Nous décrivons une nouvelle méthode chirurgicale pour cathétérisme 'anses intestinales »au sein de l'iléon des ovins. Une fois que les animaux ont récupéré de la chirurgie et ont dégagé des antibiotiques et des analgésiques, des traitements multiples peuvent être déposés directement dans les boucles via les cathéters.
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Article de méthode
Cathétérisme des anses intestinales chez les ruminants
Dans cet article
Résumé
Résumé
L'intestin est une structure complexe qui est impliquée non seulement dans l'absorption des nutriments, mais aussi agit comme une barrière entre l'individu et le monde extérieur. En tant que tel, l'intestin joue un rôle pivot dans l'immunosurveillance et la protection contre les agents pathogènes entériques. Enquêter intestinale physiologie et en immunologie emploie couramment «anses intestinales» comme modèle expérimental. La majorité de ces modèles de boucles sont non-recouvrement des interventions chirurgicales de cette étude à court terme (<24 h) des modifications dans l'intestin (1-3). Nous avons déjà créé un modèle de boucle de récupération intestinale pour mesurer spécifiquement à long terme (<6 mois) des changements immunologiques dans l'intestin de l'exposition des moutons suivantes aux vaccins, les adjuvants, et les virus (4). Cette procédure traitements localisés à un particulier «boucle», ce qui nous permet de goûter à cette région de l'intestin. Un inconvénient important de cette méthode est la seule fenêtre d'opportunité pour administrer des traitements (c'est à dire au moment de la chirurgie). Par ailleurs, des échantillons des deux la muqueuse intestinale et le contenu luminal ne peut être prise à la fin du projet. Autres limitations saillants du modèle ci-dessus sont que la manipulation chirurgicale et post-opératoires requises mesures (par exemple l'administration d'antibiotiques et des analgésiques) peuvent directement influer sur le traitement lui-même et / ou altérer la fonction immunitaire, les résultats ainsi confondants. Par conséquent, nous avons modifié notre modèle anse intestinale en insérant à long terme des cathéters dans les boucles. Les moutons se remettre pleinement de la procédure, et ne sont pas affectés par les cathéters extériorisés. Notamment, la mise en place de cathéters dans les boucles nous permet d'introduire des traitements multiples sur un intervalle étendu, après récupération de la chirurgie et le dédouanement des médicaments administrés pendant l'intervention et la période post-opératoire.
Protocole
Procédure expérimentale:
- Tous les instruments sont autoclavés; non-autoclavables matériaux sont stérilisés dans une solution de stérilisation à froid Germex pour un minimum de 10 min.
- Les moutons sont prémédication avec de l'acépromazine (0,05 mg / kg), le glycopyrrolate (0,005 mg / kg), et le tartrate de butorphanol (0,2 mg / kg) IM, et à gauche pendant 15-20 min.
- Le cou est rasée et la peau nettoyée chirurgicalement. Une fois la veine jugulaire est visualisée, 0,1 ml de lidocaïne est injectée SC dessus de la veine, le cathéter est introduit dans la veine et fixé à la peau à l'aide de ciment tag identification du bétail et 2 bandes hôpital ». Pendant la chirurgie, les animaux sont donnés 10 ml / kg / h de Plasmalyte 148 (par gravité).
- Le diazépam (0,2 mg / kg) est administrée IV, et l'anesthésie est induite avec du thiopental sodique (10 mg / kg). La lidocaïne jet endotrachéale est appliqué à des cordes vocales, le mouton est intubé et maintenu sur l'isoflurane (1,5-2,5% dans 100% 2 O à un taux de 4 L / min) pour la durée de la chirurgie.
- L'animal est placé en décubitus dorsal sur un tapis chauffant pour aider à maintenir la température du corps pendant la chirurgie. Une sonde gastrique est inséré dans le rumen pour empêcher tympanisme excessif.
