Bestimmung von 45 Pestiziden in Avocadosorten mit der QuEChERS-Methode und Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie

In der chemischen Analyse kann der Matrixeffekt (ME) auf verschiedene Weise definiert werden, aber eine weithin akzeptierte allgemeine Definition lautet wie folgt: Er bezieht sich auf die Änderung des Signals, insbesondere auf eine Änderung der Steigung der Kalibrierkurve, wenn die Probenmatrix oder ein Teil davon während der Analyse eines bestimmten Analyten vorhanden ist. Als kritischer Aspekt erfordert ME eine gründliche Untersuchung während des Validierungsprozesses jeder analytischen Methode, da sie sich direkt auf die Genauigkeit der quantitativen Messung für die Zielanalyten^{auswirkt 1}. Im Idealfall sollte ein Probenvorbehandlungsverfahren selektiv genug sein, um die Extraktion von Komponenten aus der Probenmatrix zu vermeiden. Trotz erheblicher Anstrengungen landen viele dieser Matrixkomponenten in den meisten Fällen immer noch in den endgültigen Bestimmungssystemen. Folglich beeinträchtigen solche Matrixkomponenten oft die Wiederfindungs- und Genauigkeitswerte, führen zu zusätzlichem Rauschen und erhöhen die Gesamtkosten und den Arbeitsaufwand für die Methode.

In der Gaschromatographie (GC) entsteht ME aufgrund des Vorhandenseins aktiver Zentren innerhalb des GC-Systems, die über verschiedene Mechanismen mit den Zielanalyten interagieren. Einerseits blockieren oder maskieren die Matrixbestandteile diese aktiven Stellen, die sonst mit den Zielanalyten interagieren würden, was zu einer häufigen Signalverstärkung führt². Auf der anderen Seite können aktive Stellen, die nicht blockiert bleiben, aufgrund starker Wechselwirkungen zu Peak-Tailing oder Analytabbau führen, was zu einem negativen ME führt. Dies kann jedoch in bestimmten Fällen potenzielle Vorteile bieten². Es ist wichtig zu betonen, dass das Erreichen einer vollständigen Inertheit in einem GC-System trotz der Verwendung von hochgradig inerten Komponenten und der ordnungsgemäßen Wartung eine äußerst große Herausforderung darstellt. Bei kontinuierlicher Anwendung wird die Anhäufung von Matrixkomponenten im GC-System ausgeprägter, was zu einem erhöhten ME führt. Heutzutage ist weithin anerkannt, dass Analyten, die Sauerstoff, Stickstoff, Phosphor, Schwefel und ähnliche Elemente enthalten, ein höheres ME aufweisen, da sie leicht mit diesen aktiven Zentren interagieren. Umgekehrt unterliegen hochstabile Verbindungen wie Kohlenwasserstoffe oder Organohalogene solchen Wechselwirkungen nicht und zeigen während der Analyse kein beobachtbares ME ^2,3.

Insgesamt kann ME nicht vollständig eliminiert werden, was zur Entwicklung mehrerer Strategien zur Kompensation oder Korrektur führt, wenn eine vollständige Entfernung der Matrixkomponenten nicht möglich ist. Zu diesen Strategien gehören die Verwendung von deuterierten internen Standards (ISs), Analyt-Schutzmitteln, die matrixangepasste Kalibrierung, die Standardadditionsmethode oder die Modifikation von Injektionstechniken in der wissenschaftlichen Literatur 1,2,4,5. In den Leitlinien SANTE/11312/2021 wurden diese Strategien ebenfalls empfohlen⁶.

Was die Anwendung der matrixangepassten Kalibrierung zur Kompensation von MEs betrifft, so umfassen die Probensequenzen in der Praxis verschiedene Arten von Lebensmitteln oder verschiedene Proben aus derselben Ware. In diesem Fall wird davon ausgegangen, dass die Verwendung einer Probe aus derselben Ware das ME in allen Proben wirksam kompensiert. In der vorhandenen Literatur fehlt es jedoch an ausreichenden Studien, die sich speziell mit dieser Fragestellung befassen⁷.

