Name: protein purification with sec and imac
Uploaded: 2023-04-30T06:30:54.000Z
Duration: 7 min 51 s
Channel: JoVE

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Matter and Energy in Organisms and Ecosystems

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Chromatography-based Biomolecule Purification Methods

méthodes de purification de biomolécules basées sur la chromatographie

En biochimie, méthodes de purification axée sur la chromatographie sont utilisés pour isoler les composés d’un mélange complexe. Deux de ces méthodes utilisées couramment par les biochimistes est la chromatographie d’exclusion stérique et chromatographie d’affinité. En chromatographie d’exclusion stérique, une colonne regorge de perles poreuses sépare les composants d’un mélange selon la taille. En revanche, la chromatographie d’affinité permet une séparation plus spécifique des biomolécules en utilisant une colonne qui est composée d’une phase stationnaire, qui contient des ligands spécifiques à la cible.
Cette vidéo sert d’introduction à exclusion stérique et chromatographie d’affinité, ainsi que les concepts qui les gouvernent. On décrit une méthode étape par étape pour la purification d’une protéine histidine-étiquetée par chromatographie d’affinité métallique immobilisée. Demandes pour les deux méthodes chromatographiques en biochimie et en recherche biomédicale sont également présentés.
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« Chromatographie » se réfère à un large éventail de méthodes utilisées pour isoler un composant d’un mélange complexe, une étape essentielle avant d’une biomolécule propriétés et activités peuvent être déterminées. Chaque technique chromatographique a un mécanisme différent pour la séparation, selon la matrice de l’échantillon et le composé cible. Cette vidéo mettra l’accent sur les principes et le fonctionnement des deux méthodes communes de biochimie : chromatographie d’exclusion stérique et affinité.
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Chromatographie d’exclusion stérique ou SEC repose sur la taille des composés dans l’échantillon. Une phase mobile contenant l’échantillon est ajoutée à une colonne avec un matériau poreux : la phase stationnaire. Les molécules de l’échantillon tombent dans 1 des 3 catégories.
Trop grand pour entrer dans les pores des molécules de voyage la plus courte distance par le biais de la colonne. Toutes les espèces dont le poids moléculaire au-dessus de cette « limite d’exclusion » quittera la colonne en même temps. Assez petit pour entrer librement dans les pores des molécules seront conservés le plus longtemps et sortira la colonne ensemble. Le poids moléculaire permettant l’entrée de pore complet est la « limite de perméation ».
Seulement des molécules entre ces limites seront séparés entre eux, car ils dépensent des quantités variables de temps diffusant dans et hors des pores. Molécules plus petites sont conservés plus longtemps sur la colonne car ils passent plus de temps dans la phase stationnaire, tandis que les plus grosses molécules dans ces limites quitter plus tôt.
Des poids moléculaires dans 1 à 2 ordres de grandeur se situent dans ces limites. Les colonnes sont choisis avec cela à l’esprit, ou plusieurs colonnes peuvent être utilisées en série s’il existe un large éventail de composés désirés.
Maintenant que vous avez vu la théorie de la SEC, regardons comment elle est réalisée.
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Pour commencer la procédure de la SEC, la colonne doit être équilibrée avec l’eau désionisée et tampon de chromatographie. Une fois préparée, tampon contenant l’échantillon est injecté sur la colonne. La mémoire tampon est ensuite poussé par un débit faible. Un détecteur surveille ce qui sort de la colonne pour déterminer la présence de l’analyte désirée. Grosses molécules de poids moléculaire supérieur à la limite d’exclusion sortie la colonne en même temps. Petites fractions de la colonne sont collectées dans des tubes. Chaque fraction est testée pour la qualité de la molécule cible par électrophorèse sur gel ou d’autres techniques d’analyse.
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Maintenant nous allons jeter un oeil à la chromatographie d’affinité ou AC, l’un des moyens plus efficaces pour purifier les protéines. Nombreuses biomolécules lient sélectivement à certains biens de ligands-a qui AC utilise en adhérant à un ligand spécifique à la cible à la phase stationnaire.
