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Article de méthode

Roux-en-Y Opération Bypass gastrique chez le rat

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DOI :

10.3791/3940

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11 juin 2012

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University Hospital Zürich, 2Zürich Centre for Integrative Human Physiology, University of Zürich, 3Institute of Veterinary Physiology, Vetsuisse Faculty, University of Zürich, 4Imperial Weight Centre, Department of Investigative Medicine, Imperial College London

Dans cet article

Résumé

De nombreuses études utilisant des modèles de rats de dérivation gastrique ont été récemment menées pour découvrir les mécanismes physiologiques sous-jacents de Roux-en-Y des opérations de pontage gastrique. Cet article vise à démontrer et discuter des détails techniques et expérimentales de notre modèle de dérivation gastrique du rat publié à comprendre les avantages et les limites de cet outil expérimental.

Résumé

Actuellement, la thérapie la plus efficace pour le traitement de l'obésité morbide pour induire significative et maintenu une perte de poids avec un avantage de mortalité est de 1,2 éprouvée la chirurgie bariatrique. Par conséquent, il ya eu une augmentation régulière du nombre d'opérations bariatriques pratiquées dans le monde ces dernières années avec le Roux-en-Y bypass gastrique (by-pass gastrique) étant le plus souvent effectué l'opération 3. Dans ce contexte, il est important de comprendre les mécanismes physiologiques par lesquels le pontage gastrique induit et maintient la perte de poids corporel. Ces mécanismes sont pas encore entièrement compris, mais peut inclure réduire la faim et de satiété augmenté 4,5, augmentation des dépenses énergétiques 6,7, de préférence modifiées pour des aliments riches en graisses et en sucres 8,9, le sel et modifié traitement de l'eau du rein 10 comme ainsi que des modifications dans 11 microbiote intestinal. Ces changements observés après bypass gastrique peut au moins en partie provenir de la façon dontla chirurgie modifie le milieu hormonal, car le bypass gastrique augmente la libération post-prandiale du peptide-YY (PYY) et le glucagon-like-peptide-1 (GLP-1), les hormones qui sont libérées par l'intestin en présence de nutriments et qui réduisent les manger 12.

Au cours des deux dernières décennies de nombreuses études sur des rats ont été menées pour étudier plus avant les changements physiologiques après un pontage gastrique. Le modèle de pontage gastrique chez le rat s'est avérée être un outil précieux expérimentale au pas comme il suit de près le profil de temps et de l'ampleur de la perte de poids de l'homme, mais aussi permet aux chercheurs de contrôler et de manipuler des facteurs critiques anatomiques et physiologiques, y compris l'utilisation de contrôles appropriés. Par conséquent, il ya un large éventail de modèles de rats pontage gastrique disponibles dans la documentation examinée plus en détail ailleurs dans 13-15. La description de la technique chirurgicale exacte de ces modèles est très variable et diffère, par exemple en termes de taille de pochette, un membrelongueurs, et la préservation du nerf vagal. Si indiqué, les taux de mortalité semblent aller de 0 à 35% 15. En outre, la chirurgie a été effectuée presque exclusivement chez les rats mâles de souches et d'âges différents. Régimes pré-et post-opératoire variait aussi considérablement.

Variations techniques et expérimentales dans les modèles gastriques publiés rat de contournement compliquer la comparaison et l'identification des potentiels mécanismes physiologiques impliqués dans le bypass gastrique. Il n'ya pas de preuve claire que n'importe lequel de ces modèles est supérieur, mais il ya un besoin émergent pour la normalisation de la procédure pour obtenir des données cohérentes et comparables. Cet article vise donc à résumer et à discuter des détails techniques et expérimentales de notre modèle précédemment validé et publié le bypass gastrique chez le rat.

Protocole

1. Soins préopératoires

  1. Retirer les aliments du rat durant la nuit avant la chirurgie.
  2. Induire une anesthésie dans la chambre avec un débit isoflurane et O2 4-5% de 2 l / min.
  3. Rasage l'abdomen du sternum au bassin à l'aide de rasoir électrique.
  4. Placez rat anesthésié en décubitus dorsal sur un coussin chauffant isotherme.
  5. Appliquer une pommade ophtalmique (Vitagel) avant de placer le museau des rats dans les coiffe.
  6. Maintenir l'anesthésie avec la concentration d'isoflurane de 2-3% et le débit d'O2 de 2 l / min.
  7. Désinfectez la peau à la Bétadine-Solution.
  8. Confirmez profondeur de l'anesthésie avec une pincée pince entre les doigts de la patte arrière.
  9. Administrer 5,7 mg / kg par voie intrapéritonéale enrofloxacine que l'antibioprophylaxie péri-opératoire, et 1 mg / kg Flunixine pour l'analgésie.