Die Mehrfachrückstandsbestimmung von Pflanzenschutzmitteln in Matrices mit einem nennenswerten Anteil an Fetten und Pigmenten stellt eine anspruchsvolle Aufgabe dar. Die beträchtliche Menge an mitextrahiertem Material kann die Extraktionseffizienz erheblich beeinträchtigen und die anschließende chromatographische Bestimmung beeinträchtigen, wodurch die Säule, die Quelle und der Detektor möglicherweise beschädigt werden und zu erheblichen MEs geführt werden ^8,9,10. Folglich erfordert die Analyse von Pestiziden im Spurenbereich in solchen Matrices eine signifikante Reduzierung der Matrixkomponenten vor der Analyse bei gleichzeitiger Sicherstellung hoher Wiederfindungswerte⁷. Das Erreichen hoher Wiederfindungswerte ist entscheidend, um sicherzustellen, dass die Pestizidanalysen zuverlässig, genau und konform mit den gesetzlichen Standards bleiben. Dies ist von entscheidender Bedeutung, um die Lebensmittelsicherheit, den Umweltschutz und eine informierte Entscheidungsfindung in der Landwirtschaft und verwandten Bereichen zu gewährleisten.

Die Avocado ist eine Frucht von hohem Handelswert, die weltweit in tropischen und mediterranen Klimazonen angebaut und sowohl in ihren Herkunftsregionen als auch auf den zahlreichen Exportmärkten weit verbreitet ist. Aus analytischer Sicht ist die Avocado eine komplexe Matrix, die eine beträchtliche Anzahl von Fettsäuren (d. h. Ölsäure, Palmitinsäure und Linolsäure) enthält, ähnlich wie Nüsse, einen signifikanten Pigmentgehalt, wie in grünen Blättern, sowie Zucker und organische Säuren, ähnlich denen, die in anderen Früchten enthalten sind¹¹. Aufgrund seiner fettigen Natur ist bei der Anwendung einer analytischen Analysemethode besondere Vorsicht geboten. Während die Analyse von Pestizidrückständen an Avocados mit GC-MS in einigen Fällen durchgeführt wurde 8,12,13,14,15,16,17,18,19,20, war sie im Vergleich zu anderen Matrices relativ selten. In den meisten Fällen wurde eine Version der Qu ick-Easy-Ch eap-E ffective-R ugged-S afe (QuEChERS) Methode angewandt 8,12,13,14,15,16,17,18. Keine dieser Studien hat die Konsistenz von MEs bei verschiedenen Avocadosorten untersucht.

Daher war es das Ziel dieser Arbeit, die Konsistenz von MEs und Wiederfindungswerten für 45 repräsentative Pestizide über verschiedene Avocadosorten (d.h. Criollo, Hass und Lorena) unter Verwendung der QuEChERS-Methode mit Ammoniumformiat und GC-MS/MS zu untersuchen. Nach unserem besten Wissen ist dies das erste Mal, dass diese Art von Studie an solchen Fettmatrixproben durchgeführt wurde.

1. Vorbereitung des Stoffes und der Arbeitslösungen

HINWEIS: Aus Sicherheitsgründen ist es ratsam, während des gesamten Protokolls Nitrilhandschuhe, einen Laborkittel und eine Schutzbrille zu tragen.

