Transformación bacteriana

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  1. Transformación Bacteriana
    • IMPORTANTE: Además de usar el equipo de protección personal adecuado, asegúrese de mantener su cara alejada de cultivos en suspensión y de evitar inhalar reactivos. No se toque la cara mientras realiza el experimento. Lávate siempre las manos antes y después de cada experimento.
    • Cuando esté listo para comenzar de manera segura, asegúrese de tener un tubo o tubos de células de E. coli competentes en su cubo de hielo.
    • Luego, transfiera 50 μL de uno de estos tubos a cada uno de los dos nuevos tubos de microcentrífuga, uno etiquetado como '–', y otro etiquetado como '+'.
    • A continuación, pipetea 2 μL de plásmido p-GREEN en el tubo plus y mueve el tubo suavemente para incorporar el plásmido a toda la solución bacteriana. HIPÓTESIS: La hipótesis experimental es que en placas que no contienen antibiótico, las bacterias con o sin el plásmido pueden sobrevivir, por lo que ambas desarrollarán céspedes de bacterias. Por el contrario, en las placas que contienen el antibiótico ampicilina, solo crecerán las bacterias transformadas con éxito con el plásmido de resistencia, mientras que las placas de plásmido negativo no contendrán bacterias. La hipótesis nula de este experimento es que no habrá diferencia en el crecimiento bacteriano entre las placas.
    • Incuba ambos tubos en hielo.
    • Después de 30 minutos, sumerja ambos tubos 3/4 del camino en el agua de un baño de agua a 42 °C durante 30 segundos.
    • Al final de la incubación en baño de agua, vuelva a colocar los tubos en hielo durante 5 minutos, luego agregue 950 μL de medio SOC a temperatura ambiente a cada tubo.
    • Incubar los tubos en un agitador a 37 °C durante 60 minutos a 250 rpm.
    • Mientras se incuban los tubos, etiquete los fondos de una placa LB y una LB/ampicilina, o ampicilina, "+ plásmido", y los fondos de una placa LB y una placa LB/AMP "- plásmido".
    • Al final de la incubación, pipete 50 μL del tubo celular "+ plásmido" tanto en la placa LB/AMP plus como en la placa LB plus.
    • Luego, con una nueva punta, agregue 50 μL de las bacterias que no estuvieron expuestas al plásmido a cada una de las placas negativas.
    • Luego, extienda cada placa con una punta de pipeta nueva.
    • Cubra las placas con sus tapas y luego séllelas con film de laboratorio.
    • Luego guarde las placas boca abajo en una incubadora a 37 °C durante 24 horas.
  2. Resultados
    • El día después de la transformación, observe qué placas tienen bacterias y cómo se distribuyen las bacterias en cada placa.
    • Registra el número de colonias y el color de las colonias para diferentes condiciones. Haga clic aquí para descargar la Tabla 1
    • Para determinar la masa inicial, como primario, del plásmido, primero multiplique la concentración de plásmido del tubo madre de p-GREEN por el volumen transferido al tubo experimental.
    • Para calcular cuánto ADN se esparce en cada placa, divida el volumen de suspensión bacteriana esparcida en cada placa por el volumen de la suspensión en el tubo, y multiplique esta fracción por la masa inicial del plásmido utilizado.
    • Para determinar la eficiencia de la transformación, cuente todas las colonias visiblemente distintas en la placa LB/AMP del plásmido plus, y divida este número por la masa de dispersión del plásmido. NOTA: La unidad para la eficiencia de la transformación es ufc/μg de ADN plasmídico.
    • Registre todos los resultados de cada placa en la tabla y analícelos.
    • Observa cualquier diferencia entre las colonias y formula hipótesis para explicar esta observación. Considere los factores que pueden afectar la eficiencia de transformación de las bacterias competentes.
    • NOTA: También habrás notado que cada placa tenía un resultado diferente. Las placas LB de plásmido negativo y plásmido positivo deberían haber desarrollado una gran cantidad de bacterias en sus placas. La placa LB/AMP del plásmido negativo no debe tener crecimiento bacteriano. Y la placa LB/AMP del plásmido plus debería haber desarrollado colonias bacterianas que emitieran fluorescencia verde.

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