Lorsque le mélange s’écoule à travers la colonne, les molécules cibles fixer sur le ligand et le débit de repos. Le mélange expiré par le biais de la colonne, la molécule cible peut être collectée au moyen d’une des deux méthodes d’élution basées sur la spécificité.
Biospecific élution peut être considérée un avoir un « normal » ou « inverse-rôle ». Dans biospecific normal-rôle d’élution, un agent est ajouté qui rivalise avec le ligand collé à lier avec la biomolécule cible.
Dans biospecific inverse-rôle d’élution, un agent est en concurrence avec l’objectif de se lier au ligand collé. Le deuxième type d’élution, non-spécifique à élution, abaisse la liaison ligand-à-cible en changeant la pH, force ionique ou solution polarité. Si une protéine ne soit pas lié à un ligand qui peut être immobilisé, la protéine peut être exprimée en contenant un « tag » : courtes séquences peptidiques conçus pour se lier au ligand.
Une variété est une chromatographie d’affinité immobilisée ion métallique, « IMAC » pour faire court, où un ligand métallique collé, comme le nickel ou cobalt, se lie aux résidus d’histidine sur la protéine modifiée. Par le biais de techniques de biologie moléculaire, protéines cibles sont générés avec la répétition des résidus d’histidine, appelés polyhistidine-étiquette, qui se lie au métal par l’intermédiaire de la chaîne latérale imidazole sur histidine. Une fois lié, la protéine peut être rassemblée d’imidazole gratuit via inverse-rôle spécifique d’élution et plus tard utilisé dans un large éventail d’applications en aval.
Maintenant que vous avez vu la théorie de la chromatographie d’affinité, regardons une procédure IMAC en laboratoire.
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En IMAC, la phase stationnaire peut être ajoutée directement au mélange de la phase mobile et échantillon, permettant la liaison de la protéine de son étiquette. Ce coulis est ensuite versé dans la colonne, où le non lié aux composés goutte à goutte dans les déchets, tandis que la boue reste. Le conteneur de lisier est rincé pour recueillir la résine résiduelle et l’échantillon, qui est ajoutée à la colonne.
La résine est agitée pour s’assurer que les composants non liés sont à écoulement libre. Ajouté le lavage tampon contribue à les nettoyer. Après ont enlevé tous les composants non liés, le déchet est remplacé avec un récipient pour recueillir la protéine cible.
Mémoire tampon contenant l’imidazole est ajouté, agité et laisser reposer pour dissocier la molécule cible. L’imidazole lie au métal, en remplaçant et en relâchant la protéine étiquetée. La protéine libérée est recueillie, et l’étape de l’imidazole est répétée pour assurer le recouvrement total. Pour plus amples purifier l’échantillon, SEC peut être exécuté sur l’échantillon avant l’analyse.
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Maintenant que nous avons vu la théorie et l’intérieur de ces deux techniques, regardons quelques-unes des façons qu'elles sont appliquées dans le domaine biochimique.
Une raison courante pour purifier les protéines est d’étudier leur rôle dans la maladie. Fibrose kystique est causée par des défauts dans les protéines de régulateur conductance transmembranaire de la fibrose kystique ou CFTR. Après une croissance de la protéine avec une balise son chez la levure, affinité et chromatographie d’exclusion stérique permettent l’isolement de la protéine, suivie par l’étude de sa fonction.
Dans certains cas, la présence d’une balise polyhistidine pouvez modifier la structure d’une protéine, cela n’affecte sa fonction. Une autre balise commune est la protéine liant le maltose ou MBP, qui se liera à lié amylose dans une colonne. Maltose est ensuite utilisée pour libérer le complexe. Le MBP puis peut être clivé et retiré auprès de la SEC pour produire la protéine désirée pure.
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Vous avez juste regardé les vidéo de JoVE sur chromatographie d’exclusion stérique et affinité. Il couvert la théorie des techniques, passe procédures générales et certaines des utilisations des techniques couverts.
Merci de regarder !
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Méthodes de purification de biomolécules basées sur la chromatographie

In biochemistry, chromatography-based purification methods are employed to isolate compounds from a complex mixture. Two such methods used commonly by ...

