Modelo de Generación de Infección del Tracto Urinario: Una Técnica para Administrar Bacterias Uropatógenas en Ratón para Desarrollar un Modelo de Infección del Tracto Urinario

Resumen

Fuente: Luyts, N. et al., Seguimiento longitudinal de las infecciones del tracto urinario y su tratamiento en ratones mediante imágenes de bioluminiscencia. J. Vis. Exp. (2021).

En este video, describimos la técnica para la administración intravesical de bacterias uropatógenas para generar un modelo de infección del tracto urinario en ratones. Este modelo se puede utilizar para comprender la propagación de la infección bacteriana uropatógena dentro del sistema urinario y los mecanismos que determinan la susceptibilidad a las infecciones urinarias.

Protocolo

1. Inoculación de los animales

1. Preparación de los animales
   1. Elija la(s) cepa(s) de ratón deseada(s) en función de la pregunta de investigación y la disponibilidad de líneas de eliminación, detalles experimentales y diferencias en la susceptibilidad a las infecciones urinarias. Tenga en cuenta que el cateterismo transuretral es más fácil en ratones hembra. No utilice animales menores de 8 semanas, ya que son inmunológicamente inmaduros. En este caso, se utilizaron ratones hembra C57Bl/6J de 12 semanas de edad.
   2. Ordene los animales con mucha anticipación y deje que se aclimaten, idealmente durante 7 días. El grupo aloja a los animales en jaulas ventiladas individualmente, en condiciones estándar de luz/oscuridad de 12 horas.
   3. Afeitar la región abdominal de los animales para limitar la pérdida de señal. No utilices crema depilatoria, ya que puede quemar la piel de los animales rápidamente. Sujete al animal sujetando firmemente el pescuezo y las extremidades traseras con la mano no dominante mientras se afeita con la mano dominante. Alternativamente, afeitarse bajo anestesia con isoflurano.
      nota: Los animales se afeitaron 2 días antes de la toma de imágenes, teniendo en cuenta que los animales cepillarán aún más el área afeitada.
   4. Proporcione agua y comida estándar ad libitum durante todo el experimento. Sin embargo, prive a los animales de agua 2 horas antes de la instilación para minimizar el volumen de la vejiga durante la instilación.
   5. Monte una punta de angiocatéter estéril de 24 g en una jeringa de 100 μL y llene la jeringa con una solución bacteriana.
2. Instilación de los animales
   1. Colocar a los animales en una cámara de inducción y anestesiarlos mediante inhalación de isoflurano con oxígeno puro como gas portador (inducción al 3% y mantenimiento al 1,5%).
   2. Coloque un animal sobre una superficie de trabajo en posición supina y mantenga una anestesia estable con isoflurano utilizando un cono nasal durante la instilación. Aplícate el ungüento para los ojos.
   3. Expulsar la orina residual aplicando una compresión suave y realizando movimientos circulares sobre la región suprapúbica. Limpie la parte inferior del abdomen con etanol al 70% antes de la instilación.
   4. Lubrique la punta del catéter con solución salina normal. Coloque el dedo índice de la mano no dominante sobre el abdomen y empújelo suavemente hacia arriba. Iniciar el cateterismo de la uretra en un ángulo de 90° (verticalmente) y una vez encontrada la resistencia, inclinarla horizontalmente antes de introducirla más (0,5 cm).
      nota: Nunca empuje el catéter con fuerza, ya que esto causará daño a la uretra. Los movimientos suaves de giro pueden ser útiles en la inserción del catéter. Por otro lado, la falta de resistencia suele indicar una inserción errónea en la vagina.
   5. Realizar una instilación lenta (5 μL/s) de 50 μL del inóculo bacteriano (2 x 10⁷ UFC).
      nota: Los volúmenes más altos o la instilación más rápida pueden causar reflujo a los riñones. Durante la práctica de la técnica, se puede utilizar tinta azul para evaluar el reflujo.
   6. Después de la instilación, mantenga la jeringa y el catéter en su lugar durante unos segundos más y luego retraiga lentamente para evitar fugas. Registre cualquier irregularidad, como una gran cantidad de fugas o un meato sanguinolento, y excluya a los animales, si es necesario.
   7. Coloque el animal en posición supina en el cono de la nariz de la cámara de imágenes y repita los pasos anteriores 1.1.1-1.1.6 para todos los animales restantes. Utilice un catéter por grupo experimental. Asegúrese de que la anestesia continúe y minimice el tiempo entre el primer y el último animal.
   8. Si es necesario, administre antibióticos o fármacos experimentales, antes o después de la toma de imágenes (paso 3). Por ejemplo, para administrar enrofloxacino, añadir 40 μL de la solución de enrofloxacino (100 mg/mL) a 3,96 mL de solución salina fisiológica para obtener una dilución de 1/100. Inyectar 100 μL/10 g por vía subcutánea a las 9 h y a las 17 h para administrar 10 mg/kg de enrofloxacino dos veces al día durante 3 días.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Aesculap ISIS	Esculapio	GT421	recortadora de pelo, con gorra GT608
Vaporizador de anestesia	Aparato de Harvard limitado	N/A	https://www.harvardapparatus.com/ harvard-apparatus-anestheticvaporizers.html
BD Insyte Autoguard 24 GA	Bd	382912	Angiocatéter amarillo, use punta de plástico estéril para la instilación
Ratones C57Bl/6J	Janvier	N/A
Solución salina tamponada con fosfato de Dulbecco, Gibco	ThermoFisher Scientific	REF 14040-083
Etanol 70% desnaturalizado 5L	VWR internacional	85825360
Jeringa hermética Hamilton GASTIGHT, PTFE luer lock, 100 μL	Sigma-Aldrich	26203	para asegurar una instilación bacteriana lenta de 50 μL
Iso-Vet 1000mg/g	Productos veterinarios Dechra	N/A	Isoflurano