What are the four stages of anesthesia in rodents?

Stage one involves an increasing pain threshold with minimal behavioral changes. Stage two is characterized by disorientation and irregular breathing. Stage three, the surgical stage, has four planes where the animal progresses from loss of righting reflex to complete anesthesia suitable for surgery. Stage four represents overdose with complete paralysis, potentially leading to respiratory arrest and death.

How should you prepare equipment before inducing anesthesia with an inhalant anesthetic?

First, fill the precision vaporizer with appropriate liquid anesthetic. Check the waste gas scavenging system canister by weighing it; replace if it has increased fifty grams above starting weight. Assemble the induction chamber ensuring input connects from the vaporizer and output connects to the scavenging system. Verify all connections are secure before placing the animal in the chamber.

What is the preferred method for inducing anesthesia in rodents?

The preferred method is induction in a precision vaporizer-connected chamber at 3-5% isoflurane with 1 liter per minute oxygen flow. After the animal is fully anesthetized, flush the chamber with oxygen by turning off isoflurane before gently removing the animal. This reduces personnel exposure to anesthetic gases compared to using a nose cone or facemask, which animals may resist.

How do you assess anesthetic depth during a surgical procedure?

Assess anesthetic depth every 10-15 minutes using physical methods like toe pinch, tail pinch, or pinna pinch to check for withdrawal reflexes. Also evaluate the palpebral reflex by touching the medial canthus and the corneal reflex by touching the cornea. Monitor physiological indicators including heart rate, respiratory rate, blood pressure, mucous membrane color, and capillary refill time, which should not exceed 1-2 seconds.

What factors determine which anesthetic to use for a rodent procedure?

The choice of anesthetic depends on the extent and duration of the procedure, the species and strain, the animal's age, and its physiological status. Accurate body weight measurement is essential before anesthesia to ensure appropriate dose calculation, minimize overdose risk, and support animal welfare. Injectable anesthetics like ketamine combined with sedatives or muscle relaxers offer alternatives to inhalant compounds like isoflurane.

Why is thermal support necessary during rodent anesthesia?

Rodents are prone to hypothermia during anesthesia lasting longer than five minutes. Controlled thermal support is required to maintain body temperature and prevent overheating. Hypothermia can complicate recovery and compromise animal welfare. Temperature monitoring and appropriate heating devices should be used throughout the anesthetic procedure to maintain normal body temperature.

What should you do after anesthesia to ensure proper animal recovery?

Animals should recover in a controlled environment with thermal support and appropriate analgesia. Monitor animals continuously until they regain sternal recumbency, normal respiratory function, and appropriate responsiveness. Only fully recovered animals should be returned to their housing. Animals showing anesthetic complications like respiratory depression or delayed recovery require immediate humane intervention and veterinary consultation.

Mantenimiento e inducción de la anestesia

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la opción apropiada de anestesia para la cirugía y otros procedimientos potencialmente dolorosos debe ser determinada por un médico veterinario. Esto se basa en numerosos aspectos, incluyendo la extensión y duración del procedimiento, la especie y cepa, la edad y el estado fisiológico del animal.

anestésicos están disponibles como inhalantes o inyectables. Anestesia quirúrgica puede lograrse usando una combinación de anestésicos inyectables e inhalantes. ²

1. Inducción de la anestesia inhalantes

inhalante anestesia incluye isoflurano, sevoflurano y desflurano, isoflurano se utiliza más comúnmente. Estos anestésicos se utilizan más a menudo porque, con ellos, es más fácil controlar la profundidad de la anestesia. Inducción de la anestesia con anestésicos de inhalación puede lograrse con una campana o una cámara de inducción que se incorpora a un vaporizador de precisión.