1. Bereiten Sie individuelle Stammlösungen für jeden der 45 handelsüblichen Pestizidstandards (siehe Materialtabelle) mit ca. 1.000 mg/l Acetonitril in 10-ml-Messkolben her.
2. Kombinieren Sie die oben genannten einzelnen Stammlösungen, um eine 400 mg/l Stammlösung in Acetonitril in einem 25-ml-Messkolben herzustellen.
   HINWEIS: Diese gemischte Lösung wird verwendet, um die Arbeitslösungen für Rückgewinnungs- und Kalibrierungsexperimente vorzubereiten.
3. Bereiten Sie Stammlösungen von_Atrazin-d5 und Triphenylphosphat (TPP) in Konzentrationen von 750 mg/l bzw. 1.050 mg/l in Acetonitril in 10-ml-Messkolben vor. Verwenden Sie Atrazin-d₅ als prozeduralen internen Standard (P-IS) und TPP als internen Injektionsstandard (I-IS).
   HINWEIS: Das ideale Szenario würde die Verwendung eines isotopenmarkierten internen Standards für jeden spezifischen Zielanalyten beinhalten.
4. Bereiten Sie Stoffrückgewinnungslösungen in Acetonitril mit 0,05 % (v/v) Ameisensäure (zur Vermeidung von Abbau) in 10-ml-Messkolben her, um 10, 100 und 400 μg/kg Probenäquivalente für die Pestizide und 200 μg/kg für den P-IS separat zu erhalten. Lagern Sie diese Lösungen in Braunglasfläschchen im Dunkeln bei -20 °C.
5. Kalibrierlösungen der Pestizide und P-IS zusammen in Acetonitril mit 0,05 % (v/v) Ameisensäure in 10-mL-Messkolben herstellen, um 5, 10, 25, 75, 200, 400 bzw. 600 μg/kg bzw. 200 ng/ng zu erhalten, und in Braunglasfläschchen im Dunkeln bei -20 °C lagern.
   HINWEIS: Die gleichen Lösungen können während der gesamten Versuchsarbeit verwendet werden, aber es ist wichtig, sie unmittelbar nach jedem Gebrauch unter den angegebenen Bedingungen zu lagern.
6. Bereiten Sie eine Mischung aus Analytschutzmitteln vor, die 100 g/l 3-ethoxy-1,2-propandiol, 10 g/l L-Gulonsäure γ-lacton, 10 g/l D-Sorbit und 5 g/l Shikimisäure in einem Verhältnis von 4/1 (v/v) von Acetonitril zu Wasser mit 0,5 % (v/v) Ameisensäure enthält.
   HINWEIS: Diese Mischung von Analytschutzmitteln muss kurz vor der Injektion zugegeben werden, um ME zu mildern.

2. Probenentnahme

1. Sammle Proben von drei Avocado-Arten (z. B. Criollo, Hass und Lorena), die in Supermärkten erhältlich sind. Es ist sicherzustellen, dass jede Probe ein Gewicht von ca. 1 kg hat, was für die Durchführung aller nachfolgenden Studien ausreicht und der Richtlinie 2002/63/EG²¹ entspricht.
   HINWEIS: Ökologische Proben wurden bevorzugt ausgewählt, um die Wahrscheinlichkeit des Vorhandenseins von Pestizidrückständen zu minimieren.
2. Transportieren Sie die gesammelten Avocado-Proben ins Labor und homogenisieren Sie sie einzeln ohne Pfeife mit einem Zerkleinerer (siehe Materialtabelle). Lagern Sie die homogenisierten Proben bis zur Analyse in Braunglasbehältern bei 4 °C.
   HINWEIS: Während der gesamten Studie werden dieselben Avocadoproben verwendet. Daher ist es wichtig, sie sofort nach jedem Gebrauch unter den angegebenen Bedingungen zu lagern.

3. Probenvorbereitung nach der QuEChERS-Methode mit Ammoniumformiat

HINWEIS: Abbildung 1 zeigt eine schematische Darstellung der QuEChERS-Methode mit Ammoniumformiat.

