What factors determine which blood withdrawal method to use in mice and rats?

Blood withdrawal method selection depends on four key factors: the volume of blood needed, frequency of sampling, the animal's health status, and the technician's skill level. These considerations ensure the procedure is safe, effective, and appropriate for the specific research requirements. Different methods—retro-orbital, tail snip, and intracardiac—suit different experimental needs.

What is the difference between plasma and serum in blood samples?

Plasma is collected from whole blood with anticoagulant and contains fibrinogen and clotting factors. Serum is collected from whole blood without anticoagulant; after clotting, the top layer lacks fibrinogen and clotting factors. The choice depends on experimental requirements, as each sample type has distinct biochemical properties and applications.

Why is needle selection important for blood collection in rodents?

Needle selection depends on animal size and venipuncture site. Large bore needles cause less blood cell damage and enable rapid collection but risk vessel damage. Needle length matters too—if too long, blood may clot inside the needle. Appropriate sizes range from 18 to 29 gauge and 0.5 to 1.5 inches, with specific sizes recommended for each collection method.

How is the retro-orbital bleeding technique performed in mice?

After anesthetizing the animal with inhalation anesthetic, place it in lateral recumbency. Pull skin back along the jaw to induce eye protrusion. Insert a micro-hematocrit tube into the medial canthus at 30-45 degrees, rotating gently to rupture the ocular sinus. Blood flows by capillary action. Release skin to stop bleeding and allow minimum 10 days between repeated collections for tissue healing.

What are the main complications associated with retro-orbital bleeding?

Complications include excessive swelling causing eye protrusion and corneal drying, improper tube placement severing the optic nerve causing blindness, eyeball displacement, orbital bone fracturing, eye globe penetration, and hematoma formation. Despite these risks, when performed by a skilled technician on a fully anesthetized animal, retro-orbital bleeding remains an effective collection method.

How does tail snip collection differ from tail vessel nick collection?

Tail snip uses a sterile scalpel to cut the tail tip, allowing serial collections by disrupting the original scab. Tail vessel nick is less invasive, making a small cut over the lateral tail vein two-thirds from the rump. Both methods may contain tissue product contamination. Tail snips produce arterial and venous blood, while nicks target venous blood specifically.

What is the procedure for intracardiac blood collection and how much blood can be collected?

After euthanizing with carbon dioxide, hold the rodent by the scruff with body hanging vertically. Insert the needle bevel-up into the chest at the notch left of the xiphoid, parallel to the spine. Apply slight backpressure; blood flows if needle is in heart. Approximately half the total blood volume can be collected—about 1 mL from mice and 10 mL from rats using anesthesia induction and maintenance protocols.

Extracción de sangre I

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1. retro-orbital sangrar

Equipo
1. Preparar una campana o cámara de inducción anestésica, para administrar un gas anestésico como isoflurano. Cuando se usa una campana de cristal, es imprescindible que el líquido anestésico no entra en contacto con el animal, para evitar la absorción a través de la piel. Puede utilizar una plataforma con agujeros pequeños.
2. Se prefieren los tubos de microhematocrito que 75 50 microlitros. Mylar tubos envueltos son menos propensos a romperse entre los dedos del operador y deben considerarse como una medida de seguridad.
3. Varios espesores de toalla de papel y otros materiales de aislamiento, se colocan en la superficie de trabajo para mantener el calor del cuerpo del animal durante el procedimiento.
Preparación y posicionamiento del animal
1. El animal está anestesiado con una inhalación de anestésica como isoflurano, en una cámara de inducción anestesia campana de vacío o de gas, a efecto.
2. Una vez que el animal está completamente anestesiado, se retira y se coloca en recumbency lateral.
3. El ojo es resaltado colocando un dedo en la parte superior de la cabeza y a lo largo de la línea de la mandíbula y tirando de la piel y abajo.
4. Evite aplicar presión a la tráquea, ya puede contraer u ocluir la vía aérea que causa muerte por asfixia.
Retiro de la sangre
1. El microhematocrito se coloca en el canto medial del ojo y dirigido caudalmente en un ángulo de 30-45° del plano de la nariz.
2. Aplique presión girando suavemente el tubo de hematocrito. Esto corta a través de las membranas conjuntivales y ruptura del plexo ocular.
3. La sangre fluye por acción capilar en el tubo de hematocrito.
4. No empujar tan profundo que golpeó el hueso en la parte posterior de la cavidad ocular.
5. Una vez que la sangre comience a fluir, mantener la presión para mantener el ojo resaltado.
6. Para recoger varios tubos de sangre, no es necesario colocar el tubo siguiente en el plexo ocular, como la sangre seguirá fluyendo y se pueden recoger ya que viene desde el ángulo del ojo intermedio.
7. Para detener el sangrado, suelte la piel y deje que el ojo volver a la posición normal. Aplique presión en la órbita para asegurar la hemostasia.

