Méthodes d'évaluation de l'ECG d'indicateurs de risque cardiaque, et la susceptibilité à l'aconitine arythmies induites chez le rat après Etat de mal épileptique

Résumé

Techniques de mesure de l'activité électrique du cœur par l'électrocardiogramme (ECG), et l'analyse des facteurs de risque cardiaque et de la susceptibilité aux arythmies suivantes état de mal épileptique (SE) chez le rat sont décrits.

Résumé

Lethal arythmies cardiaques contribuent à la mortalité dans un certain nombre de conditions pathologiques. Plusieurs paramètres obtenus à partir d'un non-invasive, électrocardiogramme facilement obtenue (ECG) sont établis, bien validé les indicateurs pronostiques du risque cardiaque chez les patients souffrant d'un certain nombre de cardiomyopathies. Augmentation du rythme cardiaque, diminution de la variabilité du rythme cardiaque (HRV), et augmenté la durée et la variabilité de l'activité électrique cardiaque ventriculaire (intervalle QT) sont autant de signes d'amélioration du risque cardiaque ^1-4. Dans les modèles animaux, il est utile de comparer ces ECG variables dérivées et la susceptibilité à l'arythmie induite expérimentalement. La perfusion intraveineuse de l'agent de l'aconitine arythmogène a été largement utilisé pour évaluer la susceptibilité à l'arythmie dans une gamme de conditions expérimentales, y compris les modèles animaux de dépression et d'hypertension ^{5 6, 7} et après un exercice d'exposition aux polluants atmosphériques ^8, ainsi que la détermination de l'anti-arythmique l'efficacité des agents pharmacologiques ^9,10.

Il faut noter que la dispersion du QT chez les humains est une mesure de la variation de l'intervalle QT à travers le jeu complet de cordons d'une norme de l'ECG 12 dérivations. Par conséquent, la mesure de la dispersion du QT de l'ECG 2-plomb chez le rat décrite dans ce protocole est différent de celui calculé à partir de enregistrements ECG humain. Cela représente une limitation dans la traduction des données obtenues à partir de rongeurs à la médecine clinique humaine.

État de mal épileptique (SE) est une saisie ou une série de crises récurrentes en permanence de plus de 30 min ^{11,12 11,12,} et les résultats de la mortalité dans 20% des cas ^13. Beaucoup de personnes survivent à la SE, mais meurent dans les 30 jours ^14,15. Le mécanisme (s) de cette mortalité retardée n'est pas entièrement comprise. Il a été suggéré que des arythmies ventriculaires mortelles contribuer à beaucoup de ces décès ^14-17. En plus de SE, les patients présentant des convulsions récurrentes spontanément, l'épilepsie-dire, sont à risque de mort prématurée soudain et inattendu associé à l'épilepsie (MSIE) ^18. Comme avec SE, les mécanismes précis de médiateur MSIE ne sont pas connus. Il a été proposé que des anomalies ventriculaires et les arythmies résultant apporter une contribution significative ^18-22.

Pour étudier les mécanismes de saisie liés à la mort cardiaque, et l'efficacité des thérapies cardio, il est nécessaire d'obtenir à la fois des indicateurs ECG dérivés de risque et d'évaluer la susceptibilité à l'arythmie cardiaque dans des modèles animaux de troubles épileptiques ^23-25. Nous décrivons ici les méthodes d'implantation d'électrodes ECG chez le rat Sprague-Dawley de laboratoire (Rattus norvegicus), suite au SE, la collecte et l'analyse des enregistrements ECG, et l'induction d'une arythmie pendant la perfusion iv de l'aconitine.

Ces procédures peuvent être utilisées pour déterminer directement les relations entre l'ECG dérivés des mesures de l'activité électrique cardiaque et la susceptibilité aux arythmies ventriculaires chez des modèles de rats de troubles épileptiques, ou toutes pathologies associées à un risque accru de mort subite cardiaque.

Protocole

1. Matériaux de construction

1. Un cathéter jugulaire est construit à partir d'un morceau (100 mm) de tubes en polyéthylène PE-50, biseautés à une extrémité, puis rempli avec de l'héparine salines (50 U d'héparine / ml solution saline).
2. Les électrodes ECG sont construits à partir de deux longueurs 100 mm de fil d'argent isolé (30AWG). Une extrémité des deux fils est dépouillé et soudé à un microconnector, et l'isolation est tordu pour former un troisième fil qui est utilisé comme terrain. Cinq mm d'isolant est dépouillé de l'extrémité distale des fils et jetés.