1. Wiegen Sie 5 g jeder Avocado-Probe in einem 50-ml-Zentrifugenröhrchen (siehe Materialtabelle).
2. 50 μl der P-IS-Lösung zugeben, um eine Konzentration von 200 μg/kg zu erhalten. Zur Bewertung der Wiederfindung sind auch die in Schritt 1.4 hergestellten Pestizidlösungen in Konzentrationen von 10, 100 und 400 μg/kg (jeweils n = 5) zu geben.
3. Wirbeln Sie das Röhrchen 30 s lang, um eine gründliche Integration des Spikes in die Probe zu gewährleisten.
4. Geben Sie 10 mL Acetonitril in das Zentrifugenröhrchen. Schütteln Sie die Röhre bei 70 U/min für 5 Minuten.
5. Fügen Sie 2,5 g Ammoniumformiat hinzu, schütteln Sie das Röhrchen erneut bei 70 U/min für 5 min und zentrifugieren Sie es anschließend bei 1.800 × g für 5 min.
6. In ein 2-ml-Zentrifugenröhrchen mit 150 mg wasserfreiem MgSO₄, 50 mg primär-sekundärem Amin (PSA), 50 mg Octadecylsilan (C₁₈), 10 mg graphitisiertem Ruß (GCB) und 60 mg einem Sorptionsmittel auf Zirkonoxidbasis Z-Sep+ geben Sie 1 ml des Extrakts zur Reinigung mittels dispersiver Festphasenextraktion (d-SPE). Das Röhrchen 30 s lang vortexen und bei 1.800 × g für 5 min zentrifugieren.
7. 200 μl des Extrakts werden in ein Autosampler-Fläschchen überführt, 20 μl der in Schritt 1.6 hergestellten Analytschutzlösung hinzugefügt und 50 μl der TPP-Lösung zugegeben.
8. Führen Sie eine instrumentelle Analyse mit einem GC-MS/MS-System durch (siehe Abschnitt 4).
9. Die matrixangepasste Kalibrierung wird nach dem gleichen Verfahren wie oben beschrieben mit Blindextrakten durchgeführt, mit der Ausnahme, dass während des d-SPE-Schritts (Schritt 3.6) 5 mL des Überstands in 15-ml-Röhrchen gereinigt werden. Fügen Sie die Spike- und P-IS-Lösungen in Schritt 3.7 hinzu. Geben Sie die Kalibrierstandardlösungen in die Autosampler-Fläschchen, um 5, 10, 25, 50, 100, 200, 400 und 600 μg/kg zusammen mit dem TPP zu erhalten, was zu einem Endvolumen von 270 μl führt.
   HINWEIS: Achten Sie insgesamt darauf, matrixangepasste Kalibrierungskurven für jede Avocadosorte zuzüglich der reinen Acetonitril-Kalibrierungen zu erstellen.

