Methodenartikel

Beurteilung der mechanischen Empfindlichkeit des Rückens bei der Ratte zur mechanistischen Untersuchung chronischer Rückenschmerzen

DOI:

10.3791/63667

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30. August 2022

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1Department of Anatomy, Université du Québec à Trois-Rivières, 2CogNAC Research Group, Université du Québec à Trois-Rivières, 3Division of Physiology, Department of Basic Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, University of Tabriz

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Um neuartige therapeutische Interventionen zur Prävention und Behandlung von Rückenschmerzen zu entwickeln, sind Tiermodelle erforderlich, um die Mechanismen und die Wirksamkeit dieser Therapien aus einer translationalen Perspektive zu untersuchen. Das vorliegende Protokoll beschreibt den BMS-Test, eine standardisierte Methode zur Beurteilung der mechanischen Empfindlichkeit des Rückens bei der Ratte.

Zusammenfassung

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Rückenschmerzen sind weltweit die Hauptursache für Behinderungen mit dramatischen persönlichen, wirtschaftlichen und sozialen Folgen. Um neuartige Therapeutika zu entwickeln, werden Tiermodelle benötigt, um die Mechanismen und die Wirksamkeit neuartiger Therapien aus einer translationalen Perspektive zu untersuchen. In aktuellen Untersuchungen werden mehrere Nagetiermodelle für Rückenschmerzen verwendet. Überraschenderweise wurde jedoch kein standardisierter Verhaltenstest validiert, um die mechanische Empfindlichkeit in Rückenschmerzmodellen zu bewerten. Dies ist entscheidend, um zu bestätigen, dass Tiere mit vermuteten Rückenschmerzen eine lokale Überempfindlichkeit gegenüber nozizeptiven Reizen aufweisen, und um die Empfindlichkeit bei Eingriffen zur Linderung von Rückenschmerzen zu überwachen. Das Ziel dieser Studie ist es, einen einfachen und zugänglichen Test zur Beurteilung der mechanischen Empfindlichkeit im Rücken von Ratten zu entwickeln. Ein Testkäfig wurde speziell für diese Methode hergestellt; Länge x Breite x Höhe: 50 x 20 x 7 cm, mit einem Edelstahlgitter auf der Oberseite. Dieser Prüfkäfig ermöglicht die Anwendung mechanischer Reize auf den Rücken. Um den Test durchzuführen, wird der Rücken des Tieres in der interessierenden Region rasiert und der Testbereich wird markiert, um den Test je nach Bedarf an verschiedenen Tagen zu wiederholen. Die mechanische Schwelle wird mit Von-Frey-Filamenten bestimmt, die auf die paraspinalen Muskeln aufgebracht werden, wobei die zuvor beschriebene Auf-Ab-Methode verwendet wird. Zu den positiven Reaktionen gehören (1) Muskelzuckungen, (2) Wölbung (Rückenstreckung), (3) Rotation des Nackens, (4) Kratzen oder Lecken des Rückens und (5) Flucht. Dieser Verhaltenstest (Back Mechanical Sensitivity (BMS) Test) ist nützlich für die mechanistische Forschung mit Nagetiermodellen von Rückenschmerzen für die Entwicklung von therapeutischen Interventionen zur Prävention und Behandlung von Rückenschmerzen.