2. L'implantation de cathéter veineux jugulaire

1. Anesthetize l'animal par administration d'uréthane, ip (1,2 g / kg).
2. Vérifiez régulièrement (intervalles de 10 min) profondeur de l'anesthésie en évaluant la réponse de retrait pédale et / ou les réflexes oculaires. Si nécessaire, compléter l'anesthésie.
3. Après l'animal est dans le plan approprié de l'anesthésie, raser le côté droit du cou de la clavicule au menton.
4. Faire une incision longitudinale (10-15 mm) dans la peau au-dessus de l'artère carotide et ouvrir l'incision.
5. En utilisant des techniques dissection, la propagation du muscle sous-jacent pour localiser et isoler la veine jugulaire droite.
6. Placez deux morceaux de soie chirurgicale (# 2) sous la veine jugulaire, et la position des sutures au niveau des portions plus rostrale et caudale de l'incision. Tie la ligature rostrale de mettre fin à circuler à travers la veine.
7. Retract la ligature caudale de soulever le navire au large des tissus sous-jacents et de faire une petite coupure. Ensuite, insérez l'extrémité biseautée de l'héparine-remplie (50 U / ml de sérum physiologique) du cathéter PE-50 en polyéthylène (100 mm de longueur), et de faire avancer la pointe d'environ 8 mm au niveau de l'oreillette droite.
8. Afin de sécuriser le cathéter, une cravate de la ligature caudale à la fois le navire et le cathéter. Enfin, fermer la plaie avec des pinces ou des plaies soit suture.
9. Au cours de l'implantation du cathéter, l'extrémité exposée est soit serré avec une pince hémostatique ou branché pour empêcher le reflux du sang avant l'attachement à une pompe à perfusion.

3. Implanter des électrodes CG

1. Placez l'animal sur son dos et se raser la poitrine.
2. Pour le placement des électrodes, faire deux incisions longitudinales (≈ 10 mm), un dans le coin supérieur droit et un dans les quadrants inférieurs gauche de la poitrine, et sans la peau recouvrant d'exposer les muscles thoraciques.
3. Suture l'un des exposés de 5 mm extrémités des électrodes d'argent-fil dans les muscles thoraciques dans chacune des zones exposées, et la place l'électrode de masse sous-cutanée.
4. Fermer les incisions avec des clips de la plaie et de brancher le microconnector dans le dispositif d'enregistrement.
5. Enveloppez l'animal sans serrer dans une serviette afin de maintenir la température du corps pendant la procédure.

4. Enregistrement ECG

sont faites en utilisant un système d'acquisition de données Powerlab et Macintosh ou matériel informatique / logiciels similaires (amplifié, 50X; filtrée, 1-1000 Hz).
1. Après une période de 20-30 minutes d'équilibration, d'enregistrer l'ECG pendant 20 min.

5. Induire arythmies ventriculaires

1. Joindre le cathéter jugulaire à une seringue à distance placée dans une pompe à perfusion programmable.
2. Initier la perfusion aconitine à un taux de délivrer une dose constante de 5 ug / kg / min pendant 7 minutes.
ventriculaire après ou à la fin de la période de perfusion, euthanasier l'animal en utilisant une procédure approuvée.

6. L'analyse de l'ECG

1. L'intervalle QT représente la durée totale de l'activité ventriculaire électrique. Fig. 1 montre un enregistrement de modèle d'ECG et de la durée de l'intervalle QT. Calculer le temps moyen entre le début de l'onde Q et la fin de l'onde T pour toutes les battements enregistrés sur un intervalle de cinq minutes a obtenu pendant la période de 20 minutes d'enregistrement.
2. Pour corriger l'intervalle QT des différences dans la fréquence cardiaque (QTc), utilisez la formule de Bazett, QTc = QT / (RR) ^½, Où RR est l'intervalle moyen entre deux battements. L'intervalle RR est calculé comme étant la durée entre successives ondes Q obtenues au cours de la période analysée.
3. La dispersion du QT (QTD) est calculé en soustrayant du QT minimale de l'intervalle QT maximum enregistré pour chaque animal.

