sie den Gerinnselabschnitt mit einer Pinzette vorsichtig auf eine Waage und notieren Sie das Gewicht.
  5. Heben Sie den Strömungskanal manuell aus dem Wassertank an und entfernen Sie den Modellbehälter aus dem Strömungskanal.
  6. Legen Sie das Gerinnsel mit einer Pinzette in das Modellgefäß und befestigen Sie das Modellgefäß wieder am Strömungskanal.
    HINWEIS: Ein Nylonstab kann innerhalb des Modellgefäßes platziert werden, um zu verhindern, dass sich das Gerinnsel aufgrund der Strömung stromabwärts bewegt.
  7. Senken Sie den Strömungskanal so in den Tank, dass das proximale Ende der Stufe relativ zum Reservoir im Vergleich zur distalen Seite niedrig ist. Das Angeln der Stufe auf diese Weise verhindert das Einfangen von Blasen im Modellgefäß, wenn in Schritt 6.1 Plasma durch den Strömungskanal gezogen wird.
  8. 30 ml Plasma werden mit einer Pipette in das Reservoir geben und die Temperatur überwacht, bis sie mindestens 36 °C erreicht.
  9. Verwenden Sie eine Pipette, um das rt-PA (80,4 μg in 30 ml Plasma, 2,68 μg/ml) in das Plasmareservoir zu dosieren. Rühren Sie das Plasma mit der Pipette um, um eine gleichmäßige rt-PA-Verteilung innerhalb des Reservoirs zu gewährleisten.

6. Ansaugen des Strömungskanals

  1. Ziehen Sie Plasma aus dem Reservoir über die Spritzenpumpe in den Strömungskanal, bis das Plasma das Modellgefäß füllt.
    HINWEIS: Wenn das Gerinnsel nicht bündig mit dem Nylonstab ist, verwenden Sie kurze Pumpenzuge bei 60 ml / min, um zu versuchen, das Plasma dem Gerinnsel nachgeschaltet zu zwingen oder manuell durch die Spritze zu ziehen. Begrenzen Sie die Menge an Plasma, die bei diesem Prozess entnommen wird, oder füllen Sie das Reservoir mit zusätzlichem Plasma / rt-PA auf, um 30 ml Lösung im Strömungskanal zu gewährleisten.
  2. Richten Sie das Imaging-Array mithilfe der motorisierten Positionierer mithilfe des Imaging-Skripts parallel zur Länge des Gerinnsels aus (Schritt 4.7). Die parallele Ausrichtung ermöglicht es dem Benutzer, die korrekte Platzierung des Gerinnsels und das Fehlen von Blasen im Modellgefäß visuell sicherzustellen.
  3. Nivellieren Sie das Modellschiff manuell und visuell, um sicherzustellen, dass keine Luftblasen vorhanden sind, indem Sie das Bildfenster verwenden (Schritt 4.7).