Einleitung

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Rückenschmerzen sind weltweit die häufigste Ursache für Behinderungen, die dramatische persönliche, wirtschaftliche und soziale Folgen haben 1,2,3,4. Jedes Jahr sind ca. 37% der Bevölkerung von LBP5 betroffen. LBP verschwindet in der Regel innerhalb weniger Wochen, tritt jedoch bei 24 % bis 33 % der Personen wieder auf und wird in 5 % bis 10 % der Fälle chronisch2. Um die Mechanismen und Auswirkungen von LBP sowie die Auswirkungen verschiedener therapeutischer Interventionen zu verstehen, wurden mehrere Tiermodelle von LBP verwendet, die klinische Bedingungen oder einige Komponenten von LBP6 nachahmen. Diese Maus- und Rattenmodelle können in eine oder mehrere der folgenden Kategorien eingeteilt werden: (1) diskogener LBP7,8,, (2) radikulärer LBP 8,9,10,11, (3) Facettengelenksarthrose 12 und (4) muskelinduzierter LBP13,14 . Da der Schmerz bei nicht-menschlichen Spezies nicht direkt gemessen werden kann, wurden zahlreiche Tests entwickelt, um schmerzähnliche Verhaltensweisen in diesen Modellen zu quantifizieren8. Diese Tests bewerten Verhaltensweisen, die durch einen schädlichen Reiz hervorgerufen werden (mechanische Kraft 15,16,17, thermische Stimulation 18,19,20,21,22,23,24,25) oder spontan erzeugt werden 26,27,28,29.

Zu den Methoden, bei denen mechanische Reize verwendet werden, gehören der Von-Frey-Test 15,16 und der Randall-Selitto-Test17. Zu den Methoden, die Wärmereize verwenden, gehören der Tail-Flick-Test18, der Heizplattentest19, der Hargreaves-Test20 und der Thermosondentest21. Zu den Methoden, die kalte Stimuli verwenden, gehören der Cold-Plate-Test22, der Aceton-Verdampfungstest 23 und der kalte Plantar-Assay24. Methoden für spontane Verhaltensweisen umfassen die Grimassenskala 26, das Graben27, die Gewichts- und Ganganalyse 28 sowie eine automatisierte Verhaltensanalyse29. Trotz dieser zahlreichen verfügbaren Tests ist keiner von ihnen speziell für Rückenschmerzmodelle konzipiert.

Das Ziel dieser Studie ist es, einen einfachen und zugänglichen Test zur Beurteilung der mechanischen Empfindlichkeit im Rücken von Ratten zu entwickeln. Die Technik basiert weitgehend auf dem Von-Frey-Test, der auf die Plantaroberfläche der Hinterpfoteangewendet wird 15,16. Das Grundprinzip des Von-Frey-Tests besteht darin, eine Reihe von Monofilamenten in der interessierenden Region zu verwenden, die konstante vorbestimmte Kräfte liefern. Eine Reaktion gilt als positiv, wenn die Ratte ein nozifensives Verhalten zeigt. Der mechanische Schwellenwert kann dann basierend auf den Filamenten berechnet werden, die Reaktionen hervorgerufen haben. In der vorliegenden Studie wird eine einfache und zugängliche Methode zur Verfügung gestellt, die vom Von-Frey-Test adaptiert wurde, um die mechanische Empfindlichkeit im Rücken von Ratten zu bestimmen.

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Protokoll

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Das Versuchsprotokoll wurde vom Tierpflegeausschuss der Université du Québec à Trois-Rivières genehmigt und entsprach den Richtlinien des Canadian Council on Animal Care und den Richtlinien des Ausschusses für Forschung und ethische Fragen der International Association for the Study of Pain (IASP). In der vorliegenden Studie wurden sechs männliche Wistar-Ratten (Körpergewicht: 320-450 g; Alter: 18-22 Wochen) verwendet. Die Tiere stammen aus einer kommerziellen Quelle (siehe Materialtabelle). Die Daten dieser Ratten stammen aus der größeren Stichprobe einer früheren Studie30.