Campana
1. equipo: una campana de cristal o tarro de desecación con una plataforma perforada de cerámica o de plástico, una bola de algodón, un líquido anestésico (isoflurano, sevoflurano o desflurano) y una campana con ventilación hacia el exterior.
2. Preparación de
  1. Utilice la campana bajo una campana y no en el Banco, para evitar la exposición del personal a gases anestésicos.
  2. Montar la campana con la plataforma en la parte inferior, creando un espacio entre la parte inferior de la jarra y la plataforma. Esto es necesario para evitar que el animal entre en contacto con el líquido anestésico.
  3. Guantes de nitrilo de usa u otros guantes impermeables, saturar la bola de algodón con anestésico.
  4. Colocar la bola de algodón debajo de la plataforma en la campana de cristal.
  5. La tapa de la campana de cristal para evitar fuga de vapor anestésico.
3. Inducción
  1. Coloque el animal en la campana deslizando la tapa hacia un lado.
  2. Una vez el animal está en la jarra, será necesario observar su actividad y la respiración para determinar la profundidad de la anestesia.
  3. El animal es expuesto a la anestesia, a efecto de.
  4. Una vez que el animal está completamente anestesiado, deslice la tapa hacia un lado, dejando un espacio suficiente para permitir la introducción de una mano. Sujete la cola pescuezo y cuerpo del animal anestesiado y suavemente Retire la campana de cristal.
Vaporizadores de precisión
vaporizadores de precisión pueden utilizarse con una cámara de inducción o una máscara. La máquina anestésica debe ser inspeccionada antes de cada procedimiento. La anestesia apropiada debe ser añadido si los niveles son bajos. El sistema de barrido debe controlarse para asegurar que los gases residuales se eliminan completamente. Para los sistemas de anestesia de gas residual pasivo, debe ser ponderado el cilindro barrido para determinar si es aún eficaz. Por lo general, un aumento de peso de 50 gramos sobre el peso inicial es el punto en que se gasta el cartucho.
1. Equipos
  1. una cámara de inducción, un vaporizador de precisión, un gas inútil rebuscar unidad (ya sea pasivo o activo) y un anestésico líquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano, según lo determinado por el tipo de vaporizador en uso).
2. Preparación
  1. montar la cámara de inducción que la entrada es desde la torre de evaporación y la salida es el gas inútil rebuscar sistema.
3. Inducción
  1. Coloque el animal en la cámara de inducción. Algunas cámaras tienen una tapa deslizante, y una tapa con bisagras cerrojos otros.
  2. Una vez el animal está en la cámara, se inicia el flujo de oxígeno y el vaporizador de precisión se enciende en un nivel de inducción de 3-4 para isoflurano. Niveles inferiores de anestésico entrega dará lugar a un tiempo de inducción.
  3. El animal es expuesto a la anestesia, a efecto de.
  4. Una vez que el animal está anestesiado completamente, lavar la cámara con oxígeno antes de retirar el animal para evitar la exposición personal a gases anestésicos. Si la cámara de inducción se coloca en una campana de humos, lavado con oxígeno no es necesario purgar la anestesia de la cámara antes de la inauguración.
  5. Agarre la cola pescuezo y cuerpo del animal anestesiado y suavemente Retire la cámara de.
Mascarilla
1. equipo incluye un roedor cono de nariz o mascarilla, un vaporizador de precisión, un gas inútil rebuscar unidad (ya sea pasivo o activo) y un líquido anestésico (isoflurano, sevoflurano o desflurano, según lo determinado por el tipo de de vaporizador en uso).
2. Preparación de
  1. armar el cono de nariz o mascarilla tal que la entrada es desde la torre de evaporación, y la salida es el gas inútil sistema de barrido.
  2. roedor tienen a menudo un palanca para cambiar la entrega de vapor anestésico de la cámara de inducción a los roedor cono de nariz o mascarilla. Asegúrese de que esto es correctamente cono anestésica entrega.
3. Inducción
  1. como los gases anestésicos tienen un olor desagradable, muchos animales se oponen a ser enmascarado para la inducción. El método preferido es utilizar el cuadro de inducción seguido de mantenimiento con el cono de nariz. Una vez el animal ' s nariz o cara esté firmemente colocada en la máscara, se inicia el flujo de oxígeno y el vaporizador de precisión se enciende en un nivel de inducción de 5 para isoflurano. Niveles inferiores de anestésico entrega tendrá como resultado un tiempo de inducción y un aumento en la lucha por los animales.
  2. Es esencial que el animal es controlado por la respiración, ya que un asimiento muy firme durante la inducción puede resultar en asfixia.
  3. Tan pronto como el animal comienza a relajarse, la nariz o la cara puede ser ajustada en el cono de nariz o mascarilla, y la entrega de anestésica se reduce a un nivel de mantenimiento de 1.5-0.5 para el isoflurano una vez que se logra una relajación completa.

2. Inducción de la anestesia con anestésicos inyectables

Anestésicos inyectables son principalmente una mezcla de ketamina y sedantes o músculo relajantes.

las combinaciones comunes son: 1) Cóctel de roedor, que consta de ketamina (100 mg/ml), xilacina (20 mg/ml), acepromazina (10 mg/ml) y solución salina estéril (0.9% NaCl); 2) ketamina/xilacina 2:1, que consta de ketamina (100 mg/ml), xilacina (20 mg/ml) y solución salina estéril (0.9% NaCl); y 3) ketamina/xilacina ratón Mix, que consta de ketamina (100 mg/ml), xilacina (20 mg/ml) y solución salina estéril (0.9% NaCl). cuando se utiliza ketamina/xilacina combinada, impulsando sólo debe realizarse con ketamina, no xilacina, debido a la semivida de estas drogas.