7. Ablauf des Experiments

  1. Vorbehandlung
    HINWEIS: In diesem Schritt wird ein Pfad für die Histotripsiequelle/das Imaging-Array für eine gleichmäßige Histotripsie-Exposition entlang der Gerinnsellänge geplant.
    1. Richten Sie das Bildgebungsarray mit den motorisierten Positionierern so aus, dass die Abbildungsebene parallel zum Querschnitt des Gerinnsels verläuft (d. h. senkrecht zur in Schritt 6.2 beschriebenen Ausrichtung).
    2. Bewegen Sie unter Anleitung des Bildgebungsfensters (Schritt 4.7) die Histotripsiequelle mit den motorisierten Positionierern zum proximalen Ende des Gerinnsels relativ zum Reservoir. Passen Sie an dieser Stelle die Position der Histotripsiequelle so an, dass der markierte Brennpunkt in Schritt 4.12 mit dem Zentrum des Gerinnsels ausgerichtet ist.
    3. Bestimmen Sie den Resonanzpfad entlang der Gerinnsellänge. Um diesen Pfad zu definieren, legen Sie drei Wegpunkte entlang der Länge des Gerinnsels (d. h. Positionen der Motoren, in denen die histotripsy Blasenaktivität im Gerinnsel enthalten ist) in Schritten von 5 mm fest. Richten Sie die Wegpunkte so aus, dass die Gesamtbewegung der histotripsieartigen Quelle entlang des Pfades antegrad mit der Strömung im System ist (dh der erste Wegpunkt befindet sich am proximalsten Ende des Gerinnsels relativ zum Reservoir und der dritte Wegpunkt befindet sich in der distalen Position relativ zum Reservoir).
    4. Bevor Sie jeden Wegpunkt abschließen, feuern Sie Testimpulse von der Histotripsiequelle mit den gleichen Insonationsparametern wie Schritt 4.8 ab, reduzieren sie jedoch die Gesamtexposition auf 10 Gesamtimpulse. Stellen Sie die Position der Histotripsiequelle bei Bedarf mit den motorisierten Positionierern ein, um die Blasenaktivität im Gerinnsel einzudämmen.
    5. Speichern Sie an jedem Wegpunkt die Motorpositionen mit den vom Hersteller bereitgestellten Befehlen, ähnlich wie in Schritt 4.1.
  2. Behandlung
    HINWEIS: Dieser Schritt definiert das Verfahren zur Behandlung des Gerinnsels entlang seiner Länge entsprechend dem im Vorbehandlungsschritt definierten Pfad.
    1. Führen Sie die Spritzenpumpe mit 0,65 ml/min aus und warten Sie, bis sich der Meniskus des Plasmas bewegt hat. Diese Durchflussrate ahmt einen nahezu vollständigen Verschluss des iliofemoralenGefäßes 24,34 nach.
    2. Interpolieren Sie den in Schritt 7.1.3 angelegten Pfad mit Zwischenschritten zwischen den festgelegten Wegpunkten mit einer festen Schrittgröße (z.B. 0,5 mm). Die Schrittgröße wird so gewählt, dass sie kleiner als die Hälfte der Breite des Fokusbereichs ist, gemessen entlang der Gerinnsellänge (Höhenrichtung des Bildgebungsarrays). Bewegen Sie die Histotripsiequelle mit motorisierten Positionierern an jeder Pfadposition mit den in Schritt 4.8 definierten Insonationsparametern.
    3. Überwachen/Bildblasenaktivität während der Anwendung des Histotripsieimpulses an jeder Pfadstelle mithilfe des Bildgebungsfensters (Schritt 4.7). Zentrieren Sie das Bild auf dem Histotripsie-Fokus mit den Bildabmessungen von 15 mm im Azimut und -bereich. Vor der Anwendung des Histotripsieimpulses an jeder Stelle erfassen Sie ein B-Modus-Bild, um die Visualisierung des Gerinnsels und des Modellgefäßes zu ermöglichen, indem Sie ein Skript in einer Programmierplattform erstellen. Stellen Sie sicher, dass das Skript die Kommunikation mit dem Scanner mithilfe der Befehle des Herstellers herstellt.
    4. Implementieren Sie während der Anwendung des Histotripsieimpulses die Erfassung der akustischen Emissionen im Skript in Schritt 7.2.3, um passive Kavitationsbilder post hoc35zu bilden. Erfassen Sie ein passives Kavitationsbild nach jeweils 10 Behandlungsimpulsen. Wenden Sie eine flache Zeitverstärkungskompensation von 50 bei 8 inkrementellen Tiefen bis zum Ende der Bildtiefe an. Wählen Sie eine geeignete Erfassungsfenstergröße, so dass das gesamte Signal des Gerinnsels mit minimalem Energieverlust durch Fenster35erfasst wird.
    5. Wenn Off-Target-Blasenwolken vorhanden sind, stellen Sie die Wandlerposition in situ mit den motorisierten Positionierern ein.
      HINWEIS: Überwachen Sie auf verpasste Trigger des Imaging-Arrays. Passen Sie die Anzahl der erfassten Bilddatensätze an, um sicherzustellen, dass die Speicherung der Daten vor dem anschließenden Auslösen abgeschlossen ist.