4. Instrumentelle Analyse mittels GC-MS/MS

1. Führen Sie die Analysen mit einem GC-MS/MS-System mit einem Triple-Quadrupol (TQ) durch, das mit einer Elektronenionisationsgrenzfläche (-70 eV) und einem Autosampler ausgestattet ist (siehe Materialtabelle).
2. Verwenden Sie eine MS GC-Säule (Silica-Bindung von 30 m Länge, 0,25 mm Innendurchmesser, 0,25 μm Schichtdicke) zusammen mit ultrahochreinem Helium als Trägergas bei einer konstanten Durchflussrate von 1,2 mL/min.
3. Überprüfen Sie die folgenden Parameter, bevor Sie mit dem Betrieb des Geräts fortfahren:
   1. Stellen Sie sicher, dass die Gasdrücke korrekt sind: Helium bei 140 psi und Argon bei 65 psi.
   2. Überprüfen Sie den Zustand des Öls der Kreiselpumpe, um sicherzustellen, dass es klar und auf dem richtigen Niveau ist.
   3. Stellen Sie sicher, dass die Injektionsspritze keine Verstopfungen durch frühere Injektionen aufweist.
   4. Vergewissern Sie sich, dass die Waschfläschchen ein ausreichendes Volumen jedes Lösungsmittels enthalten.
   5. Vergewissern Sie sich, dass der Verbrauchsmaterialzähler (Septum, Liner) seinen Grenzwert nicht erreicht hat.
4. Schalten Sie den GC-Hauptschalter auf der Vorderseite und den MS-Schalter auf der Rückseite ein.
5. Öffnen Sie die GCMS-Echtzeitanalysesoftware, die alle Parameter des GC-MS/MS-Systems steuert.
   HINWEIS: Das Gerätesystem enthält standardmäßig die GCMS-Echtzeitanalysesoftware.
6. Klicken Sie auf Vakuumsteuerung | Erweitert | Rotationspumpe 1 zur Initiierung des Vakuumsystems.
   HINWEIS: Überwachen Sie in diesem Fenster den Druck, um die optimalen Vakuumwerte zu bestimmen, die unter 9,0 Pa liegen sollten. Es wird ungefähr 12 Std. dauern.
7. Klicken Sie auf Start , um die Turbomolekularpumpe 1 und die Turbomolekularpumpe 2 einzuschalten.
8. Klicken Sie auf Start für die Option Ion Source Heater .
   HINWEIS: Überprüfen Sie nach einer empfohlenen Zeit von 1 h das Vakuum des Systems, um zu bestätigen, dass der empfohlene Wert niedriger als 1,6e-3 Pa ist.
9. Stellen Sie die MS-Grenzflächentemperatur auf 250 °C und die Temperatur der Ionenquelle auf 300 °C ein.
10. Halten Sie den GC-Ofen 1 Minute lang auf einer Anfangstemperatur von 50 °C und fahren Sie ihn dann auf 180 °C mit einer Geschwindigkeit von 25 °C/min hoch. Erhöhen Sie anschließend die Temperatur auf 230 °C bei 5 °C/min und anschließend auf 290 °C bei 25 °C/min. Zum Schluss die Temperatur für 6 min konstant bei 290 °C halten. Die Gesamtanalysezeit beträgt 24,6 Minuten.
11. Klicken Sie auf Schließen , sobald alle diese Systeme eingeschaltet sind.
12. Klicken Sie in der Analysesoftware auf die Option Tuning und dann auf Peak Monitor View , um eine erste Überprüfung der Massenspektrometerbedingungen durchzuführen.
    HINWEIS: Führen Sie bei Bedarf eine automatische Optimierung durch.
13. Klicken Sie auf Erfassung und im angezeigten Fenster auf Anfangsparameter herunterladen. Stellen Sie sicher, dass das Gerät bereit ist GC und bereit MS.

5. Datenerfassung

1. Klicken Sie in der Software auf Neue Batch-Datei und erstellen Sie eine Sequenz mit Informationen wie Probenname, Proben-ID, Methodendatei, Datendatei, Injektionsvolumen und Tuning-Datei. Fügen Sie bei Bedarf Zeilen hinzu und klicken Sie auf Speichern.
2. Klicken Sie auf Batch Start und lassen Sie den Injektionsprozess starten.
3. Führen Sie die Injektion bei 250 °C im splitless-Modus durch, wobei ein Injektionsvolumen von 1 μl beibehalten wird. Öffnen Sie den Spalt 1 Minute nach der Injektion.
   HINWEIS: Achten Sie darauf, die 10-μl-Spritze zwischen den Injektionen mit Methanol, Ethylacetat und Acetonitril zu reinigen, indem Sie jedes Lösungsmittel einmal spülen. Alle Injektionen werden in dreifacher Ausfertigung durchgeführt.
4. Analysieren Sie die Analyten mit dem MRM-Modus (Multiple Reaction Monitoring), dem Standardmodus, der in MS/MS-Systemen mit TQ verwendet wird.
   HINWEIS: Tabelle 1 enthält die Retentionszeiten (in min) und die Quantifizierer- und Qualifiziererübergänge für die Mehrklassen-Pestizide P-IS und I-IS. Die quantitative Analyse beruht auf dem Verhältnis der Peakfläche des Quantifizierungsions zum P-IS-Ion. Das I-IS wird zur Qualitätskontrolle während der Injektion eingesetzt. Die Zusatzdatei 1 enthält Chromatogramme für alle 45 analysierten Pestizide.
5. Öffnen Sie die Postrun Analysis-Software für die Datenanalyse.
   HINWEIS: Das Gerätesystem enthält standardmäßig die GCMS Postrun Analysis-Software.
6. Klicken Sie auf die zu analysierende Injektion, navigieren Sie durch die Tabelle mit den Analyten und wählen Sie den gewünschten Peak aus.
7. Klicken Sie auf den Peak oder den interessierenden Bereich, um das Chromatogramm zu visualisieren. Überprüfen Sie die Spitzenintegrationen und führen Sie bei Bedarf eine manuelle Integration durch. Überprüfen Sie die Bereiche aller Analyten, um die erforderlichen Berechnungen und Methodenbewertungen durchzuführen.