- L'abdomen ventral est rasée et la peau est préparée pour la chirurgie avec trois Prepodyne gommages chirurgicale. L'abdomen est alors drapé, assurant que l'exposition appropriée du site opératoire (ombilic à l'abdomen caudale) est maintenue.
- Une incision médiane de 15-20 cm est faite en utilisant une electroscapel, caudalement de l'ombilic, et le pli iléo-colique est situé dans le quadrant inférieur droit de l'abdomen. La caudale iléon et le caecum sont ensuite extériorisé. Tout au long de la procédure, la manipulation de l'intestin est réduit et les soins sont prises pour assurer l'intestin extériorisé est maintenu humide tiède (37-39 ° C) phosphate stérile saline tamponnée (PBS, pH 7,2).
- Un segment de 85 cm d'iléon (ie le «segment intestinal») est mesurée, puis serré avec une pince Doyen (pinces intestinale) et de grandes pinces de Kelly à chaque extrémité du segment. Dans le segment intestinal, «boucles» et «espaces intermédiaires» entre les boucles seront établis. Doyen pince sont placés sur le côté de l'iléon d'être rejoint (anastomose), et la pince de Kelly sont placées sur le côté segment intestinal de l'iléon.
- L'iléon est coupé entre chaque Doyen et Kelly pince et le segment intestinal désigné pour les boucles est doucement rincé deux fois avec 60 ml d'eau tiède du PBS pour éliminer ingesta.
- Un cocktail de antibiotiques à large spectre (200 mg et 250 mg enrofloxacine métronidazole dans PBS tiède, 60 ml de volume total) est distribué dans tout le segment intestinal et laissé pendant 30 min.
- Les extrémités proximales et distales coupées de l'iléon (excluant le segment intestinal) sont réunis pour former un tube continu et fonctionnels intestinaux. Tout d'abord, l'iléon est aligné par deux sutures séjour, placé à la frontière mésentériques et antimésentérique de l'intestin, respectivement. Ensuite, un modèle de suture continue simple (2-0 Vicryl) est terminée des deux côtés de l'intestin pour rejoindre l'intestin ensemble.
- PBS chaud (3-5 ml) est injectée sur le site de l'anastomose pour vérifier les fuites et l'échec de suture. Ensuite, la pointe de Kelly pince est pressé contre la surface séreuse de l'intestin, à proximité du site du site de l'anastomose, et vers l'intérieur de pointe sur le site de l'anastomose pour assurer le lumen intestinal est large et les brevets.
- Le cocktail d'antibiotiques est retiré du segment intestinal. Chaque extrémité du segment est fermée avec un motif de suture continue simple (suture résorbables; Vicryl 2-0) suivie d'un modèle de suture Vicryl 2-0 inversant l'aide.
- Les 85 cm de long segment intestinal est partitionné en trois «boucles» de 15 cm, deux de 15 cm de long «interstices» entre les boucles, et deux de 5 cm de long à bout émoussé compartiments aux extrémités du segment de l'intestin (figure 1) . Les boucles sont créées en plaçant une ligature autour de l'intestin en utilisant 2-0 soie. Il est à noter que les principaux vaisseaux mésentériques ne sont pas ligaturé pendant cette procédure, car elles sont nécessaires pour fournir de l'intestin avec du sang, le maintien de la viabilité intestinale. En outre, les ligatures sont laissés longtemps, car ils seront utilisés pour sécuriser les cathéters.
- Cathéters (tubes de silastic par exemple) sont identifiés individuellement à l'aide d'un marqueur permanent. Une boule de silicium (5 mm de diamètre) encerclant le cathéter, est placée à 4-5 cm de l'extrémité du cathéter pour aider à prévenir le cathéter de glisser hors de l'intestin (figure 1). Après la stérilisation par autoclave, un onguent antibiotique non (Orbeseal) est aseptiquement insérée dans l'extrémité du cathéter (3-5 mm), ce qui garantit que le cathéter reste brevet (c'est à dire qu'il ne devienne pas bouché par la muqueuse desquamées dans la boucle).