8. Verfahren nach dem Experiment

  1. Heben Sie das Modellgefäß manuell aus dem Wassertank an, um das Parfüm über die Schwerkraft abzulassen. Achten Sie darauf, den Strömungskanal nivelliert zu halten, um zu verhindern, dass sich das Gerinnsel während des Abtropfens stromabwärts und aus dem Modellbehälter bewegt.
  2. Sammeln Sie das gesamte Perfusat zur weiteren Analyse in einem kleinen Becherglas (Abbildung 4A), indem Sie Plasmalösung aus dem Strömungskanal durch die Spritzenpumpe mit einer sehr niedrigen Durchflussrate ziehen.
  3. Trennen Sie das Modellgefäß, und entfernen Sie das Gerinnsel. Bei Bedarf eine kleine Menge Kochsalzlösung in das Modellgefäß injizieren, um das Gerinnsel sanft zu vertreiben.
  4. Wischen Sie das Gerinnsel ähnlich wie in Schritt 1.2.3. Wiegen Sie das Gerinnsel auf der Waage, um den Gerinnselmassenverlust zu beurteilen.
  5. Um den D-Dimergehalt zu analysieren, fügen Sie 100 mg Aminocapronsäure in ein Mikrozentrifugenröhrchen hinzu, gefolgt von 1 ml Perfusat, und mischen Sie es gut mit einer Pipette. Führen Sie einen immun-turbidimetrischen Latex-Assay durch, um das D-Dimer in der Probe zu quantifizieren36.
  6. Um die Hämolyse zu beurteilen, fügen Sie 1 ml Perfusat in Zentrifugenröhrchen hinzu und spinnen Sie bei 610 x g (3.500 U / min) für 10 min. Kombinieren Sie 0,5 ml Überstand (Konzentrat) mit 0,5 ml Drabkins-Lösung und lassen Sie die Mischung bei Raumtemperatur für 15 min ruhen. Übertragen Sie 200 μL auf Bohrplatten, wie in Abbildung 4B dargestellt. Verwenden Sie einen Plattenleser, um die Absorption bei 540 nm abzulesen, Abbildung 4C (Drabkins-Assay37).
  7. Histologische Beurteilung
    1. Schneiden Sie einen Abschnitt aus der Mitte des Gerinnsels von etwa 2-3 mm Länge mit einem Skalpell.
    2. Fügen Sie den Abschnitt zu einer Kassette hinzu. Halten Sie die Ausrichtung des Abschnitts relativ zur Richtung der Histotripsie-Pulsausbreitung aufrecht.
    3. 2 ml niedriggelnde Agaroselösung, die in Schritt 3.2.5 hergestellt wurde, werden in die Kassette geben, um das Gerinnsel an Ort und Stelle zu fixieren.
    4. Fixieren Sie die Probe in 10% Formalin für 24 h. Legen Sie die Probe nach 24 h in 70% Alkohol und führen Sie eine Standard-Hemotoxylin-Eosin-Färbung38durch.

9. Passive Kavitationsbildanalyse

  1. Verarbeiten Sie die Signale, die während der Histotripsie-Anregung (Schritt 7.2.4) vom Bildgebungsarray erfasst wurden, mit einem Algorithmus, der auf dem robusten Capon-Beamformer39 basiert, um ein Bild der akustischen Emissionen zu erstellen, die von der Blasenwolke an jedem Behandlungsort erzeugt werden.
    HINWEIS: Um quantitative Bilder zu generieren, befolgen Sie die in Haworth et al.35beschriebenen Schritte. Andernfalls sollte jeder Pixelwert im Bild die relative akustische Energie der Blasenwolke (Einheiten von V2)an jeder entsprechenden Stelle darstellen.
  2. Segmentieren Sie das in Schritt 7.2.3 angequirte B-Modus-Bild, um zwischen den Pixeln, die das Gerinnsel darstellen, und dem Modellgefäß zu unterscheiden.
  3. Registrieren Sie das passive Kavitationsbild mit dem B-Modus-Bild, wie in Abbildung 5Bdargestellt. Summieren Sie die akustische Energie innerhalb des Gerinnsels über den Expositionszeitraum35.

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Ergebnisse

Das in dieser Studie beschriebene Protokoll hebt die Details der venösen Gerinnselmodellierung, der Lysotripsie bei Gerinnselstörungen und der Ultraschallbildgebung in einem In-vitro-Setup der TVT hervor. Das gewählte Verfahren zeigt die Schritte, die zur Beurteilung der Gerinnselstörung aufgrund der kombinierten Effekte von rt-PA und histotripsy Bubble Cloud-Aktivität erforderlich sind. Das Benchtop-Setup wurde entwickelt, um die Eigenschaften einer venösen Iliofemoralvene nachzuahmen. Abbildung 1A<...