Die umfassende Validierung der Analysemethode wurde gemäß den SANTE/11312/2021-Richtlinien6 durchgeführt, die Bewertungen von Linearität, ME, Wiederfindung und Wiederholbarkeit umfasste.

Für die Linearitätsbewertung wurden matrixangepasste Kalibrierkurven unter Verwendung von dotierten Blindproben auf mehreren Konzentrationsniveaus (von 5 bis 600 μg/kg) erstellt. Es wurde festgestellt, dass die Bestimmungskoeffizienten (R2) für die meisten der ausgewählten Pestizide größer oder gleich 0,99 waren, was auf eine sehr lineare Beziehung zwischen Konzentration und Reaktion hinweist. Es wurde die niedrigste Kalibrierstufe (LCL) von 5 μg/kg gewählt, die sich an die für die Lebensmittelüberwachung festgelegte Rückstandshöchstmenge (MRL) von 10 μg/kg hält22.

Zur Bewertung des ME wurden die Steigungen der Kalibrierkurven der Mehrklassen-Pestizide zwischen reinen Lösungsmitteln und matrixangepassten Kalibrierbedingungen verglichen. Als anschauliches Beispiel zeigt Abbildung 2 den Vergleich der Kurven im Lösungsmittel und jeder der drei Matrizen für Carbofuran. Die ME wurde mit Hilfe von Gleichung (1)7 berechnet, wobei sich Prozentsätze ergaben, die eine Signalverstärkung (positive Prozentsätze) oder eine Signalunterdrückung (negative Prozentsätze) bedeuten.

Matrix-Effekt (%) = (1)

Das vorgestellte ME-Klassifikationssystem, das auf Prozentbereichen basiert, bietet Einblicke in den Einfluss der Matrix auf die Pestizidsignale und hilft bei der Interpretation der analytischen Befunde. In allen Fällen für Carbofuran wurde ein positiver ME-Wert von mehr als 20 % erzielt. Die Ergebnisse der Erstellung von matrixangepassten Kalibrierkurven zeigten jedoch für die meisten Pestizid-Sorten-Kombinationen einen relativ konsistenten ME von weniger als 20 % (klassifiziert als weiches ME) (siehe Tabelle 2 und Abbildung 3).

Um die Genauigkeit und Wiederholbarkeit der Analyse zu bewerten, wurden Blindproben mit Pestiziden in drei verschiedenen Konzentrationen (10, 100 und 400 μg/kg; n = 5 für jede Konzentration) versetzt. Die Ergebnisse in Abbildung 4 zeigen die Anzahl der Pestizide, deren durchschnittliche Wiederfindungsprozentsätze für jede Avocadosorte im akzeptablen Bereich von 70-120 % lagen. Darüber hinaus enthält Tabelle 3 detaillierte Daten für alle spezifischen Werte, die ermittelt wurden. Ein signifikanter Teil der getesteten Pestizide wies Wiederfindungsprozentsätze auf, die innerhalb des spezifischen Bereichs lagen, mit relativen Standardabweichungswerten (RSD) von unter 20 %.