1. Experimentelle Vorbereitung

  1. Unterbringung der Tiere in einem temperaturkontrollierten Raum in Standard-Tiereinrichtungen mit Zugang zu Futter und Wasser ad libitum und einem Hell-Dunkel-Zyklus von 14 h bis 10 h. Stellen Sie sicher, dass alle Tiere am Tag der Versuche bei guter Gesundheit sind.
  2. Generieren Sie das Tiermodell für chronische Rückenschmerzen, indem Sie die folgenden Schritte ausführen.
    1. Um chronische Rückenschmerzen zu induzieren, führen Sie eine intramuskuläre Injektion von Complete Freund Adjuvant (CFA) in die Rückenmuskulatur gemäß den vorherigen Berichten 14,30,31 durch.
    2. Betäuben Sie das Tier mit Isofluran (4% für die Induktion und 2%-2,5% für die Erhaltung).
    3. Injizieren Sie mit einer 27-G-Nadel 150 μl einer gebrauchsfertigen Wasser-in-Öl-Emulsion von CFA (siehe Materialtabelle) je nach Protokollanforderungen einseitig oder bilateral in die paraspinalen Muskeln.
    4. Halten Sie die Injektionsnadel nach Abschluss der Injektion mindestens 3 Minuten lang an Ort und Stelle. Verwenden Sie für Tiere in der Kontrollgruppe die gleichen Verfahren30, injizieren Sie jedoch eine Lösung steriler physiologischer Kochsalzlösung (150 μl, 0,9%) anstelle von CFA.
  3. Stellen Sie den Testkäfig her.
    1. Stellen Sie einen Testkäfig für zwei Tiere her, der für jedes Tier eine Kammer umfasst.
      ANMERKUNG: Für die vorliegende Studie hat jede Kammer die folgenden Abmessungen: Länge x Breite x Höhe: 50 x 20 x 7 cm (siehe Materialtabelle).
    2. Montieren Sie die beiden zusammenhängenden Kammern auf vier 33 cm langen Plexiglasbeinen. Verwenden Sie transparentes Plexiglas für die Wände der Kammern, aber verwenden Sie schwarzes Plexiglas, um die Kammern zu trennen, um zu verhindern, dass sich die Tiere sehen.
    3. Verwenden Sie ein Edelstahlgitter aus 1 mm Draht mit einem Abstand von 8 mm zwischen den Drähten, um den Boden und die Decke des Prüfkäfigs herzustellen (Abbildung 1).

2. Test der mechanischen Empfindlichkeit (BMS)

  1. Machen Sie das Tier vor dem ersten Test 30 min/Tag an 5-7 aufeinanderfolgenden Tagen mit dem Testkäfig vertraut. Wiederholen Sie den Test nach Bedarf.
  2. Betäuben Sie die Tiere mit 2% Isofluran31 (siehe Materialtabelle).
  3. Rasieren Sie in Bauchlage unter Isofluran-Anästhesie das Rückenhaar des interessierenden Bereichs (von T6 bis L6 Wirbelebene) mit einem Tierhaarschneider (siehe Materialtabelle). Rasieren Sie bei wiederholten Messungen die Rückenhaare alle 3 Tage an einem Tag ohne Verhaltensbewertung, um sicherzustellen, dass die Reize immer direkt auf die Haut aufgetragen werden. Zeichnen Sie mit einem Permanentmarker eine schwarze Markierung auf die Haut, um sicherzustellen, dass die Filamente immer auf die gleiche Stelle aufgetragen werden, wenn der Test an verschiedenen Tagen wiederholt wird.
  4. Setzen Sie die Tiere am Testtag vor dem Test für 15 bis 30 Minuten in den Testkäfig, bis sich das Tier beruhigt hat.
  5. Tragen Sie während des Tests Von-Frey-Filamente (0,07, 0,16, 0,4, 0,6, 1, 2, 4, 6, 10, 15 und 26 g) senkrecht auf den Rücken auf, wobei immer mit dem 2-g-Filament beginnen und die Up-Down-Methode15 verwendet wird (siehe Materialtabelle). Nähern Sie sich dem Rücken des Tieres langsam mit dem Filament hinter dem Tier.
    1. Tragen Sie das Filament nur auf, wenn das Tier wach ist, auf seinen vier Pfoten steht und sich nicht bewegt. Tragen Sie das Filament alle 15-30 s beidseitig für 2 s auf den interessierenden Bereich auf, 10 mm vom Dornfortsatz entfernt (Abbildung 2).
      HINWEIS: Eine Reaktion gilt als positiv, wenn das Tier während oder unmittelbar nach dem Auftragen des Filaments eines oder mehrere der folgenden Verhaltensweisen zeigt: (1) Muskelzuckungen, (2) Wölbung (Rückenstreckung), (3) Drehung des Halses, um auf den Rücken zu schauen, (4) Kratzen oder Lecken des Rückens und (5) Flucht.
  6. Wie zuvor beschrieben15, wenn beim Anlegen eines Filaments keine Reaktion beobachtet wird, wird das nächste Filament mit einer höheren Kraft in der Reihe angewendet. Wenn eine Reaktion beobachtet wird, verwenden Sie das nächste Filament mit einer geringeren Kraft in der Reihe. Setzen Sie diesen Vorgang fort, bis nach der ersten Verhaltensänderung vier Messwerte erhalten werden (Antwort nach einer Reihe von "keine Antwort" oder keine Antwort nach einer Reihe von "Reaktionen").
  7. Sobald die Datenerfassung abgeschlossen ist, berechnen Sie den Wert, der 50% des mechanischen Schwellenwerts entspricht, wie von Chaplan et al.15 beschrieben, mit dieser Formel:
    50%-Schwellenwert (g) = 10(Xf+kδ)/10 000
    HINWEIS: In dieser Formel ist "Xf" die Griffmarke des letzten von Frey-Filaments, das verwendet wurde. "k" ist der tabellarische Wert, der auf dem Antwortmuster15 des Tieres basiert, und "δ" ist der Mittelwert der Handle-Mark-Inkremente zwischen den Von-Frey-Filamenten. Abhängig vom Versuchsdesign und den experimentellen Anforderungen kann nur eine Seite der Wirbelsäule bewertet werden, um einen Schwellenwert zu melden, oder es können zwei Seiten bewertet werden, und die Schwellenwerte werden separat oder als Mittelwert angegeben. Siehe Ergänzende Tabelle 1 für die Berechnungsvorlage32.