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Diskussion

Das vorgeschlagene Protokoll stellt ein Modell zur Quantifizierung der Behandlungswirksamkeit von Lysotripsie dar. Während die wichtigsten Details diskutiert wurden, gibt es bestimmte kritische Aspekte, die für den Erfolg dieses Protokolls zu berücksichtigen sind. Die enzymatische Aktivität von rt-PA hat eine Arrhenius-Temperaturabhängigkeit30. Die Temperatur ist auch ein Faktor für die Schallgeschwindigkeit in Wasser und Gewebe, und Temperaturschwankungen können geringfügige Veränderungen der Geo...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health, Grant R01HL13334, finanziert. Die Autoren danken Dr. Kevin Haworth für die Unterstützung bei Drabkins Assay und Dr. Viktor Bollen für seine Unterstützung bei der Gestaltung des Protokolls. Die Autoren sind auch Dr. Adam Maxwell für seine Anleitung zur Gestaltung der Histotripsie-Quelle dankbar.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Absorbierende PlattenPräzisionsakustikF28-SMALL-M300 mm x 300 mm x 10 mm
Borosilikat-Pasteur-PippettenFisher Scientific1367820A14,6 cm Länge, 2 mL Kapazität
ZentrifugenröhrchenEppendorf223641111,5 mL Kapazität
Drabkin's AssaySigma AldrichD5941-6VL
ZiehspritzeCole-ParmerEW-07945-43Filterbeutel mit einem Fassungsvermögen von 60 ml
McMaster-Carr5162K111Entfernen einer Partikelgröße von bis zu 1 Mikrometer
DurchflusskanalschlauchMcMaster-Carr5154K25Polyethylen ausgekleideter EVA-Kunststoffschlauch (Außendurchmesser: 3/8", Innendurchmesser: 1/4"
HeizelementeWon BrothersHT 300 TitanTitanstäbe am Boden des Tanks platziert
Imaging ArrayVerasonicsL11-5v128 Element mit Empfindlichkeit von -55 bis -49 dB
Agarose mit geringer GelierungMillipore SigmaA9414
ModellgefäßMcMaster-Carr5234K986,6 cm Länge, 0,6 cm Innendurchmesser, 1 mm Dicke
Nanoreines WasserBarnsteadNanopure DiamondASTM Typ I, 18 Mohm-cm spezifischer Widerstand
PlasmaVitalant4PF000Plasma innerhalb von 24 Stunden eingefroren
Platten-ReaderBiotekSynergy Neo HST Plate ReaderFür die Hämoglobin-Quantifizierung
SondenabdeckungCivco610-362
ProgrammierplattformMATLAB (Mathworks, Natick, MA, USA)
Rekombinanter Gewebe-Plasminogen-Aktivator (rt-PA)GenentechActivase
ReservoirCole-ParmerEW-07945-43einem Fassungsvermögen von 60 mL
Cole-ParmerEW-74900-20Pumpe, die an der Spritze befestigt ist, um den Durchfluss in den Strömungskanal mit einer vorher festgelegten Geschwindigkeit zu saugen
SchallkopfHauseigener kundenspezifischerelliptisch fokussierter Schallkopf mit acht Elementen (9 cm Hauptachse, 7 cm Nebenachse und 6 cm Brennweite), angetrieben von einer speziell entwickelten und gebauten Klasse D Verstärker und passendes Netzwerk
Ultraschall-ScansystemVerasonicsVantage Research Ultraschallsystem
WassertankAdvanced AcrylC13314 x 14 x 12, 1/2"
Mit Spritzenpumpe mit