La « chromatographie » fait référence à un large éventail de méthodes utilisées pour isoler un composant d’un mélange complexe, une étape essentielle avant que les propriétés et les activités d’une biomolécule puissent être déterminées. Chaque technique chromatographique a un mécanisme de séparation différent, en fonction de la matrice de l’échantillon et du composé cible. Cette vidéo se concentrera sur les principes et le fonctionnement de deux méthodes communes à la biochimie : la chromatographie d’exclusion stérique et la chromatographie d’affinité.La chromatographie d’exclusion stérique ou SEC est basée sur la taille des composés dans l’échantillon. Une phase mobile contenant l’échantillon est ajoutée à une colonne avec un matériau poreux : la phase stationnaire. Les molécules de l’échantillon appartiennent à l’une des 3 catégories suivantes.Les molécules trop grosses pour pénétrer dans les pores parcourent la distance la plus courte à travers la colonne. Toute espèce dont le poids moléculaire est supérieur à cette « limite d’exclusion » sortira de la colonne en même temps. Les molécules suffisamment petites pour pénétrer librement dans les pores seront retenues le plus longtemps, et sortiront de la colonne ensemble. Le poids moléculaire permettant l’entrée complète des pores est la « limite de perméation ».Seules les molécules situées entre ces limites seront séparées les unes des autres, car elles passent plus ou moins de temps à diffuser dans et hors des pores. Les molécules plus petites sont retenues plus longtemps sur la colonne parce qu’elles passent plus de temps dans la phase stationnaire, tandis que les molécules plus grosses à l’intérieur de ces limites sortent plus tôt.Les masses moléculaires de 1 à 2 ordres de grandeur se situent dans ces limites. Les colonnes sont choisies en gardant cela à l’esprit, ou plusieurs colonnes peuvent être utilisées en série s’il existe une large gamme de composés souhaités.Maintenant que vous avez vu la théorie de la SEC, regardons comment elle est mise en œuvre.Pour commencer la procédure SEC, la colonne doit être équilibrée avec de l’eau désionisée et un tampon de chromatographie. Une fois préparé, le tampon contenant l’échantillon est injecté dans la colonne. Le tampon est ensuite poussé à travers à un faible débit. Un détecteur surveille ce qui sort de la colonne pour déterminer la présence de l’analyte souhaité. Les grosses molécules dont le poids moléculaire est supérieur à la limite d’exclusion sortent de la colonne en même temps. De petites fractions de la colonne sont collectées dans des tubes. La qualité de la molécule cible est testée pour chaque fraction par électrophorèse sur gel ou par d’autres techniques analytiques.Jetons maintenant un coup d’œil à la chromatographie d’affinité ou AC, l’un des moyens les plus efficaces de purifier les protéines. De nombreuses biomolécules se lient sélectivement à certains ligands, une propriété que l’AC utilise en adhérant un ligand spécifique à la cible à la phase stationnaire.Lorsque le mélange s’écoule à travers la colonne, les molécules cibles se fixent au ligand et le reste s’écoule à travers. Une fois que le mélange a traversé la colonne, la molécule cible peut être collectée par l’une des deux méthodes d’élution basées sur la spécificité.On peut dire que l’élution biospécifique a un rôle « normal » ou « inverse ». Dans l’élution biospécifique à rôle normal, on ajoute un agent qui entre en compétition avec le ligand collé pour se lier à la biomolécule cible.Dans l’élution biospécifique à rôle inverse, un agent entre en compétition avec la cible pour se lier au ligand collé. Le deuxième type d’élution, l’élution « non spécifique », abaisse la liaison cible-ligand en modifiant le pH, la force ionique ou la polarité de la solution. Si une protéine ne se lie pas à un ligand qui peut être immobilisé, la protéine peut être exprimée contenant une « étiquette » : de courtes séquences peptidiques conçues pour se lier au ligand.L’une d’entre elles est la chromatographie d’affinité d’ions métalliques immobilisés, « IMAC », où un ligand métallique collé, comme le nickel ou le cobalt, se lie aux résidus d’histidine sur la protéine modifiée. Grâce à des techniques de biologie moléculaire, des protéines cibles sont générées avec des résidus d’histidine répétitifs, appelés marqueurs polyhistidines, qui se lient au métal via la chaîne latérale imidazole de l’histidine. Une fois liée, la protéine peut être collectée avec de l’imidazole libre par élution spécifique à rôle inverse et utilisée plus tard dans une grande variété d’applications en aval. Maintenant que vous avez vu la théorie de la chromatographie d’affinité, examinons une procédure IMAC en laboratoire.Dans l’IMAC, la phase stationnaire peut être ajoutée directement au mélange de la phase mobile et de l’échantillon, permettant la liaison de la protéine his-marquée. Cette boue est ensuite versée dans la colonne, où les composés non liés s’égouttent dans les déchets, tandis que la boue reste. Le récipient à lisier est rincé pour recueillir la résine résiduelle et l’échantillon, qui est ajouté à la colonne.La résine est agitée pour s’assurer que les composants non liés s’écoulent librement. L’ajout d’un tampon de lavage aide à les évacuer. Une fois que tous les composants non liés ont été éliminés, les déchets sont remplacés par un récipient pour collecter la protéine cible.Un tampon contenant de l’imidazole est ajouté, agité et laissé au repos pour délier la molécule cible. L’imidazole se lie au métal, remplaçant et libérant la protéine marquée. La protéine libérée est collectée et l’étape de l’imidazole est répétée pour assurer une collecte totale. Pour purifier davantage l’échantillon, la SEC peut être exécutée sur l’échantillon avant l’analyse.Maintenant que nous avons vu la théorie et le déroulement de ces deux techniques, examinons quelques-unes des façons dont elles sont appliquées dans le domaine biochimique.Une raison courante de purifier les protéines est d’étudier leur rôle dans la maladie. La mucoviscidose est causée par des défauts de la protéine régulatrice de la conductance transmembranaire de la mucoviscidose, ou CFTR. Après avoir cultivé la protéine avec un his-tag chez la levure, la chromatographie d’affinité et la chromatographie d’exclusion stérique permettent l’isolement de la protéine, suivie de l’étude de sa fonction.Dans certains cas, la présence d’une étiquette polyhistidine peut modifier la structure d’une protéine, affectant ainsi sa fonction. Une autre étiquette courante est la protéine de liaison au maltose ou MBP, qui se lie à l’amylose liée dans une colonne. Le maltose est ensuite utilisé pour libérer le complexe. Le MBP peut ensuite être clivé et éliminé avec du SEC pour produire la protéine pure souhaitée.Vous venez de regarder la vidéo de JoVE sur l’exclusion stérique et la chromatographie d’affinité. Il couvrait la théorie des techniques, passait en revue les procédures générales et couvrait certaines des utilisations des techniques.Merci d’avoir regardé !