- Une petite incision est placée à l'aspect du crâne de chacun des trois boucles. Chaque trou est agrandi avec un introducteur de cathéter ("dilatateur navire par exemple), et un segment de 6-8 cm de cathéter est inséré dans caudalementla boucle, jusqu'à ce que la balle passe Silcone dans la lumière (figure 1).
- La paroi intestinale est fixé autour de la sonde avec une suture chaîne de bourse (2-0 Vicryl). Le cathéter est en outre assuré à l'intestin en attachant le cathéter avec la ligature de soie délimitées à la fin de la boucle crânienne.
- Ampicilline (5 ml, 100 mg / ml dans PBS chaude) est injecté dans chaque boucle et interstice, et l'intestin est replacé dans la cavité abdominale. Céfazoline (8 ml, 100 mg / ml dans PBS chaude) est injecté dans la cavité péritonéale par l'incision abdominale.
- Une petite incision est faite seule à travers la paroi abdominale à proximité de l'incision médiane, et les cathéters sont extériorisés à travers ce site.
- La position et la tension des cathéters est ajusté dans la cavité péritonéale. Les muscles abdominaux sont fermés avec un motif de suture interrompue simple (suture résorbables; Catgut # 3), et la peau est fermée avec un motif interrompu matelas horizontal (non résorbable; Supramid # 1).
- Un tube creux courbes en acier inoxydable (7 mm de diamètre, 10 mm de diamètre extérieur, 65 cm de longueur) est inséré sous la peau près de l'incision abdominale, tunnel sous la peau pour un site sortir juste caudale à la nuque et entre les épaules. Les cathéters sont insérés dans le tube et poussé vers l'avant pour au moins 50% de la longueur du tube. Le tube avec les cathéters sont ensuite extraites de la peau au site de sortie, ce qui expose les cathéters.
- La tension des cathéters est ajustée sur le site incision, et la peau est fermée avec Supramid # 1.
- Cathéters individuels sont identifiés et placés dans un bandage "poche" qui est suturé à la peau avec Supramid # 1. La pochette protège les cathéters de dommages ultérieurs.
- En postopératoire, les moutons sont injectés IM avec flunixine (Sid), à une dose initiale de 2,2 mg / kg, suivie d'une dose d'entretien de 1,1 mg / kg SID pour 3 jours. Les moutons sont également injecté IM avec Hemostam (3 ml) et l'enrofloxacine (2,5 mg / kg) sid pour 3 et 5 jours, respectivement. Les animaux sont maintenus sur la voie intraveineuse Plasmalyte 148 avec une solution de dextrose à 5%, administrée en continu avec une pompe péristaltique pour s'assurer que le flux (145 ml / h) se poursuit indépendamment de la position du corps. Ils sont autorisés à boire ad libitum, mais se nourrissent est interdit jusqu'à ce normal du rumen et les fonctions intestinales sont restaurés. L'apport alimentaire, la consommation d'eau, la température du corps, le passage des selles et des urines, des bruits intestin, douleurs abdominales, le comportement, et les concentrations de glucose dans le sang sont étroitement surveillés (bid), lorsque nécessaire, les concentrations de glucose dans les fluides par voie intraveineuse sont ajustés afin de maintenir les concentrations de glucose dans le sang dans la plage normale. Chimie sanguine et d'hématologie (albumine, la phosphatase alcaline, d'alanine aminotransférase, l'amylase, calcium, cholestérol, créatinine, glucose, phosphate inorganique, la bilirubine totale, protéines totales, l'urée, la globuline, sodium, potassium, chlorure, pression partielle d'oxygène, le pH, partielle dioxyde de carbone sous pression, le bicarbonate et le dioxyde de carbone total, rouge et globules blancs, de l'hématocrite, hémoglobine, numération de globules blancs et plaquettes) sont contrôlés avant et immédiatement après la chirurgie, et chaque jour d'autres par la suite. Une fois la fonction intestinale normale commence, traitement intraveineux est terminée et les animaux sont transférés au paddock (ie 5-7 jours post-chirurgie). Les animaux sont maintenus dans des enclos individuels (en vue d'autres animaux), réduisant ainsi le stress et le risque de subir des dommages à leurs pochettes cathéter (ex-gum par une penmate).