Abbildung 1: Schematische Darstellung der QuEChERS-Methode mit Ammoniumformiat, das zur Extraktion von Pestizidrückständen aus Avocadoproben eingesetzt wird. Abkürzungen: QuEChERS = Qu ick-E asy-Cheap-E ffective-R ugged-S afe; IS = interner Standard; PSA = primär-sekundäres Amin; GCB = graphitisierter Ruß; QC = Qualitätskontrolle; GC-MS/MS = Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Vergleich der Kalibrierkurven im Lösungsmittel und in den Matrizen für Carbofuran. Lösungsmittel: y = 0,0028x - 0,0054 und R2 = 0,9974; Criollo: y = 0,0050x + 0,0050, R2 = 0,9994 und ME = 80%; Hass: y = 0,0037x - 0,0109, R2 = 0,9977 und ME = 30%; Lorena: y = 0,0041x + 0,0053, R2 = 0,9998 und ME = 42%. Abkürzungen: ME = Matrixeffekt; P-IS = prozessualer interner Standard. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Anzahl der ausgewählten Pestizide, kategorisiert nach ihren jeweiligen ME-Bereichen für Avocado-Sorten. Die Einstufung von ME basiert auf drei Kategorien: weich (Werte zwischen -20 % und 20 %), mittel (Werte zwischen -20 % und -50 % oder zwischen 20 % und 50 %) und stark (Werte über 50 % oder unter -50 %). Abkürzung: ME = Matrix-Effekt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Die Anzahl der Pestizide, die außerhalb und innerhalb des akzeptablen Rückgewinnungsbereichs liegen, stieg in den drei Avocado-Sorten auf 10, 100 und 400 μg/kg (n = 15). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Tabelle 1: Retentionszeiten, Quantifizierer- und Qualifikatorübergänge, die in GC-MS/MS-Analysen der ausgewählten Pestizide verwendet wurden, zusammen mit dem P-IS und I-IS. Abkürzungen: P-IS = verfahrensinterner Standard; I-IS = interner Standard für die Injektion; GC-MS/MS = Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie; HCB = Hexachlorbenzol; α-HCH = Alpha-Hexachlorcyclohexan; β-HCH = Beta-Hexachlorcyclohexan; 4,4'-DDD = 4,4'-Dichlordiphenyldichlorethan; 4,4'-DDE = 4,4'-Dichlordiphenyldichlorethylen; 4,4'-DDT = 4,4'-Dichlordiphenyltrichlorethan; TPP = Triphenylphosphat; EPN = Ethylnitrophenylphenylphenylphosphonothioat. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Tabelle 2: Matrix-Effekt-Werte (%) für die ausgewählten Pestizide in verschiedenen Avocado-Sorten während der Validierung der endgültigen Analysemethode. Abkürzungen: HCB = Hexachlorbenzol; α-HCH = Alpha-Hexachlorcyclohexan; β-HCH = Beta-Hexachlorcyclohexan; 4,4'-DDD = 4,4'-Dichlordiphenyldichlorethan; 4,4'-DDE = 4,4'-Dichlordiphenyldichlorethylen; 4,4'-DDT = 4,4'-Dichlordiphenyltrichlorethan; TPP = Triphenylphosphat; EPN = Ethylnitrophenylphenylphenylphosphonothioat. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Tabelle 3: Wiederfindungswerte und die entsprechenden RSDs in Klammern (n = 5 auf jeder Spike-Ebene), beide in %, für die ausgewählten Pestizide in verschiedenen Avocadosorten während der Validierung der endgültigen Analysemethode. Abkürzungen: RSDs = relative Standardabweichungen; HCB = Hexachlorbenzol; α-HCH = Alpha-Hexachlorcyclohexan; β-HCH = Beta-Hexachlorcyclohexan; 4,4'-DDD = 4,4'-Dichlordiphenyldichlorethan; 4,4'-DDE = 4,4'-Dichlordiphenyldichlorethylen; 4,4'-DDT = 4,4'-Dichlordiphenyltrichlorethan; TPP = Triphenylphosphat; EPN = Ethylnitrophenylphenylphenylphosphonothioat. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Zusatzdatei 1: Massenspektrometrische Spektren aller Pestizide. Abkürzungen: HCB = Hexachlorbenzol; α-HCH = Alpha-Hexachlorcyclohexan; β-HCH = Beta-Hexachlorcyclohexan; 4,4'-DDD = 4,4'-Dichlordiphenyldichlorethan; 4,4'-DDE = 4,4'-Dichlordiphenyldichlorethylen; 4,4'-DDT = 4,4'-Dichlordiphenyltrichlorethan; EPN = Ethylnitrophenylphenylphenylphosphonothioat. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.