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protein purification with sec and imac

Protein purification with size-exclusion chromatography and affinity chromatography helps isolate biomolecules from complex mixtures. These methods are common in biochemistry because purified samples are needed before a biomolecule’s properties and activity can be studied. The video focuses on the principles behind size-exclusion chromatography, affinity chromatography, and immobilized metal affinity chromatography, or IMAC.

Size-exclusion chromatography, or SEC, separates molecules by size. A sample moves through a column packed with porous beads, which make up the stationary phase. Large molecules that cannot enter the pores travel the shortest path and leave first. Smaller molecules enter the pores, spend more time in the column, and leave later. Molecules between the exclusion limit and the permeation limit can be separated from each other, while molecules above or below those limits exit together.

The SEC procedure begins with equilibration of the column using deionized water and chromatography buffer. Sample-containing buffer is then injected, and the liquid is pushed through at a low flow rate. A detector watches what comes out of the column, and fractions are collected in tubes. These fractions can then be checked for the target molecule by gel electrophoresis or other analytical methods.

Affinity chromatography, or AC, uses the fact that many biomolecules bind selectively to certain ligands. In this method, a target-specific ligand is attached to the stationary phase. As the mixture passes through the column, the target binds to the ligand while the rest flows through. The target can then be released by biospecific elution, which may use a competing agent in normal-role or reverse-role form, or by nonspecific elution, which changes pH, ionic strength, or polarity.