2. Laparotomie médiane

  1. Effectuer une incision médiane en utilisant un scalpel à partir juste en dessous de processus xyphoïde (lame n ° 10).
  2. Mobiliser la peau de la circonférence underlying muscles abdominaux avec des ciseaux de Metzenbaum.
  3. Ouvrez la cavité abdominale.
  4. Installez écarteurs pour faciliter l'exposition optimale du champ opératoire.

3. Biliopancréatique et Limb Alimentary

  1. Identifier où le jéjunum proximal duodénum ou passe sous le côlon.
  2. Transect de l'intestin grêle d'environ 10 cm d'ici et d'aborally ligaturer les deux extrémités de l'intestin (PDS 5-0).
  3. Placez moignon proximal des deux extrémités dans le quadrant supérieur gauche de l'abdomen comme il sera plus tard utilisés pour former la branche biliopancréatique de Roux-en-Y reconstruction.
  4. Placez moignon distal des deux extrémités dans le quadrant supérieur droit de l'abdomen comme il sera plus tard utilisés pour former la branche alimentaire de Roux-en-Y reconstruction.

4. Jéjuno-jéjunostomie

  1. Identifier le caecum avec vanne ileocoecal et de l'iléon.
  2. Suivez l'iléon par voie orale pendant environ 25 cm. La jéjuno-Jéjunostomie sera placé ici comme point de départde la voie commune de Roux-en-Y reconstruction.
  3. Récupérer membre biliopancréatique de quadrant supérieur gauche de l'abdomen et le positionner à côté de canal commun où vous prévoyez d'effectuer jéjuno-jéjunostomie.
  4. Membre biliopancréatique sécurisé et le canal commun avec la rétention de point (PDS 6-0).
  5. Incisez les deux boucles plus d'environ 10 mm en utilisant des ciseaux micro.
  6. Créer jéjuno-jéjunostomie en effectuant un côté à l'anastomose en utilisant des sutures interrompues (PDS 6-0).
  7. D'abord côté complet dorsale, puis la face ventrale de l'anastomose.

5. Poche gastrique

  1. Identifier la jonction gastro-œsophagien.
  2. Mobiliser ce domaine en disséquant ligaments gastro-hépatiques et gastro-splénique l'aide de ciseaux de Metzenbaum.
  3. Déplacer à gauche artère gastrique et les fibres vagales de gauche par-oesophagien faisceau latéralement pour éviter saignements majeurs et des dommages du nerf vague lorsque la petite poche gastrique est créée.
  4. Exposer gastro-œsophagien junction en plaçant un coton-tige rétro-oesophageally.
  5. Coaguler petits vaisseaux de l'estomac frontal à l'aide de dispositif de cautérisation disponible dans le commerce - aussi pour éviter des saignements.
  6. Sectionner l'estomac d'environ 5 mm au-dessous de jonction gastro-oesophagienne créer poche gastrique d'une taille de pas plus de 2-3% de la taille d'origine en utilisant l'estomac délicats, des ciseaux courbes.
  7. Fermer gastrique reste (PDS 5-0).

6. Gastro-jéjunostomie

  1. Récupérer branche alimentaire du quadrant supérieur droit de l'abdomen et le positionner à côté de la poche gastrique.
  2. Créer gastro-Jéjunostomie en effectuant bout-à-côte anastomose (PDS 7-0).
  3. Première partie arrière complète, puis face avant de l'anastomose.

7. Fermeture abdominale

  1. Réduire l'anesthésie en réduisant la concentration d'isoflurane à 1,5%.
  2. Fermez la couche musculaire de la paroi abdominale en utilisant des sutures continues (PDS 4-0).
  3. Administrer 100 ul de 0,3 mg / mlsolution la buprénorphine sous-cutanée pour l'analgésie.
  4. Continuer à réduire la concentration d'isoflurane à 1%.
  5. Fermer la peau avec des sutures interrompues (Vicryl 4-0).