3. Verwertung der Tiere

  1. Nachdem die intramuskuläre Injektion abgeschlossen ist, brechen Sie die Anästhesie ab und legen Sie das Tier zur Genesung allein in einen Standardkäfig.
  2. Untersuchen Sie während der Erholungsphase das Verhalten des Tieres und lassen Sie es nicht unbeaufsichtigt.
  3. Vergewissern Sie sich, dass sich das Tier von der Narkose erholt und sich innerhalb von 5 Minuten normal bewegt. Bringen Sie das Tier dann mit den anderen Tieren in seinen gewohnten Käfig zurück.
    HINWEIS: Am Ende des Experiments wird das Tier unter tiefer Isofluran-Anästhesie (5%) mit einer 10% igen Formalinlösung durch das Herz perfundiert. Die Rückenmuskulatur im injizierten Bereich wird dann zur Histologie und Bestätigung von entzündlichen Veränderungen extrahiert.

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Ergebnisse

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Die Methode wurde in einer früheren Studie verwendet, in der vollständige Daten und Statistiken vorgelegt wurden, um die mechanische Empfindlichkeit zwischen CFA und Kontrollrattenzu vergleichen 30. Repräsentative Einzeldaten (Mittelwert der linken und rechten Schwellenwerte) von sechs Ratten, die in die vorherige Studie eingeschlossen wurden, sind in Abbildung 3 und Tabelle 1 dargestellt. Zu Studienbeginn war die mechanische Empfindlichkeit zwischen ...

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Diskussion

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Kritische Schritte
Der BMS-Test ist eine einfache Methode zur Beurteilung der mechanischen Empfindlichkeit im Rücken von Ratten, entweder zu einem bestimmten Zeitpunkt oder wiederholt über Tage oder Wochen, wenn Veränderungen zu erwarten sind (Schmerzmodelle) oder nach pharmakologischen oder nicht-pharmakologischen Eingriffen. Zu den kritischen Aspekten der Methode gehört der Testkäfig, dessen Abmessungen sicherstellen müssen, dass sich die Ratte wohl fühlt, sich aber nicht zu viel bewegt. Der Rücken ...