If a protein does not naturally bind to an immobilized ligand, it can be engineered with a tag. A common example is a polyhistidine tag, or his-tag. In immobilized metal ion affinity chromatography, nickel or cobalt on the column binds to histidine residues through the imidazole side chain. The tagged protein is then released with free imidazole by reverse-role specific elution and can be used in downstream applications.

The IMAC procedure begins by mixing the stationary phase with the sample so the his-tagged protein can bind. The slurry is poured into the column, and unbound material drains to waste. The resin is rinsed into the column, stirred, and washed to remove leftover unbound components. After that, a container is placed to collect the target protein, and imidazole buffer is added to release it. The imidazole binds the metal, displaces the tagged protein, and the collected step may be repeated to improve recovery. For further cleanup, SEC can be run before analysis.

These purification methods are useful in biochemical and biomedical research. One example is cystic fibrosis research, where the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator protein, or CFTR, is grown with a his-tag in yeast and then isolated with affinity and size-exclusion chromatography. In some cases, a polyhistidine tag can change protein structure and affect function. Another tag used in protein work is maltose-binding protein, or MBP, which binds amylose in a column and is released with maltose. The MBP can then be cleaved and removed with SEC to produce the desired pure protein.

Protein Purification with SEC and IMAC

dialysis: diffusion based separation

Dialysis for Buffer Exchange in Biochemistry

Dialysis is a common biochemistry technique for buffer exchange and desalting. It separates molecules by diffusion through a semipermeable membrane, which lets small molecules pass while holding larger biomolecules inside the sample. The membrane is the key part of the setup. Its pores create a molecular weight cutoff, so a membrane such as a 10 kDa membrane usually keeps molecules larger than 10 kilodaltons inside. This cutoff is not exact, because membranes have a range of pore sizes.

enzyme assays and kinetics

Measuring Enzyme Reaction Rates

Enzyme reaction rates can be measured with assays that track how substrate or product levels change over time. Enzymes are proteins, or sometimes RNAs, that speed up chemical reactions by lowering the activation energy needed to start them. They act on a specific substrate and help form a product that supports life processes. Enzymatic reactions are often described in three steps. First, the substrate binds to the enzyme active site and forms an enzyme-substrate complex. That complex can fall...

maldi-tof mass spectrometry

How MALDI-TOF Reads Biomolecules

MALDI-TOF mass spectrometry reads biomolecules by using a laser, a matrix, and a time-of-flight analyzer. MALDI, or matrix-assisted laser desorption ionization, helps fragile molecules keep their structure while they are moved into the mass analyzer. The analyzer then separates compounds based on size and charge. In MALDI, the sample is mixed into a matrix, usually an organic compound with aromatic and conjugated double bonds. A laser pulse strikes the spot, and the matrix absorbs most of the...

tandem mass spectrometry

Tandem Mass Spectrometry for Biomolecule Analysis

Tandem mass spectrometry is used to isolate a biomolecule and break it into smaller pieces so its makeup can be studied. Because biomolecules often have large, complex structures, it can be hard to identify their molecular composition and sequence from a single measurement. By linking mass spectrometers in series, the technique first selects one ion and then analyzes the fragments it produces. The process starts with an ion source that converts the sample into ions. A mass analyzer then...

protein crystallization

Protein Crystals for Structure Analysis

Protein crystals help scientists study protein structure and function. A crystal is a solid lattice made from purified protein molecules. These crystals are useful in structural biology because they reveal details that methods like mass spectrometry and SDS-PAGE cannot show on their own. Protein crystallization is paired with recombinant protein expression and x-ray diffraction to support this work. The process starts with a large amount of very pure protein. Researchers often make that...

chromatography-based biomolecule purification methods

Protein purification with size-exclusion chromatography and affinity chromatography helps isolate biomolecules from complex mixtures. These methods are common in biochemistry because purified samples are needed before a biomolecule’s properties and activity can be studied. The video focuses on the principles behind size-exclusion chromatography, affinity chromatography, and immobilized metal affinity chromatography, or IMAC. Size-exclusion chromatography, or SEC, separates molecules by size. A...