la combinación de ketamina con sedantes o relajantes musculares debe prepararse una solución stock de que se pueden establecer dosis individuales. Los agentes deben ser medidos precisamente y diluidos con solución salina estéril para asegurar que la dosis adecuadas se administran a los animales. Porque la ketamina es una sustancia controlada, la cantidad utilizada de los frascos debe ser observada en un " controlado registro de drogas, " y las mezclas deben tener individuales " sustancia controlada registros. " durante la preparación de mezclas, añadir poco a poco a la ketamina la botella, ya que tiende a hacer espuma si se inyecta con fuerza. Una botella estéril tapado 20 ml se utiliza para la mezcla. Las botellas deben ser debidamente etiquetadas con el nombre de los compuestos, la fecha de mezclado, la fecha de caducidad, el número de lote de ketamina (como es una sustancia controlada) y la dosis recomendada. La fecha de caducidad puede estar determinada por la fecha del ingrediente lo más pronto posible a punto de caducar (depende de las reglas/pautas de la instalación/Estado). Para el mantenimiento de registros exacto de la ketamina, la botella vacía y la botella llenada deben ser pesados. Entonces, los pesos deben ser registrados en la etiqueta de la mezcla y en la hoja de registro de la sustancia controlada individual que está preparada para cada botella. Guardar mezclas de ketamina en un oscuro y temperatura controlada para mantener la potencia.

Preparación de roedor Cocktail
1. equipo para la preparación de la solución anestésica incluye 3 cc jeringas, 12 cc jeringa, 22 g x 1 " agujas, 1.8 cc de ketamina inyectable 100 mg/ml, 1.8 cc de xilacina inyectable 20 mg/ml, 0.6 cc de acepromazina 10 mg/ml inyectable, 15,8 cc de solución salina estéril para la inyección y una etiqueta anestésica.
2. Sorteo hasta 15,8 cc de solución salina estéril e inyecte en la botella. Utilizar la jeringa de 12 cc y una jeringa 3 de cc y eliminar las burbujas de aire para las medidas exactas.
3. Añadir la acepromazina, la ketamina y xilacina a la botella de.
Inducción de roedor Cocktail
1. en general, Cóctel de roedor se utiliza para la anestesia de ratón. Debido a la variación en la respuesta a Cóctel de roedor en ratas adultas, mejor utilizarlo en ratas menos de 5 semanas de edad. Cóctel de roedor puede usarse junto con anestesia de inhalación, especialmente en ratas.
2. Cóctel de roedor se da generalmente a los ratones según peso, usando el siguiente cálculo: (BW x 10) - 50 = microlitros Cóctel de roedor que se dará. Esto variará según la cepa, edad y salud del estado.
3. Esta solución se administra solamente por vía intraperitoneal. Si se inyecta por vía intramuscular, puede haber una reacción severa en el tejido.
Preparación de ketamina/xilacina 2:1
1. equipo para la preparación de la solución anestésica incluye jeringas de 3 cc, 22 g x 1 " agujas, 10 cc de ketamina inyectable 100 mg/ml, 5 cc de xilacina inyectable 20 mg/ml, 20 taponados estériles botella de ml y una etiqueta anestésica.
2. Añadir la ketamina y xilacina a la botella de.
Inducción
1. ketamina/xilacina 2:1 se utiliza para anestesia para las ratas y puede utilizarse en combinación con anestesia inhalatoria.
2. Ketamina/xilacina 2:1 es dada generalmente a partir de una dosis de 0.3 cc y aumentó 0.02 cc con los consiguientes actos anestésicos. Esto variará según la cepa, edad y salud del estado.
3. Ketamina/xilacina 2:1 sólo se administra por vía intramuscular.
Preparación de ketamina/xilacina ratón Mix
1. equipo de mezcla de ketamina/xilacina ratón requerido para la preparación de la solución anestésica incluye jeringas de 3 cc, 22 g x 1 " agujas, 3.6 cc de ketamina inyectable 100 mg/ml, 0,4 cc de xilacina inyectable 20 mg/ml, 16 cc de salina (0.9% NaCl), una botella estéril tapado 20 ml y una etiqueta anestésica.
2. Añadir la ketamina y xilacina a la botella, poner una solución 9:1. ketamina xilacina.
3. Agregar la solución salina a la botella, dando por resultado una mezcla 1:4 de ketamina/xilacina 9:1 con solución salina.
Inducción de ketamina/xilacina ratón Mix
1. mezcla de ketamina/xilacina ratón puede usarse en conjunto con anestesia inhalatoria.
2. Mezcla de ketamina/xilacina ratón se da generalmente a los ratones según peso, usando el siguiente cálculo: (BW x 10) - 50 = microlitros ketamina/xilacina mezcla de ratón que se dará. Esto variará según la cepa, edad y salud del estado.
3. Mezcla de Mouse de ketamina/xilacina puede administrarse por vía intraperitoneal.