8. Soins post-opératoires

  1. Arrêtez l'isoflurane et de continuer avec O2.
  2. Administrer 5 ml de sérum physiologique chaud pour le remplacement du fluide dans les dépôts sous-cutanés trois.
  3. Position du rat sous une lumière rouge jusqu'à la guérison complète.
  4. Retour chez le rat en cage à la maison.

9. Les résultats représentatifs

Animaux et le logement

Des rats Wistar mâles (Harlan Laboratories Inc, Blackthorn, Royaume-Uni;. Elevage Janvier, Le Genest-Saint-Isle, France) pesant entre 350 et 500 g ont été logés individuellement en vertu d'un 12 h / 12 h cycle lumière-obscurité à une température ambiante de 21 ± 2 ° C. L'eau et le niveau chow étaient disponibles ad libitum, sauf indication contraire. Toutes les expériences ont été effectuées en vertu d'une licence délivrée par l'Offi AccueilCE, Royaume-Uni (PL70-6669) ou approuvé par l'Office vétérinaire du canton de Zurich, en Suisse. Tous les rats ont été donné une semaine d'acclimatation avant d'être randomisés pour le bypass gastrique ou fictive-opération. Après la chirurgie, les rats ont reçu diète liquide pendant 3 jours avant que l'accès à la normale chow a été réinstallé.

Le poids corporel

Les données de notre modèle de dérivation gastrique chez le rat sont conformes aux constatations précédentes que la chirurgie de pontage gastrique est efficace pour réduire le poids corporel et surtout à maintenir la perte de poids corporel (figure 2). Moyenne de poids corporel pré-opératoire des rats utilisés pour le pontage gastrique et simulacres des opérations a été similaire (simulacre: 433,4 ± 8,3 g vs pontage: 420,7 ± 8,4 g, p = 0,28). Cinq jours après la chirurgie opérés de manière fictive contrôles pesé significativement plus par rapport à des rats bypass gastrique (trompe-l'œil: 422,2 ± 8,3 g vs pontage: 374,7 ± 7,6 g, p <0,001). Le jour postopératoire 60, différence de poids corporel était de près de 170 g (simulacre: 533,2 ± 8,1 g vs pontage: 366,2 ± 10,8 g, p <0,001).

L'apport alimentaire

L'apport alimentaire suivi une évolution similaire que le poids du corps et a été réduite chez les rats bypass gastrique par rapport à des rats opérés de manière fictive nourris ad libitum. La figure 3 montre l'apport alimentaire quotidien moyen pour les deux groupes (jour postopératoire 1-60). La ration alimentaire quotidienne était toujours plus faible après un pontage gastrique (trompe-l'œil: 29,9 ± 0,2 g vs pontage: 25,7 ± 0,3 g, p <0,001).

Gut hormones

Le sang de tous les rats ont été recueillis le jour de 8,16 fin de l'étude. Les animaux ont accès ad libitum des aliments la veille et ont été décapités au début du cycle de la lumière au premier jour postopératoire 60. Du sang a été obtenu, immédiatement centrifugé à 3000 rpm pendant 10 minutes à 4 ° C, et stocké à -20 ° C jusqu'à ce que les échantillons ont été dosés en double exemplaire, en un seul passage. PYY immunoréactivité semblable était measured avec un dosage radio-immunologique spécifique et sensible, qui mesure, à la fois sur toute la longueur (PYY1-36) et le fragment (-PYY3 36). GLP-1 a été mesurée par établie dans les maisons radioimmunologiques 17,18. Les différences dans l'apport alimentaire peut s'expliquer en partie par une augmentation des concentrations plasmatiques postprandiales de peptide YY (PYY) et le glucagon-like peptide 1 (GLP-1) que les rats ont montré des niveaux bypass gastrique significativement plus élevés pour PYY (trompe-l'œil: 26 ± 2 pmol / L vs . de dérivation: 141 ± 14 pmol / L, p <0,001) et le GLP-1 (trompe-l'œil: 40 ± 5 pmol / L vs pontage: 215 ± 23 pmol / L, p <0,001; Figure 4).

figure-protocol-1
Figure 1. L'anatomie bypass gastrique. Illustration schématique de l'anatomie de l'intestin grêle avant (A) et après (B) l'opération de dérivation gastrique. Les différentes nuances de rouge d'environ représentent des segments correspondants de l'intestin grêle avec le rouge moyen représentant l'intestin antérieur(Duodénum estomac oesophage, et le jéjunum proximal), la lumière rouge qui représente l'intestin moyen (jéjunum proximal et mi, l'iléon proximal) et le rouge foncé représentant le gros intestin (l'iléon, le caecum).

