Modèle de cardiomyopathie chez le poisson-zèbre : cardiotoxicité induite par les médicaments

Résumé

Source : Ma X., et. al. Un modèle de cardiomyopathie induite par la doxorubicine chez le poisson-zèbre adulte. J. Vis. Exp. (2018).

Cette vidéo décrit la technique de création d’un modèle de cardiomyopathie de poisson-zèbre avec des variations minimales entre les groupes expérimentaux et dans l’échantillon, nous créons un modèle de cardiomyopathie de poisson-zèbre en utilisant le médicament doxorubicine.

Protocole

1. Injection de DOX chez les poissons adultes

1. Placez une boîte de Pétri propre de 100 mm avec une éponge à l’intérieur, sous un microscope de dissection, puis ajustez la mise au point. Coupez l’éponge pour faire une cavité d’environ 4 cm de long pour tenir un poisson. Faites une cavité plus longue pour un poisson plus gros.
2. Préparez une aiguille de 34 g avec une micro-seringue de 10 μL. Rincez l’aiguille avec 1x tampon HBSS pour éliminer les bulles et les blocages de la seringue et de la tubulure.
3. Anesthésier les poissons adultes dans de l’eau embryonnaire contenant 0,16 mg/mL de tricaïne pendant 2 min
   REMARQUE : Une anesthésie prolongée de plus de 5 minutes suivie d’une injection de DOX peut facilement provoquer la mort des poissons.
4. Faites tremper l’éponge dans de l’eau embryonnaire avec de la tricaïne et transférez le poisson sur l’éponge pour injection.
5. Effectuez l’injection d’IP DOX par l’une des deux méthodes décrites ci-dessous.
   1. Injection IP classique
      1. Positionnez le poisson avec l’abdomen vers le haut dans la cavité de l’éponge. Insérez rapidement l’aiguille, avec un angle de 45° par rapport au corps du poisson, dans la ligne médiane entre les nageoires pelviennes, et pénétrez environ 1 à 2 mm. Libérez lentement toute la solution DOX. Attendez 5 s avant de retirer l’aiguille. Vérifiez la livraison de DOX par une couleur rouge visible dans le ventre du poisson.
   2. Injection IP alternative
      1. Placez le poisson latéralement sur l’éponge avec l’antérieur vers la droite. Stabilisez doucement le poisson à l’aide d’une pince à extrémité émoussée avec la main gauche et tenez la micro-seringue avec la main droite.
      2. Positionnez l’aiguille sous la ligne latérale au-dessus de la nageoire pelvienne, avec le biseau vers le haut. En pointant à la position 7 heures à un angle de 45°, insérez l'aiguille à 3-4 mm dans la cavité du poisson située entre les nageoires pelvienne et anale, puis appuyez lentement sur le piston. Vérifiez la livraison de DOX par une couleur rouge visible dans le ventre du poisson.
6. Transférez rapidement le poisson injecté dans un réservoir de franchissement propre rempli d’eau douce du système pour permettre au poisson de se rétablir. Rincez l’aiguille une fois avec 1x tampon HBSS entre les injections.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Franchissement de char	Aquaneering	ZHCT100	Élevage de poissons
Chlorhydrate de doxorubicine	sigma	D1515-10MG
Solution saline équilibrée de Hank (HBBS)	ThermoFisher	14025076	Véhicule pour DOX
Boîte de Pétri de 100 mm	Faucon	431741
Micro-seringue NanoFil de 10 μL	WPI	NANOFIL	Pour injection
Aiguille de calibre 34	WPI	Référence NF34BV-2	Pour injection
Tricaïne	argent		Anesthésie du poisson