7. Analyse de la variabilité du rythme cardiaque

(c'est à dire LabChart 7, ADInstruments, Inc) qui analysent la variabilité des intervalles RR obtenus pendant la période d'analyse sont utilisées pour le calcul automatisé de variance à la fois temporelle et / ou spectrale de la fréquence cardiaque.

8. Analyse de sensibilité à des arythmies ventriculaires

Calculer le temps de latence entre le début de la perfusion de l'aconitine à la contraction ventriculaire prématurée première (PVC, fig. 2, partie 1), la tachycardie ventriculaire (TV, fig, 2, Groupe 2) et une fibrillation ventriculaire (FV, fig. 2 Panel 3 ).

9. Les résultats représentatifs

Fig. 3 illustre une mesure de la VRC dans le domaine spectral (racine quadratique moyenne de l'écart-type de l'intervalle RR, RMSSD) chez les rats témoins et chez les animaux qui ont subi une SE, une semaine avant le test. Cette mesure de VRC, ce qui représente un changement de contrôle de la fonction cardiaque parasympathique ²⁶, Est significativement diminuée chez les animaux après état de mal épileptique. Fig. 4 montre que les deux l'intervalle QT corrigé (QTc, partie A) et la dispersion du QT (QTD, partie B) sont significativement augmentés de deux semaines après SE ²⁷. Pris ensemble, ces données prédisent que SE augmente le risque d'arythmie ventriculaire. Cette prédiction est confirmée par les résultats que les périodes de perfusion aconitine nécessaire pour induire l'arythmie expérimentale (PVC, VT, VF) observés dans ces études étaient significativement plus petits chez les animaux après SE (fig. 5) ²⁷.

Figure 1. Modèle ECG d'enregistrement d'un rythme cardiaque normal montrant P, QRS et des ondes T. L'intervalle QT est calculé comme le temps entre les lignes pointillées.

Figure 2. Panel 1) extrasystoles ventriculaires (ESV) sont isolés des contractions des ventricules (B) qui se produisent entre deux battements normaux (A). Enregistrements en PVC sont caractérisés par l'absence d'ondes P et T. 2 (VT) est une série de contractions ventriculaires multiples (C) qui se produisent sans battements intervenant normale (A). 3 (VF) est le manque de rythme discernable et aucune association entre le QRS et des ondes P (D).

Figure 3. La racine quadratique moyenne de l'écart-type (RMSSD; ms) de l'intervalle entre les battements cardiaques observés chez les rats témoins et chez les animaux subissant état de mal épileptique (SE) 1 semaine avant le test. ** P <0,01 par rapport au témoin.

Figure 4. Mean l'intervalle QT corrigé (Groupe A) et la dispersion du QT (Groupe B), calculée à partir d'enregistrements ECG provenant d'animaux de contrôle (Cont) et de rats subissant état de mal épileptique (SE) deux semaines avant le test. * P <0,05 par rapport à Cont. (Metcalf et al., Am. J. Physiol. Cœur et Circ 2009, Am Soc Physiol, utilisé avec la permission de ²⁷).

Figure 5. Latences (s) entre le début de la perfusion aconitine et la contraction premier extrasystoles ventriculaires (PVC), la tachycardie ventriculaire (TV), et la fibrillation ventriculaire (FV) chez les animaux témoins (suite) et les rats subissant état de mal épileptique (SE) deux semaines avant à des tests. * P <0,05, ** p <0,01 par rapport à Cont. (Metcalf et al., Am. J. Physiol. Cœur et Circ 2009, Am Soc Physiol, utilisé avec la permission de ²⁷).

Discussion

Deux aspects des procédures décrites sont d'une importance critique. Premièrement, le taux d'administration aconitine au cœur doit être équivalente dans les animaux. Cela nécessite de placement cohérente des conseils cathéter veineux jugulaire par rapport au cœur, et l'ajustement attentif de la vitesse de perfusion. Le taux d'accouchement à l'aconitine cœurs doivent être égaux afin d'évaluer correctement la survenue d'arythmies ventriculaires par rapport à la sensibilité altérée. Si la livrai...