- Pour injecter des traitements dans les boucles individuelles, 5 ml de traitement est injecté dans le cathéter en utilisant une seringue stérile munie d'un calibre 18, à extrémité franche aiguille. Pour assurer le dépôt de tous les traitements dans la boucle, le cathéter est ensuite injecté avec 3 ml de PBS.
Les points critiques:
Procédures d'une importance cruciale pour le succès de cette intervention chirurgicale sont: (1) de vérifier que l'intestin n'est pas tordu sur lui-même avant d'établir l'anastomose; (2) assurer l'intégrité et la perméabilité de l'anastomose; (3) de manière adéquate la sécurisation du cathéter à le mur boucle avec la ligature délimitant l'extrémité antérieure de la boucle, mais veillant à ce que l'attachement ne modifie pas la perméabilité du cathéter; (4) en minimisant la manutention intestinale et de s'assurer que l'intestin extériorisé est maintenu humide; (5) assurant le cathéter appropriée tension; (6) en garantissant l'intégrité du cathéter n'est pas affectée au cours des muscles et suture de la peau (7); prévenir gaver par les moutons post-opératoire (c'est à dire pendant la période de l'iléus postopératoire) qui peut causer une impaction du rumen et la dépréciation des la fonction du rumen, et (8) assurant que les animaux reçoivent suffisamment de traitement intraveineux pour les 3-5 premiers jours post-opératoires, que les concentrations de glucose dans le sang sont soigneusement surveillés, et les concentrations de glucose dans les fluides par voie intraveineuse sont adjusTed si nécessaire pour prévenir l'hypoglycémie. 
Figure 1. Une représentation schématique d'un cathéter boucles iléale. Notez les trois de 15 cm de long cathéter «boucles», les 15 deux centimètres de long non cathétérisés «interstices» établi entre les boucles et les 5 deux segments terminaux cm de long, tous établis au sein d'un 85 cm de long "segment de l'intestin »d'un iléon moutons.
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Discussion
Dans cette procédure, nous avons réussi à établir des cathéters dans les anses intestinales établi dans l'iléon des ovins. En adhérant à sévères soins post-opératoires, les animaux rapidement récupéré de la procédure et a repris une activité normale 5-7 jours après la chirurgie. Nous avons déterminé que l'établissement de cathéters dans les boucles n'affecte pas la fonction intestinale muqueuse ou immunitaire (données non présentées) et les animaux peuvent vivre pendant au moins 8 semaines après la chirurgie...
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Déclarations de divulgation
Toutes les procédures sur les animaux expérimentaux ont été approuvés par le Comité institutionnel de protection des animaux (Protocole utilisation des animaux # 0609) et a suivi les directives énoncées par le Conseil canadien de protection des animaux.
Nous n'avons rien à révéler.
Remerciements
La recherche pourrait ne pas avoir été réalisé sans le dévouement et les efforts de nombreuses personnes à l'Agriculture et Agroalimentaire Canada Centre de recherches de Lethbridge, Alberta, Canada. À cet égard, nous remercions: Tara Shelton pour le pré-et post-opératoires soin des animaux, la préparation chirurgicale, et d'anesthésiologie, de l'analyse d'échantillons, et aide à l'imagerie vidéo; Randy Wilde et Estela Costa pour les soins pré-et post-opératoires; Jenny Gusse pour l'analyse de l'échantillon; Byron Lee pour l'image de trocart, et Brian Egland d'élevage ovin. Nous remercions également Brent Selinger (Département des sciences biologiques, Université de Lethbridge) pour fournir des équipements vidéo et de conseils, ainsi que l'assistance d'autres (à savoir la production exécutive), et le curriculum Re-Centre de Développement, Université de Lethbridge pour l'expertise vidéographie. Cette étude a été financée en partie par des subventions du Réseau des aliments et des matériaux (GDI), le Fonds Canada-Alberta Beef Industry Development (GDI) et Agriculture et Agroalimentaire Canada (GDI et JPK).