Referenzen

  1. Oklu, R. Thrombosis. Cardiovascular Diagnosis and Therapy. 7, Suppl 3 131-133 (2017).
  2. Satoh, K., Satoh, T., Yaoita, N., Shimokawa, H. Recent advances in the understanding of thrombosis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (6), 159-165 (2019).
  3. Grosse, S. D., Nelson, R. E., Nyarko, K. A., Richardson, L. C., Raskob, G. E. The economic burden of incident venous thromboembolism in the United States: A review of estimated attributable healthcare costs. Thrombosis Research. 137, 3-10 (2016).
  4. Hirsh, J., Hoak, J. Management of deep vein thrombosis and pulmonary embolism. Circulation. 93 (12), 2212-2245 (1996).
  5. Browse, N. L., Clemenson, G., Croft, D. N. Fibrinogen-detectable thrombosis in the legs and pulmonary embolism. British Medical Journal. 1 (5908), 603-604 (1974).
  6. Plate, G., Ohlin, P., Eklöf, B. Pulmonary embolism in acute iliofemoral venous thrombosis. British Journal of Surgery. 72 (11), 912-915 (1985).
  7. Chen, J. X., Sudheendra, D., Stavropoulos, S. W., Nadolski, G. J. Role of catheter-directed thrombolysis in management of iliofemoral deep venous thrombosis. Radiographics. 36 (5), 1565-1575 (2016).
  8. Kahn, S. R., Solymoss, S., Lamping, D. L., Abenhaim, L. Long-term outcomes after deep vein thrombosis: postphlebitic syndrome and quality of life. Journal of General Internal Medicine. 15 (6), 425-429 (2000).
  9. Oğuzkurt, L., Ozkan, U., Gülcan, O., Koca, N., Gür, S. Endovascular treatment of acute and subacute iliofemoral deep venous thrombosis by using manual aspiration thrombectomy: long-term results of 139 patients in a single center. Diagnostic and Interventional Radiology. 18 (4), 410-416 (2012).
  10. Lauw, M. N., Büller, H. R. Current Approaches to Deep Vein Thrombosis. , 136-160 (2014).
  11. Kearon, C., et al. Antithrombotic therapy for VTE disease: antithrombotic therapy and prevention of thrombosis: American college of chest physicians evidence-based clinical practice guidelines. Chest. 141 (2), 419-496 (2012).
  12. Pouncey, A. L., et al. AngioJet Pharmacomechanical Thrombectomy and Catheter Directed Thrombolysis vs. Catheter Directed Thrombolysis Alone for the Treatment of Iliofemoral Deep Vein Thrombosis: A Single Centre Retrospective Cohort Study. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. , (2020).
  13. Tang, T., Chen, L., Chen, J., Mei, T., Lu, Y. Pharmacomechanical thrombectomy versus catheter-directed thrombolysis for iliofemoral deep vein thrombosis: a meta-analysis of clinical trials. Clinical and Applied Thrombosis/Hemostasis. 25, (2019).
  14. Kuo, T. -T., Huang, C. -Y., Hsu, C. -P., Lee, C. -Y. Catheter-directed thrombolysis and pharmacomechanical thrombectomy improve midterm outcome in acute iliofemoral deep vein thrombosis. Journal of the Chinese Medical Association. 80 (2), 72-79 (2017).
  15. Donaldson, C. W., et al. Thrombectomy using suction filtration and veno-venous bypass: single center experience with a novel device. Catheterization and Cardiovascular Interventions. 86 (2), 81-87 (2015).
  16. Khokhlova, V. A., et al. Histotripsy methods in mechanical disintegration of tissue: Towards clinical applications. International Journal of Hyperthermia. 31 (2), 145-162 (2015).
  17. Bader, K. B., Vlaisavljevich, E., Maxwell, A. D. For whom the bubble grows: Physical principles of bubble nucleation and dynamics in histotripsy ultrasound therapy. Ultrasound in Medicine & Biology. 45 (5), 1056-1080 (2019).
  18. Maxwell, A. D., et al. Noninvasive thrombolysis using pulsed ultrasound cavitation therapy-histotripsy. Ultrasound in Medicine & Biology. 35 (12), 1982-1994 (2009).
  19. Xu, Z., et al. Size measurement of tissue debris particles generated from pulsed ultrasound cavitational therapy-histotripsy. Ultrasound in Medicine & Biology. 35 (2), 245-255 (2009).
