Article de méthode

Application de résine photopolymérisable adhésif dentaire pour les électrodes de montage ou des sondes de microdialyse dans les expériences chroniques

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DOI :

10.3791/249

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30 juillet 2007

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1Laboratory for Behavior and Dynamic Cognition, Brain Science Institute, RIKEN, 2Laboratory for Biolinguistics, Brain Science Institute, RIKEN

Dans cet article

Résumé

Dans ce rapport, nous proposons une nouvelle application de résines photopolymérisables dentaire pour la base de montage des électrodes ou des sondes de microdialyse dans des expériences chroniques. Ce matériel permet un collage direct sur le crâne.

Résumé

Dans les expériences de l'enregistrement chronique, auto-guérison dentaires résines acryliques ont été utilisés comme une base de montage d'électrodes ou de microdialyse-sondes. Puisque ces acryliques ne liaison à l'os, les vis ont été utilisés comme points d'ancrage. Cependant, dans de petits animaux de laboratoire, comme des pinsons ou de la souris, leurs crânes sont très fragiles et ne parvient pas à maintenir les ancres. Dans ce rapport, nous proposons une nouvelle application de résines photopolymérisables dentaire pour la base de montage des électrodes ou des sondes de microdialyse dans des expériences chroniques. Ce matériel permet un collage direct sur le crâne. Par conséquent, les vis d'ancrage ne sont pas nécessaires et le champ chirurgical peut être considérablement réduit. Les expériences passées montrent que l'effet de collage maintient plus de 2 mois. Fenêtre de résine classique de temps où les matériaux sont souples et réalisable est de quelques minutes. Toutefois, la fenêtre du temps de travail pour ces adhésifs dentaires est nettement plus large et réglable.

Protocole

Etape 1. Préparation de l'implantation de sonde

  1. Anesthésie (non montré dans la vidéo)

    Anesthetize chaque oiseau avec une injection intraperitoneale d'une kétamine (12,5 mg / kg) et de xylazine (25 mg / kg) de mélange pour produire un niveau stable de l'anesthésie chirurgicale.

  2. Correction d'un tête à un cadre stéréotaxique

    Utilisez Xylocaine (TM) de gelée pour réduire les douleurs locales des bars de pression oreille ». Le chef de l'oiseau est fixée dans un appareil stéréotaxique composée de barres d'oreilles et un porte-bec qui tient la tête à un angle de 45 °. Pendant la chirurgie stéréotaxique pour l'implantation, réchauffer le corps de l'oiseau par le pad chirurgicale avec contrôle thermique (température = 34 ~ 36 ° C).

  3. Désinfecter zone chirurgicale

    Désinfecter le domaine chirurgical avec isodine (TM) avant la chirurgie.

Etape 2. Positionnement stéréotaxique

  1. L'alignement du point de référence

    Aligner la sonde fictive (verre micropipette) de la Lambda (Y-point) et la marque Y-point avec la pipette remplies de teinture. Restant Dextran-TMR de l'étude de suivi dernières a été utilisé dans la vidéo.

  2. Incision de la peau

    Enlever la peau et exposer la surface du crâne. Ensuite, nettoyer la surface du crâne avec des cotons-tiges.

  3. Positionnement de la canule factice (dans le sens horizontal)

    Déplacer la canule factice pour le site cible (AP axe et la coordination latérale)

  4. Craniotomie petites et incision de la dure-mère.

    Utilisez une pince fine pour une craniotomie et une aiguille d'injection fines (30 G) pour les incisions de la dure-mère. Ensuite, nettoyer la surface du crâne.

  5. Positionnement final (implantation) de la canule factices

    Localisez la pointe de la canule guide à 0,30 mm au-dessus de la sonde de microdialyse destiné région cible. Enfin, nettoyer la surface du crâne à nouveau, car une surface propre et sec est nécessaire pour le collage difficile.

Étape 3. Prétraitement de la surface crânienne

(La procédure similaire pour la «restauration remplissage direct» du produit dentaire ne doit être employée.)

  1. Traitement de Primer
    1. Mélanger PRIMAR liquide A à B sur un plat.
    2. Appliquez le mélange sur la surface du crâne avec une petite brosse.
    3. Laisser reposer pendant 30 secondes.
    4. Sécher avec flux d'air doux. (Ne pas laver.)

  2. Application de liant
    1. Appliquer l'agent de liaison à la surface du crâne avec une petite brosse.
    2. Appliquer un courant d'air doux. (Ne pas laver.)
    3. Photopolymériser pendant 20 secondes.