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Matériaux
| Catégorie / Numéro d'article | Société | Catalogue |
| Fournitures Chirurgien | ||
| Les gants chirurgicaux | WDDC une | 103091 |
| Masque chirurgical | WDDC | MAX53013 |
| Blouse chirurgicale | CDMV b | 3365 |
| Tablier OB | WDDC | 900062 |
| Bouchon chirurgical | WDDC | 903271 |
| Brosse EZ | WDDC | BDC377479 |
| L'anesthésie et les médicaments | ||
| Appareil d'anesthésie | Boyle | |
| Sodasorb | WDDC | 108638 |
| Laryngoscope | WDDC | |
| Lame de laryngoscope (Miller lame # 4) | WDDC | 902667 |
| Tube endotrachéal (7,0 - 8,5 mm) | WDDC | |
| La lidocaïne jet endotrachéale | WDDC | 103364 |
| Acépromazine | WDDC | AUS01020 |
| Glycopyrrolate | WDDC | SAB2880 |
| Le tartrate de butorphanol | WDDC | AYE304541 |
| Diazépam | WDDC | sab790 |
| Thiopental sodique | WDDC | 103508 |
| Chlorhydrate d'épinéphrine | WDDC | 103856 |
| Doxapram | Strathcona pharmacie | |
| L'isoflurane | WDDC | 100339 |
| Hemostam | WDDC | 103857 |
| Flunixine | WDDC | sch140100 |
| Enrofloxacine | WDDC | hll0049 |
| Le métronidazole | WDDC | 101653 |
| Ampicilline | WDDC | NOV67185-6 |
| Céfazoline | WDDC | nov69397 |
| Matériel chirurgical et des fournitures | ||
| Electroscapel | Macan | MV8 |
| Tapis chauffant | Kane | PHMD-48 |
| Tube dans l'estomac (tube Nalgene 5 / 16 "ID) | Fisher Scientific | |
| Pilote d'aiguille | WDDC | 108338 |
| Addison brune forcep | WDDC | 911075 |
| Dent de rat forcep | CDMV | 5275 |
| Kelly forcep | WDDC | 901133 |
| Hémostatique Mosquito | WDDC | 108471 |
| Carmalt forcep | WDDC | 901225 |
| Manche de bistouri | WDDC | 900285 |
| Lame de bistouri n ° 22 | WDDC | 900511 |
| Ciseaux Metzenbaum | WDDC | 901166 |
| Sharp-forte ciseaux | WDDC | 108264 |
| Pince serviette | WDDC | 901213 |
| Allis tissus forcep | WDDC | 901201 |
| Doyen forcep | WDDC | 904226 |
| Cuve en acier inoxydable | WDDC | 903601 |
| Acier inoxydable trocart (courbe) | Des fournisseurs locaux | |
| Introducteur de cathéter | WDDC | 11440 |
| Serviette chirurgicale | CDMV | 7972 |
| Drapé jetables | WDDC | 900035 |
| Drapé Steri | CDMV | 2323 |
| Drapé (40 x 40 cm) | CDMV | 8358 |
| Champ opératoire (7 "x 11" d'ouverture) | CDMV | 2694 |
| Vicryl (2-0) | WDDC | JJMJ333H |
| Soie 2-0 | WDDC | 105248 |
| Catgut # 3 | WDDC | CSL547-2070 |
| Supramid # 1 | WDDC | CSL547-3040 |
| Aiguilles (coupe et non coupante) | WDDC | |
| Cathéter | ||
| Tube en Silastic (0,040 "ID, 0.085" OD) | Fisher Scientific | 11 à 189-15D |
| Une pommade Orbeseal | WDDC | 106344 |
| Silicone transparent (732 multi-usages mastic) | Des fournisseurs locaux | |
| L'aiguille extrémité émoussée | WDDC | 905035 |
| Marker (permanente industriels) | Des fournisseurs locaux | |