figure-protocol-2
Figure 2. . Perte de poids corporel après un pontage gastrique chez le rat changement de poids corporel pour un groupe représentatif de rats après un pontage gastrique (-) (n = 52) et les rats opérés de manière fictive (-) (n = 52) à travers une période d'observation de la 60 jours. Les données ont été regroupées à partir de publications antérieures 6,8-10 et sont présentées comme des valeurs moyennes ± SEM (*** = p <0,001).

figure-protocol-3
Figure 3. Ration alimentaire moyenne après la chirurgie de pontage gastrique chez le rat. La ration alimentaire moyenne d'un groupe représentatif de rats après un pontage gastrique (noir, n = 52) et les rats opérés de manière fictive (blanc, n = 52) à travers unpériode post-opératoire de 60 jours. Les données ont été regroupées à partir de publications antérieures 6,8-10 et sont présentées comme des valeurs moyennes ± SEM.

figure-protocol-4
Figure 4. Postprandiale PYY et GLP-1 les taux sériques après une chirurgie de pontage gastrique chez le rat. Postprandiale PYY et le niveau du GLP-1 sérique chez les rats bypass gastrique (noir, n = 18) et les rats opérés de manière fictive (blanc, n = 22). Les données ont été regroupées à partir de publications antérieures 8,16 et sont présentées comme des valeurs moyennes ± SEM.

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Discussion

La procédure de Roux-en-Y bypass gastrique chez l'homme a d'abord été décrite par Mason en 1967 et modifié à sa forme actuelle par Torres en 1983 19. Actuellement, la procédure se compose d'une petite poche gastrique et la dérivation de l'intestin grêle proximal. Une représentation schématique de l'anatomie pré-et postopératoire est donnée à la figure 1.

Le bypass gastrique chez l'homme induit et maintient la perte de poids d'environ 15...

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Déclarations de divulgation

Pas de conflits d'intérêt déclarés.

Remerciements

Marco Bueter et Florian Seyfried ont été pris en charge par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG). Thomas Lutz A a été soutenue par le Fonds national suisse de recherche scientifique (FNS). Marco Bueter et Thomas A. Lutz en outre bénéficier d'un financement de l'Institut national de la santé (NIH) et du Centre de Zurich pour la physiologie humaine intégrative (ZIHP) Carel W le Roux a été soutenu par un ministère de la bourse de scientifique clinicien de la santé. Imperial College de Londres reçoit le soutien du régime INDH recherche biomédicale financement du Centre.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Nom générique Nom de marque Entreprise Numéro de catalogue
L'enrofloxacine Baytril 2,5% Provet AG 1036
Flunixine Finadyne Graeub 908040
Buprénorphine Temgésic Reckitt Benckiser 138976
L'isoflurane IsoFlo Graeub 902035
La vitamine A Vitagel Bausch & Lomb 690
Solution d'iode Betadine Mundipharma 111141
NaCl 0,9% NaCl 0,9% B. Braun 534534

Tableau 1. Drogues.

Nom Taille Entreprise Numéro de catalogue
PDS II 4-0 Ethicon Z924H
PDS II 5-0 Ethicon Z925H
PDS II 6-0 Ethicon PUU2971E
PDS II 7-0 Ethicon Z1370E
Vicryl 4-0 Ethicon V451H

Tableau 2. Sutures.

Nom Entreprise Numéro de catalogue
Scalpel manche n ° 3 Aesculap BB073R
Pas de lames de bistouri. 10 Swann-Morton 0301
Porte-aiguille Aesculap BM124R
Pince tissus Aesculap BD555R
Ciseaux de Metzenbaum, droite Aesculap BC022R
Ciseaux de Metzenbaum, courbé Aesculap BC023R
Des ciseaux courbes délicates, Aesculap BC061R
Pinces hémostatiques, courbé Aesculap BH109R
Pinces hémostatiques, des courbes, des dents 1x2 Aesculap BH121R
Probe, à double extrémité Aesculap BN113R
Porte-aiguille de micro Aesculap FM 541R
Micro pince Aesculap FM571R
Ciseaux Micro Aesculap FM470R
Cautérisation oeil jetable John Weiss international 0111122
Cotons-tiges Hartmann AG 9679369

Tableau 3. Matériel chirurgical.

Références

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