Étape 4. Montage en résine composite

  1. Monter avec une résine plugger plaine

    Si un fouloir ordinaire n'est pas disponible, une spatule micro-peut être utilisé à la place.

  2. Photopolymérisation
  3. Incrémental de montage

    Incrémental de montage est recommandé pour assurer une réaction complète de la résine.

    Pour le montage différentiel, appliquer l'agent de collage avant chaque montage.

  4. Mouler la résine composite et photopolymérisable pour la finale de durcissement.
  5. Fin de la chirurgie

Nettoyez la zone chirurgicale, appliquer aux antibiotiques (pommade gentamicine), et enlever l'animal de la flamme stéréotaxique. Ensuite, garder l'animal dans une chambre de thermo-contrôlée (température = 33-35 ° C) pour la récupération post-anesthésiques.

Comme le montre la vidéo, qu'aucun comportement anormal n'a été observée dans aucun des animaux le jour suivant après la chirurgie.

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Discussion

Comparé à l'application de résines acryliques auto conventionnelle durcissement, la technique a présenté plusieurs avantages importants:

1. Collage direct:
Acryliques guérir soi peut être attaché à l'os pendant un moment mais elle n'adhère pas à l'os. Par conséquent, les vis d'ancrage sont nécessaires pour fixer une base de montage (voir figure 2a). En revanche, la résine photopolymérisable peut se lier à l'os directement sorte que les vis ne sont pas nécessaires (figure 2B). Par conséquent, la ...

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Déclarations de divulgation

Des expériences ont été menées en conformité avec les directives pour l'expérimentation animale de l'Institut des sciences du cerveau, RIKEN (RIKEN-BSI) et l'institut des animaux comité d'éthique de leur approbation.

Remerciements

Nous remercions nos collègues de RIKEN de BSI pour leurs soutiens et conseils gentiment fructueux au cours de ce travail. Je tiens à exprimer mes sincères remerciements au Professeur Shigemi Mori, professeur G Bor Juh SZ, les Drs. Kiyoji Matsuyama, Katalin AK kesi et rp d Dobolyi qui m'a conseillé d'étudier la méthode de microdialyse au cours de troisième cycle à l'University Graduate for Advanced Studies, au Japon. Enfin, nous remercions M. Chris Sarnecky et le Dr Akitsugu Takasu pour leur soutient dans l'enregistrement vidéo.

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Matériaux

1A La photographie montre la sonde de microdialyse (a), un écrou borgne (b) et une canule guide (c). Sur cette photo, la canule guide est entourée par de la résine dentaire qui adhère au crâne directement. Photo B montre un oiseau durant la perfusion de médicaments. Sur le dessus de la tête, il ya une sonde de microdialyse qui est relié à un tube Tefron fine. Barres d'échelle = 1 cm pour A et 2 cm pour les B, respectivement.

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Figure 1 - Photographies d'une sonde de microdialyse (A) et un oiseau durant la perfusion de médicaments (B)

Références

  1. Adell, A., Artigas, F. In vivo Brain microdialysis: Principles and applications. In Vivo Neuromethods: Neuromethods. Boulton, A., Baker, G., Bateson, A. 32, Humana Press Inc. Totowa. 325-357 (1998).
  2. Kendrick, K. Microdialysis in large unrestrained animals: neuroendocrine and behavioral studies of acetylcholine, amino acid, monoamine and neuropeptide release in the sheep. Microdialysis in the Neuroscience. Robinson, T., Justice, J., Bateson, A. 7, Elsevier. Amsterdam. 327-348 (1991).
  3. Oakley, B., Schafer, R. Experimental Neurobiology: A laboratory Manual. , University of Michigan Press. Ann Arbor. (1978).
  4. Okumura, T., Yamashita, Y., Okanoya, K., Tani, J. Function of the sensori-motor nucleus NIf in generation of complex syntactical song in the Bengalese Finch I. A Biological study. Soc. Neurosci Abst. 33, (2007).
  5. Boulton, A., Baker, G. The relation of brain electrical activity to behavior. In Vivo Neuromethods: Neuromethods. Robinson, T., Bateson, A. 32, Humana Press Inc. Totowa. 325-357 (1998).
  6. Yamashita, Y., Okumura, T., Okanoya, K., Tani, J. Function of the sensori-motor nucleus NIf in generation of complex syntactical song in the Bengalese finch. Proceeding of the 2nd International Symposium on Mobiligence, , 101-104 (2007).

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Mots-clés

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