| Pochette cathéter (construit de Elastoplast 7,5 cm) | WDDC | 104094 |
| Pansements | ||
| Bande de l'hôpital (2 ") | WDDC | 103842 |
| Bande de l'hôpital (1 ") | WDDC | VLMRENF20 |
| Gaze 4x4 éponge | WDDC | 107551 |
| Gauze s'accrochent | WDDC | 107633 |
| Elastoplast 7.5cm | WDDC | 104094 |
| Elastoplast pansement rippable | WDDC | 104093 |
| Needles et seringues | ||
| Seringue (60 ml) | WDDC | 104004 |
| Seringue (10 ml) | WDDC | bdc301604 |
| Aiguille 25G | WDDC | BDC305122 |
| Aiguille 20G | WDDC | BDC305175 |
| Aiguille 18G | WDDC | 903353 |
| Par voie intraveineuse | ||
| Intracath IV cathéter (16G 8 ") | WDDC | bdc3831621 |
| L'administration IV jeu (10 drop) | WDDC | 101797 |
| 0,9% de NaCl | WDDC | BAXJB1322P |
| Solution Plasmalyte 148 | WDDC | BAXJB2534 |
| Dextrose | WDDC | MCT60190 |
| Pompe péristaltique | Cole Parmer | 7524-10 |
| Ciment étiquette d'identification du bétail | Des fournisseurs locaux | |
| Sanatizers / désinfectants | ||
| Germex solution | WDDC | mtc60270 |
| L'alcool isopropylique | WDDC | 104590 |
| Nettoyant Stanhexidine | WDDC | 109248 |
| Solution Prepodyne | WDDC | 105710 |
| Gommage Prepodyne | WDDC | 105711 |
un Western Drug Distribution Center LTD, Edmonton, AB.
b Le vétérinaire Médicaments Distribution Center Inc, Saint-Hyacinthe, QE.
Références
- Vidal, J. E., McClane, B. A., Saputo, J., Parker, J., Uzal, F. A. Effects of Clostridium perfringens beta-toxin on the rabbit small intestine and colon. Infect. Immun. 76, 4396-4404 (2008).
- Santos, R. L., Zhang, S., Tsolis, R. M., Baumler, A. J., Adams, L. G. Morphologic and molecular characterization of Salmonella typhimurium infection in neonatal calves. Vet. Pathol. 39, 200-215 (2002).
- Uzzau, S., Leori, G. S., Petruzzi, V., Watson, P. R., Schianchi, G., Bacciu, D., Mazzarello, V., Wallis, T. S., Rubino, S. Salmonella enterica serovar-host specificity does not correlate with the magnitude of intestinal invasion in sheep. Infect. Immun. 69, 3092-3099 (2001).
- Gerdts, V., Uwiera, R. R. E., Mutwiri, G. K., Wilson, D. J., Bowersock, T., Kindane, A., Babiuk, L. A., Griebel, P. J. Multiple intestinal 'loops' provide an in vivo model to analyse multiple mucosal immune responses. J. Immunol. Methods. 256, 19-33 (2001).
- Greibel, P. J., Davis, W. C., Reynolds, J. D. An analysis of the growth and differentiation of b cells isolated from follicles from ileal Peyer's patch of sheep. Immunology. 75, 601-607 (1992).
- Motyka, G., Greibel, P. J., Reynolds, J. D. Agents that activate protein kinase C resue sheep ileal Peyer's patch B cells from apoptosis. Eur. J. Immunol. 23, 1314-1321 (1993).
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Réimpressions et autorisations