  20. Vlaisavljevich, E., et al. Effects of tissue stiffness, ultrasound frequency, and pressure on histotripsy-induced cavitation bubble behavior. Physics in Medicine and Biology. 60 (6), 2271-2292 (2015).
  21. Zhang, X., et al. Histotripsy thrombolysis on retracted clots. Ultrasound in Medicine & Biology. 42 (8), 1903-1918 (2016).
  22. Maxwell, A. D., et al. Noninvasive treatment of deep venous thrombosis using pulsed ultrasound cavitation therapy (histotripsy) in a porcine model. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 22 (3), 369-377 (2011).
  23. Bader, K. B., et al. Efficacy of histotripsy combined with rt-PA in vitro. Physics in Medicine and Biology. 61 (14), 5253-5274 (2016).
  24. Bollen, V., et al. In vitro thrombolytic efficacy of single- and five-cycle histotripsy pulses and rt-PA. Ultrasound in Medicine & Biology. 46 (2), 336-349 (2020).
  25. Wang, Y. N., Khokhlova, T., Bailey, M., Hwang, J. H., Khokhlova, V. Histological and biochemical analysis of mechanical and thermal bioeffects in boiling histotripsy lesions induced by high intensity focused ultrasound. Ultrasound in Medicine & Biology. 39 (3), 424-438 (2013).
  26. Weisel, J. W., Litvinov, R. I. Fibrin formation, structure and properties. Sub-Cellular Biochemistry. 82, 405-456 (2017).
  27. Devanagondi, R., et al. Hemodynamic and hematologic effects of histotripsy of free-flowing blood: implications for ultrasound-mediated thrombolysis. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 26 (10), 1559-1565 (2015).
  28. Holland, C. K., Vaidya, S. S., Datta, S., Coussios, C. -C., Shaw, G. J. Ultrasound-enhanced tissue plasminogen activator thrombolysis in an in vitro porcine clot model. Thrombosis Research. 121 (5), 663-673 (2008).
  29. Sutton, J. T., Ivancevich, N. M., Perrin, S. R., Vela, D. C., Holland, C. K. Clot retraction affects the extent of ultrasound-enhanced thrombolysis in an ex vivo porcine thrombosis model. Ultrasound in Medicine & Biology. 39 (5), 813-824 (2013).
  30. Shaw, G. J., Dhamija, A., Bavani, N., Wagner, K. R., Holland, C. K. Arrhenius temperature dependence of in vitro tissue plasminogen activator thrombolysis. Physics in Medicine & Biology. 52 (11), 2953(2007).
  31. Pinto, J., et al. Human plasma stability during handling and storage: impact on NMR metabolomics. Analyst. 139 (5), 1168-1177 (2014).
  32. Shaw, G. J., Sperling, M., Meunier, J. M. Long-term stability of recombinant tissue plasminogen activator at -80 C. BMC Research Notes. 2 (1), 117(2009).
  33. Maxwell, A. D., et al. Cavitation clouds created by shock scattering from bubbles during histotripsy. The Journal of the Acoustical Society of America. 130 (4), 1888-1898 (2011).
  34. Jensen, C. T., et al. Qualitative slow blood flow in lower extremity deep veins on doppler sonography: quantitative assessment and preliminary evaluation of correlation with subsequent deep venous thrombosis development in a tertiary care oncology center. Journal of Ultrasound in Medicine. 36 (9), 1867-1874 (2017).
  35. Haworth, K. J., Bader, K. B., Rich, K. T., Holland, C. K., Mast, T. D. Quantitative frequency-domain passive cavitation imaging. IEEE Transactions on Ultrasonics, Ferroelectrics, and Frequency Control. 64 (1), 177-191 (2017).
  36. Hamano, A., et al. Latex immunoturbidimetric assay for soluble fibrin complex. Clinical Chemistry. 51 (1), 183-188 (2005).
  37. Drabkin, D. L., Austin, J. H. Spectrophotometric studies II. Preparations from washed blood cells; nitric oxide hemoglobin and sulfhemoglobin. Journal of Biological Chemistry. 112 (1), 51-65 (1935).
  38. Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections. CSH Protocols. 2008, (2008).
  39. Coviello, C., et al. Passive acoustic mapping utilizing optimal beamforming in ultrasound therapy monitoring. The Journal of the Acoustical Society of America. 137 (5), 2573-2585 (2015).