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Offenlegungen

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Die Autoren erklären, dass keine konkurrierenden Interessen oder Beziehungen bestehen, die zu Interessenkonflikten führen können.

Danksagungen

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Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium der Fondation Chiropratique du Québec und des Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada unterstützt (MP: Grant #06659). Der Beitrag von HK wurde von der Université du Québec à Trois-Rivières (PAIR-Programm) unterstützt. Der Beitrag von BP wurde vom Fonds de recherche du Québec en Santé (FRQS) und der Fondation Chiropratique du Québec unterstützt. Der Beitrag von TP wurde vom Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada unterstützt. Der Beitrag von NE und EK wurde von der Fondation Chiropratique du Québec unterstützt. Der Beitrag von MP wurde von der FRQS unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Aerrane (Isofluran, USP) - Nur für veterinärmedizinische ZweckeBaxterNDC 10019-773-60Inhalationsanästhetikum ; DIN 02225875, zur Einleitung einer Anästhesie
Complete Freund Adjuvans (CFA)Fisher Scientific#77140Wasser-in-Öl-Emulsion von Complete Freund Adjuvans (CFA) mit abgetöteten Zellen von Mycobacterium butyricum.
Männliche Wistar RattenCharles River LaboratoriesKörpergewicht: 320– 450 g; Alter: 18-22 Wochen.
Penlon Sigma Delta VaporizerPenlon990-VI5K-SVEEKPenlon Sigma Delta Vaporizer für die Anästhesie
Sharpie Permanent MarkerSharpieBC23636Permanent Marker, Fine Point, Schwarz
TestkäfigSonderanfertigungBreite: 20 cm;  Länge: 50 cm; Höhe von unten nach oben: 40 cm; Höhe von der unteren Masche bis zur Oberseite des Käfigs: 7 cm; Wandstärke: 5 mm; Maschenweite: 1 mm Draht mit einem Drahtabstand von 8 mm     
Von Frey FilamentsAesthesio, Precise Tactile Sensory Evaluator514000-20CFilamente von 0,07 g bis 26 g
Wahl Professional Animal, ARCO Cordless Pet Clipper, Trimmer Grooming WahlKit #8786-1201Tierhaarschneider, zum Rasieren, Nullklinge 