Figura 1. Retiro de la retro orbital sangre en ratones.

2. procedimientos de purga cola: recorte de cola y cola nick

Equipo
1. Una hoja de bisturí estéril, preferiblemente una hoja número 11 o una hoja de afeitar de un solo lado, se utiliza para hacer la amputación inicial para el método de recorte de la cola. Tijeras no deben utilizarse porque el corte de tijeras es el triturado, promoviendo así la coagulación y reducción del flujo sanguíneo. Para el procedimiento de nick de cola, una hoja de bisturí número 11 o 15 se utiliza para hacer el corte.
2. Se prepara un tubo de sujeción que permite el acceso a la cola del ratón.
3. Toallas de papel absorbente o gasa se utilizan como sustrato para realizar el recorte de la cola.
4. También se requieren tubos o los tubos de hematocrito.
5. Polvo hemostático debe estar disponible para ayudar en la hemostasia.
Sistema de seguridad para
1. El animal se coloca en el tubo que la cola es accesible. Para restrainers tipo de Broome, el animal se tiró grupa primero en el tubo. Para otros tubos, el animal se coloca la cabeza primero.
2. Animales están asegurados en el tubo de tal manera que no pueden dar la vuelta o retirar la cola.
3. Algunos ratones permitirá la colección del snip y la sangre de cola con moderación manual mínimo si pueden agarrar una superficie áspera.
4. Algunas ratas requerirá anestesia inhalatoria para este método de recolección de sangre.
Retiro de la sangre
1. La cola se limpia con agua tibia para eliminar los residuos y provocan ligera vasodilatación. No use agua caliente.
2. Para el recorte de la cola, la cola se extiende y se corta el final de la cola (0.5-1 mm para los ratones y hasta 2 mm para las ratas) con la hoja de bisturí.
3. Para el nick de la cola, la cola se extiende y se hace un corte con la hoja de bisturí aproximadamente 2/3 la distancia de la grupa, directamente sobre la vena lateral de la cola.
4. Puede acariciar la cola de cuadril a la punta para estimular el flujo sanguíneo; sin embargo, esto reducirá la calidad de la muestra.
5. La sangre es recopilada de la punta o el nick usando los tubos de hematocrito o permitida a gotear en un frasco de colección.

3. colección de sangre cardiaca

Equipo
1. Para un ratón, una jeringa 3 de cc con un calibre de 22-25 x 1" la aguja se prefiere. Las jeringas más pequeñas no tienen la misma presión y pueden hacer más difícil retiro de la sangre. Agujas de menores calibre 25 restringen el flujo sanguíneo, llevando a aumento de la coagulación y dañan a las células de la sangre. Agujas más cortas que 1" no pueden alcanzar el nivel del corazón procedente del diafragma.
2. Para una rata, una jeringa de 10-12 cc con un calibre 18 x 1.5" de la aguja es preferible. Dependiendo del tamaño de la rata, una jeringa más pequeña no puede mantener el volumen de sangre entera a recogerse, y así la jeringa tendría que cambiarse durante el procedimiento. Agujas de menores calibre 20 restringen el flujo de la sangre, conduciendo a mayor coagulación. Agujas más cortas de 1,5" pueden no alcanzar el nivel del corazón cuando se aproxima desde el diafragma.
3. Se utiliza un tubo de recogida de sangre de tamaño suficiente para contener la sangre recogida.
Sistema de seguridad para
1. Restricción adecuada es esencial para el éxito de este método. El animal se lleva a cabo por el pescuezo con el cuerpo colgando verticalmente. Es importante que el cuerpo recto evitar la desviación del corazón o una torsión del pecho.
2. Una posición alternativa es recumbency dorsal cuando se coloca la aguja entre las costillas en lado izquierdo del animal. Esto es especialmente útil para las ratas muy grandes o cuando varios animales para purgarse.

Figura 2. Retiro de sangre cardiaca con ratón sostenido verticalmente.