  40. Mori, K., Dwek, R. A., Downing, A. K., Opdenakker, G., Rudd, P. M. The activation of type 1 and type 2 plasminogen by type I and type II tissue plasminogen activator. Journal of Biological Chemistry. 270 (7), 3261-3267 (1995).
  41. Righini, M., Perrier, A., De Moerloose, P., Bounameaux, H. D-Dimer for venous thromboembolism diagnosis: 20 years later. Journal of Thrombosis and Haemostasis: JTH. 6 (7), 1059-1071 (2008).
  42. Hilleman, D. E., Razavi, M. K. Clinical and economic evaluation of the Trellis-8 infusion catheter for deep vein thrombosis. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 19 (3), 377-383 (2008).
  43. De Sensi, F., et al. Predictors of successful ultrasound guided femoral vein cannulation in electrophysiological procedures. Journal of Atrial Fibrillation. 11 (3), 2083(2018).
  44. Vlaisavljevich, E., et al. Effects of ultrasound frequency and tissue stiffness on the histotripsy intrinsic threshold for cavitation. Ultrasound in Medicine & Biology. 41 (6), 1651-1667 (2015).
  45. Vlaisavljevich, E., et al. Histotripsy-induced cavitation cloud initiation thresholds in tissues of different mechanical properties. IEEE Transactions on Ultrasonics, Ferroelectrics, and Frequency Control. 61 (2), 341-352 (2014).
  46. Hendley, S. A., Paul, J. D., Bader, K. B. Mechanistic investigation of clot degradation via the action of histotripsy and thrombolytic. Joint AAPM | COMP Virtual Meeting. The American Association of Physics in Medicine. , (2020).
  47. Goss, S. A., Johnston, R. L., Dunn, F. Comprehensive compilation of empirical ultrasonic properties of mammalian tissues. The Journal of the Acoustical Society of America. 64 (2), 423-457 (1978).
  48. Duck, F. A. Physical Properties of Tissues. Duck, F. A. , Academic Press. 137-165 (1990).
  49. Bader, K. B., Haworth, K. J., Maxwell, A. D., Holland, C. K. Post hoc analysis of passive cavitation imaging for classification of histotripsy-induced liquefaction in vitro. IEEE Transactions on Medical Imaging. 37 (1), 106-115 (2018).
  50. Crake, C., et al. Enhancement and passive acoustic mapping of cavitation from fluorescently tagged magnetic resonance-visible magnetic microbubbles in vivo. Ultrasound in Medicine & Biology. 42 (12), 3022-3036 (2016).
  51. Gyongy, M., Coussios, C. Passive spatial mapping of inertial cavitation during HIFU exposure. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 57 (1), 48-56 (2010).
  52. Canney, M. S., Bailey, M. R., Crum, L. A., Khokhlova, V. A., Sapozhnikov, O. A. Acoustic characterization of high intensity focused ultrasound fields: A combined measurement and modeling approach. The Journal of the Acoustical Society of America. 124 (4), 2406-2420 (2008).
  53. Czaplicki, C., et al. Can thrombus age guide thrombolytic therapy. Cardiovascular Diagnosis and Therapy. 7, Suppl 3 186-196 (2017).
  54. Bajd, F., Vidmar, J., Blinc, A., Sersa, I. Microscopic clot fragment evidence of biochemo-mechanical degradation effects in thrombolysis. Thrombosis Research. 126 (2), 137-143 (2010).
  55. Wang, C., et al. Efficacy and safety of low dose recombinant tissue-type plasminogen activator for the treatment of acute pulmonary thromboembolism: a randomized, multicenter, controlled trial. Chest. 137 (2), 254-262 (2010).
  56. Arvanitis, C. D., Crake, C., McDannold, N., Clement, G. T. Passive acoustic mapping with the angular spectrum method. IEEE Transactions on Medical Imaging. 36 (4), 983-993 (2017).
  57. Khokhlova, V. A., et al. Histotripsy methods in mechanical disintegration of tissue: towards clinical applications. International Journal of Hyperthermia: The Official Journal of European Society for Hyperthermic Oncology, North American Hyperthermia Group. 31 (2), 145-162 (2015).
  58. Roberts, W. W. Development and translation of histotripsy: current status and future directions. Current Opinion in Urology. 24 (1), 104-110 (2014).

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