two-dimensional gel electrophoresis

Protein Mapping with 2D Gel Electrophoresis

Protein mapping with 2D gel electrophoresis separates complex protein mixtures across two steps. The method combines isoelectric focusing, or IEF, with sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis, or SDS-PAGE. Together, these methods can resolve thousands of biomolecules from a single sample by their isoelectric point and molecular weight. The first dimension is IEF. Each protein has an isoelectric point, or pI, which is the pH where its net charge is zero. Proteins are loaded...

metabolic labeling

Tracking Cell Chemistry with Metabolic Labels

Metabolic labeling tracks cell chemistry by using chemical analogs that cells take up and build into biomolecules. These labels help scientists follow biochemical changes and modifications inside cells. The labeled products can then be studied with tools such as SDS-PAGE and NMR to learn more about metabolic pathways. Several labeling strategies are shown here. Isotopic labeling uses analogs that match the natural molecule but contain uncommon isotopes, such as carbon-13 and nitrogen-15 in an...

electrophoretic mobility shift assay (emsa)

electrophoretic-mobility-shift-assay-emsa

Detecting Protein-DNA Binding by EMSA

Electrophoretic mobility shift assay, or EMSA, is a biochemical method used to detect binding between proteins and nucleic acids. It is also called a gel shift assay. The test compares how a labeled nucleic acid moves through a gel before and after it binds a protein. EMSA is used to see whether a specific protein binds to a specific nucleic acid. First, the nucleic acid is labeled to make a probe. The transcript describes radioactive phosphorus-32 as a common label. The probe is then mixed...

photometric protein determination

Measuring Protein Concentration with Absorbance

Measuring protein concentration with absorbance is a key step in many biochemical assays. Photometric methods use the fact that samples with more light-absorbing material transmit less light. Because concentration and absorption are directly related, this makes it possible to measure an unknown sample. The core idea comes from the Beer-Lambert Law. This law states that the concentration of a light-absorbing species is proportional to its absorbance. The video also introduces the Bradford assay...

density gradient ultracentrifugation

Sucrose Gradient Separation in an Ultracentrifuge

Sucrose gradient separation in an ultracentrifuge is a lab method for isolating cell parts and biomolecules. It uses differences in density to make particles sink or rise in a liquid. A high-speed ultracentrifuge speeds up this process so components can be separated without destroying them. The basic idea starts with a suspension, which is particles mixed in a liquid solvent. Particles that are denser than the solvent sediment, while less dense particles float. A rotor inside the...

co-immunoprecipitation and pull-down assays

co-immunoprecipitation-and-pull-down-assays

Protein Interaction Capture Methods in Cells

Co-immunoprecipitation and pull-down assays are laboratory methods used to capture stable protein-protein interactions. Protein-protein interactions help control many biological functions, but many of them have not yet been identified. These assays are related to immunoprecipitation, which isolates a target protein from a mixed sample using an antibody. In co-immunoprecipitation, or CoIP, an antibody binds the target protein, and that protein is already attached to another protein that the...

reconstitution of membrane proteins

Membrane Proteins in Liposome Models

Membrane proteins can be moved into liposome models so their function can be studied outside a cell. Reconstitution means restoring an isolated biomolecule to a working form. For membrane proteins, that usually means placing a purified protein into an artificial lipid membrane. Cell membranes are made mainly of phospholipids and membrane proteins. The phospholipids form a bilayer with hydrophilic phosphate heads facing water and hydrophobic fatty acid tails facing inward. Some membrane...

f&#246;rster resonance energy transfer (fret)

FRET as a Molecular Ruler in Cells

Föster resonance energy transfer, or FRET, is a way to study close-range biochemical interactions using light-emitting molecules. A donor fluorophore can pass energy to an acceptor fluorophore when their emission and absorption spectra overlap. This transfer happens only when the pair is very close together, usually within 10 nm. Because FRET depends on distance, it is often called a molecular or spectroscopic ruler. The strength of the signal is measured as FRET efficiency, which describes...

surface plasmon resonance (spr)

SPR Biosensors for Tracking Binding Kinetics

Surface plasmon resonance, or SPR, is a way to track biomolecular binding on a label-free biosensor. It is used to measure molecular affinity, kinetics, specificity, and concentration. The method works with a thin metal layer on a prism, where changes in reflected light reveal interactions in real time. SPR sensors use a thin layer of a noble metal on the face of a prism. Light is reflected from the prism-metal interface into a photodetector. At one specific angle, called the surface plasmon...

biochemistry

Cette collection présente des méthodes de purification couramment utilisées, comme la chromatographie d'affinité, ainsi que des méthodes analytiques, comme le MALDI-TOF. En outre, les vidéos présentent des méthodes permettant d'évaluer l'interaction et la fonction des biomolécules, telles que la co-immunoprécipitation et le marquage métabolique.