Retiro de la sangre
1. El enfoque del aspecto posterior, punción de la membrana se logra más fácilmente cuando el ratón o rata se lleva a cabo verticalmente por el pescuezo.
  1. La aguja se avanza en la muesca justo a la izquierda de xifoides del animal.
  2. La aguja debe estar paralela a la columna vertebral y colocado justo debajo de las costillas.
  3. El corazón está situado aproximadamente a la altura del codo.
  4. Colocar la aguja, de bisel, en el pecho y perfore el corazón.
  5. Aplicar ligera presión con la jeringa. Si la aguja está en el corazón, la sangre fluirá en la jeringa.
  6. Espere hasta que la sangre ha llenado la jeringa antes de añadir más presión en la jeringa.
2. El acercamiento lateral de lado izquierdo del animal requiere posicionar el animal en recumbency dorsal.
  1. El punto de entrada se mide contra el punto del codo en la pared torácica. El corazón está situado aproximadamente a la altura del codo.
  2. La aguja es insertada perpendicular al plano de la mesa en un punto a medio camino en la pared torácica medida dorsoventralmente.
  3. Colocar la aguja, de bisel, en el pecho y perfore el corazón.
  4. Aplicar ligera presión con la jeringa. Si la aguja está en el corazón, la sangre fluirá en la jeringa.
  5. Espere hasta que la sangre ha llenado la jeringa antes de agregar el adicional de la contrapresión en la jeringa.

Figura 3. Retiro de la sangre cardíaca con el ratón en la posición de recumbency dorsal.

Consejos técnicos
1. El corazón normal se encuentra con el vértice apuntando hacia la izquierda. En raras ocasiones, puede invertirse el corazón, resultando en dificultad para perforar el corazón.
2. Excesiva presión sobre la jeringa puede colapsar el corazón, ocluyendo el bisel de la aguja y parar el flujo de sangre hacia la jeringa.
3. Aplicando presión y soltar varias veces iniciará la coagulación en la jeringa.
4. Suavemente aplicar presión sobre el hígado puede forzar el volumen adicional de sangre en el sistema circulatorio, haciéndolo disponible para retiro.

4. posterior vena cava retiro de la sangre

Equipo
1. Se utiliza una jeringa TB con una aguja de calibre 25-29 para colección de sangre en el ratón. Para las ratas, una jeringa de 10-12 cc con un calibre de 22-25 x 1" la aguja se requiere.
2. Una plataforma quirúrgica, bandeja de disección u otra superficie para asegurar al animal es necesario, junto con lazos, cintas o pasadores para fijar las extremidades en posición.
3. Anestesia inyectable o inhalación es necesario. Si se utiliza anestesia inhalatoria, es deseable que el anestésico se entregue a través de un vaporizador de precisión con un cono de nariz. La duración del procedimiento es tal que una cámara de inducción sin suministro de gas anestésico adicional no proporcionará suficiente tiempo para completar el retiro de la sangre antes de que el animal revive.
4. Tijeras de iris para el ratón, o sala de operaciones sharp-blunt tijeras para la rata, es necesario, junto con pinzas de pulgar de pequeño atraumáticas y una esponja de 2 "x 2" gasa.
Sistema de seguridad para
1. Cuando el animal está completamente anestesiado, como determinado por la presión del dedo del pie o pizca de cola, el animal se coloca en recumbency dorsal.
2. Las extremidades están aseguradas a la plataforma con cinta o alfileres. Los miembros deben extenderse lejos del cuerpo.
Retiro
1. La piel se levanta y se hace una pequeña incisión transversal a través de la piel justo por encima de la pelvis en las hembras, o justo por encima del prepucio en los machos.
2. Lo de las tijeras se coloca en el corte, y se realiza una incisión de línea media a través de la piel de la pelvis/prepucio el xifoides.
3. La piel se refleja lateralmente a cada lado. Disección Roma puede ser necesaria para aflojar el músculo subyacente.
4. Se levanta el músculo, y se hace una pequeña incisión transversal a través del músculo justo encima del corte de la piel.
5. Lo de las tijeras se coloca en el abdomen y se realiza una incisión de línea media a través del músculo a la xifoides. Asegúrese de ángulo punto las tijeras hacia arriba para evitar cualquier órganos de corte.
6. Corte transversal a lo largo de la curva de las costillas a cada lado. Ejercicio extra cuidado de no pinchar el hígado.
7. Mueva suavemente los intestinos a la izquierda del animal para exponer la vena cava posterior.
8. Coloque una gasa sobre el hígado y estar el índice y el dedo medio sobre el hígado.
9. Con la otra mano, introducir la aguja, de bisel hacia arriba, en la vena cava a medio camino entre el cruce de los vasos renales y la bifurcación ilíaca.
10. Retire lentamente la sangre mientras se aplica presión sobre el hígado.