Referenzen

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  1. Hartvigsen, J., et al. What low back pain is and why we need to pay attention. Lancet. 391 (10137), 2356-2367 (2018).
  2. Manchikanti, L., Singh, V., Falco, F. J., Benyamin, R. M., Hirsch, J. A. Epidemiology of low back pain in adults. Neuromodulation. 17, Suppl 2 3-10 (2014).
  3. Urits, I., et al. Low back pain, a comprehensive review: Pathophysiology, diagnosis, and treatment. Current Pain and Headache Reports. 23 (3), 23(2019).
  4. James, S. L., et al. Global, regional, and national incidence, prevalence, and years lived with disability for 354 diseases and injuries for 195 countries and territories, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. 392 (10159), 1789-1858 (2018).
  5. Hoy, D., et al. A systematic review of the global prevalence of low back pain. Arthritis & Rheumatology. 64 (6), 2028-2037 (2012).
  6. Shi, C., et al. Animal models for studying the etiology and treatment of low back pain. Journal of Orthopaedic Research. 36 (5), 1305-1312 (2018).
  7. Olmarker, K. Puncture of a lumbar intervertebral disc induces changes in spontaneous pain behavior: An experimental study in rats. Spine. 33 (8), 850-855 (2008).
  8. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284(2017).
  9. Kawakami, M., et al. Pathomechanism of pain-related behavior produced by allografts of intervertebral disc in the rat. Spine. 21 (18), 2101-2107 (1996).
  10. Hu, S. -J., Xing, J. -L. An experimental model for chronic compression of dorsal root ganglion produced by intervertebral foramen stenosis in the rat. Pain. 77 (1), 15-23 (1998).
  11. Xie, W. R., et al. Robust increase of cutaneous sensitivity, cytokine production and sympathetic sprouting in rats with localized inflammatory irritation of the spinal ganglia. Neuroscience. 142 (3), 809-822 (2006).
  12. Arthritis and Rheumatism. Characterization of a new animal model for evaluation and treatment of back pain due to lumbar facet joint osteoarthritis. Arthritis and Rheumatism. 63 (10), 2966-2973 (2011).
  13. Kobayashi, Y., Sekiguchi, M., Konno, S. -I., Kikuchi, S. -I. Increased intramuscular pressure in lumbar paraspinal muscles and low back pain: Model development and expression of substance P in the dorsal root ganglion. Spine. 35 (15), 1423-1428 (2010).
  14. Touj, S., et al. Sympathetic regulation and anterior cingulate cortex volume are altered in a rat model of chronic back pain. Neuroscience. 352, 9-18 (2017).
  15. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  16. Deuis, J. R., et al. Analgesic effects of clinically used compounds in novel mouse models of polyneuropathy induced by oxaliplatin and cisplatin. Neuro-Oncology. 16 (10), 1324-1332 (2014).
  17. Randall, L. O., Selitto, J. J. A method for measurement of analgesic activity on inflamed tissue. Archives Internationales de Pharmacodynamie et de Therapie. 111 (4), 409-419 (1957).
  18. D'Amour, F. E., Smith, D. L. A method for determining loss of pain sensation. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 72 (1), 74-79 (1941).
  19. Woolfe, G. The evaluation of the analgesic actions of pethidine hydrochlodide (Demerol). Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 80 (3), 300-307 (1944).
  20. Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
  21. Deuis, J. R., Vetter, I. The thermal probe test: A novel behavioral assay to quantify thermal paw withdrawal thresholds in mice. Temperature. 3 (2), 199-207 (2016).
  22. Allchorne, A. J., Broom, D. C., Woolf, C. J. Detection of cold pain, cold allodynia and cold hyperalgesia in freely behaving rats. Molecular Pain. 1, 36(2005).
  23. Carlton, S. M., Lekan, H. A., Kim, S. H., Chung, J. M. Behavioral manifestations of an experimental model for peripheral neuropathy produced by spinal nerve ligation in the primate. Pain. 56 (2), 155-166 (1994).
  24. Brenner, D. S., Golden, J. P., Gereau, R. W. I. V. A novel behavioral assay for measuring cold sensation in mice. PLoS One. 7 (6), 39765(2012).
  25. Moqrich, A., et al. Impaired thermosensation in mice lacking TRPV3, a heat and camphor sensor in the skin. Science. 307 (5714), 1468-1472 (2005).
  26. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nature Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  27. Deacon, R. M. J. Burrowing in rodents: a sensitive method for detecting behavioral dysfunction. Nature Protocols. 1 (1), 118-121 (2006).
  28. Griffioen, M. A., et al. Evaluation of dynamic weight bearing for measuring nonevoked inflammatory hyperalgesia in mice. Nursing Research. 64 (2), 81-87 (2015).
  29. Brodkin, J., et al. Validation and implementation of a novel high-throughput behavioral phenotyping instrument for mice. Journal of Neuroscience Methods. 224, 48-57 (2014).
  30. Paquette, T., Eskandari, N., Leblond, H., Piché, M. Spinal neurovascular coupling is preserved despite time dependent alterations of spinal cord blood flow responses in a rat model of chronic back pain: implications for functional spinal cord imaging. Pain. , (2022).
  31. Tokunaga, R., et al. Attenuation of widespread hypersensitivity to noxious mechanical stimuli by inhibition of GABAergic neurons of the right amygdala in a rat model of chronic back pain. European Journal of Pain. 26 (4), 911-928 (2022).
  32. Dixon, W. J. Efficient analysis of experimental observations. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 20, 441-462 (1980).

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