Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.
1.FMT Imagerie
REMARQUE : Selon l’objectif expérimental, les cellules de glioblastome marquées par iRFP peuvent être surveillées in vivo avant, pendant ou après le traitement. À des fins d’imagerie, anesthésier les animaux à l’aide d’une chambre d’induction d’isoflurane, les maintenir dans une cassette d’imagerie pendant le balayage et imager dans la station d’accueil de l’imageur FMT.
- Retirez l’animal de la cage et placez-le dans la chambre d’induction de l’isoflurane. Fermez la chambre et allumez le débit d’oxygène et le vaporisateur à 3–5 %.
- Surveillez l’animal jusqu’à ce qu’il soit complètement anesthésié, généralement dans un délai de 1 à 2 minutes. Les animaux inconscients ne doivent pas répondre aux stimuli externes.
- Retirez l’animal anesthésié de la chambre et placez-le dans la cassette d’imagerie en plaçant d’abord l’adaptateur de tête, puis l’animal face vers le bas. Assurez-vous que la tête est située au centre de la cassette.
- Placez la plaque supérieure de la cassette sur le dessus et serrez les boutons de réglage jusqu’à 17 mm.
- Une fois que l’animal est bien fixé dans la cassette d’imagerie, passez à l’imagerie en insérant la cassette dans la station d’accueil interne de l’imageur FMT, où l’isoflurane est pompé pour maintenir l’animal anesthésié.
- Exécutez le logiciel de l’imageur et de l’analyseur en double-cliquant sur l’icône du logiciel.
- Dans la fenêtre « Onglet Expérimental », sélectionnez « Base de données » et « Groupe d’étude ».
- Allez dans la fenêtre « Onglet Numérisation » et sélectionnez le sujet de l’image en cliquant sur « Sélectionner le sujet ». Sélectionnez également le canal laser dans le panneau « Canal laser ». Pour les cellules marquées FP635, sélectionnez « canal laser 635 nm », et pour les cellules marquées FP720, sélectionnez « canal laser 680 nm ».
- Acquérez une image en cliquant sur l’option « Capturer » dans la fenêtre « Onglet Numérisation ». Ensuite, ajustez le champ de balayage en cliquant et en faisant glisser le champ de balayage dans l’image capturée vers un nombre déterminé d’emplacements sources, généralement dans 20 à 25 sources pour le côté ipsilatéral.
- Cochez l’option « Ajouter à la file d’attente de reconstruction » et cliquez sur « Scan » dans la fenêtre « Onglet Scan ».
- Attendez la fin de la numérisation, puis retirez la cassette d’imagerie de la station d’accueil.
- Retirez la plaque supérieure de la cassette et remettez l’animal dans la cage.
- Répétez les étapes 1.1 à 1.12 pour le reste des animaux.
2. Analyse d’images
- Dans le logiciel de l’imageur et de l’analyseur, sélectionnez la fenêtre « Onglet Analyse ».
- Chargez le jeu de données et le sujet à analyser en cliquant sur le bouton « + » dans le panneau « Sélection du jeu de données » de la fenêtre « Onglet Analyse ».
- Une fois l’image chargée dans la fenêtre « Onglet Analyse », effectuez l’analyse de la région d’intérêt (ROI) en sélectionnant l’icône ellipsoïde, située dans le coin supérieur gauche de la fenêtre « Onglet Analyse ».
- Réglez le seuil à zéro dans le panneau « données statistiques » en faisant un clic droit sur la colonne « seuil » dans la fenêtre « Onglet Analyse ».
- La valeur totale dans le panneau « Données statistiques » représente le signal des cellules de glioblastome marquées par fluorescence implantées dans le cerveau de la souris.
- Répétez les étapes 2.2 à 2.4 pour le reste des animaux. Chargez ou supprimez un nouveau sujet en cliquant sur le bouton « + » ou « – », respectivement, dans le panneau « Sélection du jeu de données » de la fenêtre « Onglet Analyse ».