3. Evaluación de anestesia

profundidad anestésica puede evaluarse examinando la respuesta a varios estímulos. Movimiento voluntario será el resultado de los estímulos físicos del cuerpo. Vea la tabla 1 para una lista de los métodos físicos utilizados para la evaluación de la profundidad anestésica.

Reacción positiva de A

método	procedimiento	respuesta
dedo pizca	extender la pierna y aislante entre el dedos de los pies. Esta área se pellizca firmemente usando uñas o pinzas atraumáticas.	Reflejo positivo de A indica la retracción de la pierna o retirar del pie. El animal no está en un plano quirúrgico de anestesia si hay movimiento de la pierna o cuerpo, vocalización o aumento marcado en respiraciones.
Pizca de cola	la punta de la cola que se pellizque con los dedos o pinzas atraumáticas.	A reacción positiva se indica por contracción o movimiento de la cola. El animal no está en un plano quirúrgico de anestesia si hay movimiento de la cola, vocalización o aumento marcado en respiraciones.
Ear pinch	usando los dedos o pinzas atraumáticas, pellizcar la punta de la oreja.	sacude la cabeza o el movimiento de los bigotes hacia adelante. Si hay movimiento de la cabeza, bigotes, vocalización, o marcado aumento de la respiración, el animal no está en un plano quirúrgico de anestesia.
Reflejo palpebral	usando una punta de los dedos, tocar el canthus medial (esquina interior) del ojo.	A reflejo positivo es indicado por un parpadeo en respuesta a tocar los párpados. Si hay movimiento de los párpados, bigotes, o marcado aumento de la respiración, el animal no está en un plano quirúrgico de anestesia.
Reflejo corneal	utilizando un aplicador con punta de algodón, toque suavemente la córnea (globo ocular).	A respuesta positiva se indica con un parpadeo. Si hay movimiento de los párpados, bigotes, o marcado aumento de la respiración, el animal no está en un plano lo suficientemente profundo de anestesia quirúrgica.

Tabla 1. Métodos de estímulos físicos para evaluar la profundidad anestésica. ²

deben utilizarse indicadores fisiológicos como frecuencia cardíaca, frecuencia respiratoria, presión arterial, color de mucosas y tiempo de relleno capilar. Aunque observaciones generales pueden ser útiles para detectar cambios en la tasa respiratoria de los animales, para utilizar la frecuencia cardíaca o la presión arterial para la evaluación de la profundidad, equipo especializado se requiere. Si se dispone de un electrocardiógrafo, pueden medirse la velocidad y la fuerza de los latidos del corazón. Para la medición de la presión arterial, hay una gran variedad de dispositivos que cuentan sobre la cola o incluso por todo el cuerpo. Estímulos físicos como se describe en la tabla 1 causará un aumento en los tres de estos parámetros.

el color de las membranas mucosas, ojos, oídos, boca, nariz, ano, y -en menor medida la patas y la cola se observan cambios. Las áreas deben ser color de rosa, lo que indica la adecuada respiración y función cardiaca. Cuando el animal se mueve a la anestesia de la etapa IV, dejan de las respiraciones, que resulta en cianosis-indicado por un azul o gris color a las membranas mucosas y la piel circundante.

tiempo de llenado capilar se define como la cantidad de tiempo tomada para que color volver a un lecho capilar externo después de que ha sido blanqueado mediante la aplicación de presión sobre el área. Un bastoncillo o un dedo se presiona en las encías, pabellón de la oreja o lechos ungueales de los animales anestesiados. El número de segundos que tarda la zona blanqueada volver a un color rosado no debe ser más thun 1-2 segundos. Un tiempo de recarga prolongado sugiere una reducción en la frecuencia cardíaca o la fuerza de las contracciones cardiacas, indicando que el animal puede ser también profundamente anestesiado y cerca de la muerte.

es importante utilizar varios parámetros diferentes para evaluar la profundidad anestésica. Utilizando el mismo oído para pinches repetidas o del dedo del pie se insensibilizan la zona, y la respuesta será reprimida y no dar una evaluación precisa de la profundidad anestésica. Utilizar sitios alternos para evaluaciones el sujetador de dedo del pie y oído. Profundidad anestésica debe ser reevaluada cada 10-30 minutos a lo largo de la cirugía. ²

estudios han demostrado que hay cambios cardio-respiratorio en un animal anestesiado. Mientras que los anestesiados con medicamentos inyectables, los animales experimentan una tasa respiratoria estable; sin embargo, demuestran la variabilidad en el gasto cardíaco. La respuesta a los anestésicos inyectables se ha reportado que varían mucho entre diferentes cepas, por lo tanto es difícil estandarizar la dosificación. ⁷ agentes inhalantes tienden a disminuir la frecuencia respiratoria, pero tienen un menor impacto sobre el sistema cardiovascular. Como la dosis de anestesia inhalante se ajusta fácilmente a lo largo de la duración del procedimiento, es a menudo el método preferido para.