Explore how size-exclusion chromatography and IMAC separate proteins by size or binding, and see how tagged proteins are purified for research.

Protein Purification with SEC and IMAC | JoVE K12

Overview

Size-Exclusion Chromatography

Operation of Size-Exclusion Chromatography

Affinity Chromatography

Operation of Affinity Chromatography

Applications

Summary

What is Photosynthesis?

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The energy required to carry out photosynthesis is light&#8212; typically electromagnetic radiation from the sun. The range of all possible wavelengths is ...

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The multi-protein complex photosystem II (PS II) harvests photons and transfers their energy through its bound pigments to its reaction center, and ...

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Although structurally similar to photosystem II (PSII), photosystem I (PSI) is has a different electron supplier and electron acceptor.
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ExpandOn the day before the experiment, fill a container with water.
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ExpandNOTE: In this experiment you will separate pigments from spinach leaves using chromatography paper. Individual pigments ...

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HS-LS1-5.

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Biomolecules
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ExpandHYPOTHESES: In this activity, the experimental hypothesis might be that the addition of an ...

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An Introduction to Saccharomyces cerevisiae

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Since the early days of genetics research, scientists have noted certain heritable phenotypic differences that are not due to differences in the ...

An Introduction to Cell Death

Necrosis, apoptosis, and autophagic cell death are all manners in which cells can die, and these mechanisms can be induced by different stimuli, such as ...

An Overview of Gene Expression

Gene expression is the complex process where a cell uses its genetic information to make functional products. This process is regulated at multiple ...

An Introduction to Cell Division

Cell division is the process by which a parent cell divides and gives rise to two or more daughter cells. It is a means of reproduction for single-cell ...

An Overview of Genetic Analysis

An organism&#8217;s physical traits, or phenotype, are a product of its genotype, which is the combination of alleles (gene variants) inherited from its ...

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An Introduction to Cell Motility and Migration

Cell motility and migration play important roles in both normal biology and in disease. On one hand, migration allows cells to generate complex tissues ...

An Overview of Genetic Engineering

Genetic engineering &#8211; the process of purposefully altering an organism&#8217;s DNA &#8211; has been used to create powerful research tools and model ...

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An Introduction to Cellular and Molecular Neuroscience

Cellular and molecular neuroscience is one of the newest and fastest growing subdisciplines in neuroscience. By investigating the influences of genes, ...

An Overview of Genetics and Disease

Many human diseases are associated with mutations or variations in genetic sequences. Some of these genetic variants are heritable, passed down from ...

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An Introduction to Developmental Genetics

Development is the complex process through which a single-celled embryo transforms into a multicellular organism. Developmental processes are guided by ...

an-overview-of-bgdgt-biomarker-analysis-for-paleoclimatology

An Overview of bGDGT Biomarker Analysis for Paleoclimatology

Annexin V and Propidium Iodide Labeling

Staining with annexin V and propidium iodide (PI) provides researchers with a way to identify different types of cell death&#8212;either necrosis or ...

Co-Immunoprecipitation and Pull-Down Assays

Co-immunoprecipitation (CoIP) and pull-down assays are closely related methods to identify stable protein-protein interactions. These methods are related ...

Bacterial Transformation: Electroporation

The term &#x201C;transformation&#x201D; refers cellular ingestion of foreign DNA.  In nature, transformation can occur in certain types of bacteria.  In ...

Construct and revise an explanation based on evidence for how carbon, hydrogen, and oxygen from sugar molecules may combine with other elements such as nitrogen, sulfur, and phosphorus to form amino acids and other carbon-based molecules.

Protein Purification with SEC and IMAC

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